We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. O ensaio CAFÉ NOTA: O ensaio é composto por três componentes: um frasco experimental, uma tampa específica e capilares micro. Uma caixa de plástico com tampa é utilizado para transportar os frascos preparados e para controlar a humidade de forma mais eficiente. <ol><li> Usar um Drosophila melanogaster frasco de cultura de plástico (opcional 8 centímetros de altura, 3,3 cm de diâmetro) na forma de um tubo para o ensaio. </li><li> Fecha-se o frasco com uma tampa de Plexiglas fabricadas contendo um O-ring (Figuras 1A, 1B). Carga voa tocando ou com um maçarico através da abertura da tampa central (0,9 cm de diâmetro), que também permite a circulação de ar e de água, e fechar o buraco com uma rolha de esponja. Seis aberturas cónicas menores (0,4 cm de diâmetro superior, diâmetro interno de 0,3 cm) cercam o furo central e encaixar as pontas de pipeta de 2-20 volume de mL para manter os vasos capilares no lugar. (Ver figuras suplementares para detalhes técnicos do tampa.) NOTA: O usode uma rolha de esponja com aberturas para os capilares em vez da tampa feito por encomenda utilizado no nosso manuscrito é possível. Nossa tampa personalizado permite o manuseio seguro dos frascos preparados minimizando o risco de capilares caindo. </li><li> Para apresentar o alimento líquido, usar 5 microcapilares ul com 1 marcas mL. Posicionar os capilares cónicos nas aberturas na tampa, cortando o topo de um 2 - ponta de pipeta 20 ul e a inserção da ponta para o buraco (Figura 1B, marcado com borda vermelha). Para evitar moscas de escapar, inserir um sem cortes 2-20 mL ponta da pipeta na mesma abertura. </li><li> Para lidar com segurança com vários frascos preparados, colocá-los em uma caixa de plástico com uma incrustação em grade (Figura 2A). </li></ol> 2. Preparação de Moscas <ol><li> Manter moscas em alimentos padrão a 25 ° C, 60% de humidade relativa e um / 12 h ciclo de luz-escuro de 12 h. </li><li> Para controlar condições de criação, introduzir 35 fêmeas virgens umD 15 machos para cada grupo experimental para um frasco de cultura de plástico (9,8 centímetros de altura, 4,8 cm de diâmetro) contendo 50 mL fly alimentos. Permitir moscas colocar ovos para os primeiros 3 dias, em seguida, transferir adulto voa para frascos de alimentos frescos e deixá-los põem ovos por mais dois dias. Após este repetir a transferência de novo. adulto descarte voa depois de mais 2 dias. </li><li> Como a ingestão de alimentos depende do tamanho da mosca, determinar o peso de um grupo de 100 moscas por anestesiar 2- a mediana de 3 dias de idade, utilizando uma almofada moscas mosca CO 2 e juntá-las num tubo de plástico de 1,5 ml e com um padrão de medição escala de laboratório. Determinar o peso líquido de pelo menos quatro grupos de moscas independentes classificadas por sexo (Tabela 1); usar o peso para calcular mL consumo de alimentos per mg mosca. Utilizar o valor para determinar a quantidade de comida que alimenta uma única mosca por experiência e ajustar o número de capilares cheios de alimentos de acordo com a evitar o esvaziamento dos capilares através da alimentação. <ol><li> Para um ensaio de 3 h, a utilização20 moscas e duas capilares cheios. Para uma experiência a longo prazo (&gt; 3 h e até 9 dias), utilizar um grupo de oito moscas com um fornecimento de quatro capilares cheios (resultados fiáveis ​​não pode ser obtida com menos do que oito moscas nas condições descritas). </li></ol></li><li> Moscas separados em grupos (8 ou 20 moscas) após a medição de peso sob exposição ao CO 2. Transferir o grupo para um novo frasco de comida (contendo 15 mL de alimentos padrão) para permitir a recuperação a partir de CO 2 sedação durante 48 h antes da experiência. Use moscas de 4 a 6 dias de idade para o ensaio CAFÉ. </li><li> Como moscas não sedentos de tipo selvagem alimentar apenas marginalmente 19, 21, pré-starve voa para 3 h experiências de alimentação. Sem o jejum é necessário quando o consumo de alimentos é monitorado ao longo de vários dias. Para jejum, moscas transferência de 16 a 20 horas antes do teste batendo suavemente-los para um frasco contendo apenas um diâmetro dobrado de papel de filtro de 45 mm humedecido com ~ 0,5 mL DDH2 O (bidestilada água), e fechar com uma tampa ensaio CAFE conectado. </li></ol> 3. Preparação de alimentos líquidos <ol><li> Prepara-se uma (10%, w / v) de 3 M de solução de estoque de sacarose, preenchendo 102,6 g de sacarose (C 12 H 22 O 11) a 100 mL de ddH 2 O. Pipeta 3 ul, 33 ul, 333 ul, 3,3 mL e 6,6 mL da solução de reserva para um tubo de plástico de 15 mL; Adicionar 2 ml de corante alimentar (para o vermelho: Cochonilha [E124]; para o azul: carmim índigo [E132]) e preencher a 10 mL com DDH 2 O. As concentrações resultantes são 0,001, 0,01, 0,1, 1 e 2 M de sacarose . NOTA: O corante alimentar permite visualizar o menisco mais facilmente. No entanto, o corante pode ter um impacto sobre a ingestão de alimentos. Para evitar uma tendência devida ao corante dispensar o corante alimentar ou ao acaso, a utilização de corantes para as amostras de alimentos durante a experiência e os grupos. </li><li> Para testar para o álcool preferência pipeta 333 uL da solução de stock 3 M de sacarose num tubo de plástico de 15 mL.Adicionar 1,5 mL (2,3 ml) de 100% de EtOH (etanol) e adiciona-se ddH2O até 10 mL para resultar em 15% (0,25 mM) e um 23% (0,39 mM) soluções de trabalho. </li><li> Mantenha soluções estoque a -20 ° C e soluções de trabalho a 4 ° C; utilizar no prazo de 1 semana. </li><li> Encha até 10 capilares, ao mesmo tempo com uma solução alimentar colorido, por força de capilaridade. Inserir as extremidades dos capilares para a solução de sacarose (segurando os capilares com um ângulo de 45 ° em relação à solução). Pare se o líquido atinge o topo (5 mL) marca do capilar e remover o excesso de solução no exterior e no interior com papel de seda. </li></ol> 4. Montagem e realização do ensaio capilar alimentador <ol><li> Se o jejum não é necessário, transferir as moscas experimentais para o ensaio tocando ou blow-pipe. Certifique-se de incluir três frascos de controlo sem moscas para quantificar evaporação. </li><li> Remova cuidadosamente uma ponteira (2-20 volume de mL), que está fechando uma das abertu exteriorgs, e inserir um capilar de vidro, na base da pirâmide preenchido em primeiro lugar. Fixar o capilar, colocando a ponta da pipeta de volta ao lado do capilar. Se várias soluções alimentares estão sendo testados, repita esse procedimento em conformidade. </li><li> Coloque o capilar termina dentro de todos os frascos com o mesmo nível de prevenção de erros que poderiam ocorrer se as fontes de alimento foram localizados em diferentes alturas (3 - 4 cm da tampa); manter uma distância para o papel de filtro para impedir que o capilar de vazamento por acidentalmente tocar o papel de filtro ou diferentes viscosidades de fontes de alimento. </li><li> Rotular a extremidade superior do líquido colorido usando uma caneta marcador (ponto de início). Para garantir que os diferentes capilares podem ser identificados, classificá-los individualmente através de um código de cor ou de distribuição. </li><li> Coloque vários ensaios de CAFÉ preparados dentro de uma caixa de plástico com incrustações em grade e transferir a caixa (Figura 2A) para uma posição segura em condições de laboratório ou em uma com temperatura, clim luz e humidade controladasComeram câmara (parâmetros: 25 ° C, 60% de humidade relativa, 12 h / 12 h ciclo de luz-escuridão) durante o período experimental (por exemplo, 3 horas ou dias). </li><li> Como papel de filtro inferior resseca, se o ensaio for realizado ao longo de vários dias, aplique água fresca a cada 24 h através do bung esponja (100 mL) para manter constante umidade no interior do ensaio. Use quatro frascos separados (8 centímetros de altura, 3,3 cm de diâmetro) preenchidos com 30 mL DDH 2 O como dispositivos de umidade e colocá-los ao lado dos ensaios de café em caixa de plástico. Use uma tampa da caixa de plástico para criar um ambiente de humidade controlada durante o experimento (Figura 2A). NOTA: variabilidade Broader ocorre sob condições de laboratório; no entanto, é viável para realizar o ensaio do café na temperatura ambiente (por ex., numa sala de aula). O uso de um dispositivo de humidificação (papel de filtro, com ou sem um tampão de esponja molhada, frascos cheios de água e tampa da caixa de plástico) é altamente recomendável para diminuir a evaporação ( <strong&gt; Figura 2B). </li><li> Substitua os capilares com os recém-cheias para experimentos de longa duração a cada 24 h. Anote moscas mortas antes de cada intervalo de 24 h e usar o número de moscas vivas para calcular o consumo per fly para o período seguinte. Descartar as velhas capilares depois de medir o declínio do menisco (ver 5.1). NOTA: Durante a 3 h experimento que quase não ver qualquer moscas mortas. Durante um estudo 4 dias que geralmente encontrar 1 - 3 moscas mortas. </li><li> No final do ensaio, antes de substituir o capilar, marcar o menisco inferior do tubo capilar (marca final), com uma caneta de marcador, enquanto o ensaio CAFÉ ainda está na posição vertical. Descarte os dados se end marca não está abaixo da marca inicial (ponto de início). Não retire a tampa, pois isso pode alterar o menisco. </li><li> Remova cuidadosamente os capilares a partir do ensaio e armazená-los para coleta de dados. Verificar se o líquido no interior do capilar alcançada a extremidade inferior se não discard os dados, como comida não era acessível para as moscas. Recolha todos os capilares por frasco como um grupo. Insira as pontas de pipeta sem cortes em todas as aberturas para evitar moscas de escapar. Desmantelar a instalação e lavar os frascos, tampas e tampões de esponja em um banho de sabão e secar durante a noite à temperatura ambiente para uso posterior. NOTA: As moscas podem ser ainda analisados ​​após o ensaio. Confirmar a absorção de alimentos pelo olho ou sob um microscópio de dissecação. </li><li> experiências repetidas com os mesmos genótipos em pelo menos três dias diferentes. </li></ol> 5. Recolha e Análise de Dados <ol><li> Meça a distância entre o início eo fim marca marca no capilar usando uma pinça ou uma régua. Para transferir dados diretamente para uma planilha, use um cabo USB (Universal Serial Bus) ligado paquímetro digital (Figura 1E). Descartar os capilares após a medição. </li><li> Conta de tamanho capilar para calcular a absorção de alimentos ou evaporação. Por exemplo, considere uma tampaIllary que é de 73 mm de comprimento e contém 5 uL de solução de alimentação. Uma diminuição 14,6 milímetros no menisco reflecte a absorção de uma solução uL. Calcular a absorção de alimentos com a seguinte fórmula: a absorção de alimentos (L) = distância medida (mm) / 14,6 mm </li><li> Para excluir o efeito de evaporação na ingestão de alimentos, calcular média de evaporação nos frascos de controlo de três (no mínimo) sem moscas. Subtrair este valor médio a partir do valor obtido para o consumo de alimentos pelas moscas. </li><li> Use a seguinte fórmula para determinar o consumo total por mosca: consumo de alimentos (L) = (Food captação [mL] - perda por evaporação [mL]) / número total de moscas no frasco. Para longo prazo experiências utilizar o número de moscas vivas antes do início do intervalo de 24 h. </li><li> Para explicar as diferenças no tamanho do corpo, como entre moscas macho e fêmea, normalizar o consumo de alimentos com o peso corporal (mL alimentos / mg fly). </li><li> Use um software estatístico para análise de dados. por normaDados aliado distribuídos, -Testes T uso do aluno para determinar as diferenças entre dois grupos de moscas, e usar ANOVA (análise de variância) com testes post hoc Tukey Cramer por mais de dois grupos. Em uma situação de escolha, analisar as diferenças de escolha aleatória usando um teste não paramétrico sinal de uma amostragem. </li></ol>

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Os autores não têm nada a revelar.

O relatório descreve o ensaio CAFE de forma passo-a-passo, com foco na configuração técnica e seu bom desempenho em laboratório. Devido à sua simplicidade, este ensaio também pode ser utilizado como um experimento educacional escola. Os exemplos mostram que o ensaio permite investigação de detecção de alimentos, preferência e consumo em Drosophila melanogaster durante períodos de tempo curtos e mais longos (horas ou dias). O ensaio CAFE tem sido amplamente utilizada no campo para investigar assunto...

Comer é essencial; no entanto, a desregulamentação da ingestão de alimentos, resultando em transtornos alimentares como bulimia, anorexia ou a tendência geral para comer demais implica custos para os indivíduos ea sociedade 1, 2, 3. O objetivo da presente pesquisa é descobrir mecanismos de regulação da ingestão de alimentos e para fornecer uma estratégia de evasão à formação de desordem. Numerosos estudos utilizando modelos de organismos de mamíferos têm proporcionado novas perspectivas de o circuito eo papel dos sistemas de sinalização em distúrbios 4, 5, 6 comer. No entanto, o nosso conhecimento das bases neuronais e moleculares subjacentes a estes transtornos permanece longe de ser completa. Nos últimos anos, a mosca da fruta Drosophila melanogaster tornou-se um sistema valioso modelo para desvendar idéias mecanicistas básicas para a regulamentação da metabolism 7, 8, 9. O ensaio capilar alimentador (CAFE) Drosophila melanogaster foi criado no laboratório de Seymour Benzer, em 2007, inspirado por um trabalho anterior de Dethier no blowfly 10, 11. O ensaio CAFE tornou possível medir diretamente a ingestão de alimentos em Drosophila melanogaster. Neste sistema de teste comportamental, moscas se alimentam de alimento líquido fornecido em capilares de vidro graduada colocada dentro de um frasco. O declínio do menisco capilar indica perda de solução alimentar através de evaporação e consumo de alimentos. Determinar a velocidade de evaporação por frascos sem moscas permite a quantificação precisa do consumo de alimentos. O ensaio CAFE é um dos vários paradigmas comportamentais usados para medir a alimentação em Drosophila melanogaster e os investigadores têm de escolher o mais adequado para a sua específicaquestão. A decisão de usar um determinado ensaio deve considerar os seguintes pontos: a natureza do alimento fornecido; a condição de alimentação; a medição da ingestão ou absorção de nutrientes e investigação consumo de alimentos ou a resposta aos alimentos. O ensaio CAFE, conforme descrito neste relatório é ideal para seguir a ingestão de alimentos de uma fonte de alimento líquido sob uma condição de alimentação vertical. Alternativamente, a ingestão de alimento pode ser medida por um grupo de mosca em uma fonte de alimento colorido num frasco ou numa placa. As moscas são normalmente mortos ou anestesiados após a alimentação e a quantidade de corante ingerida é determinada por espectrometria ou inspeção visual do abdômen manchada. Moscas iniciar a excretar o alimento ingerido apenas 30 minutos após a ingestão, por conseguinte, esta abordagem é difícil de usar, para a análise de mais comportamentos alimentação contínua 12, 13. Em contraste moscas são mantidas intactas quando corante absorvívels com traçadores radioativos são usados e seu consumo de radioisótopo é marcado num contador de cintilação 14, 15. Absorção do marcador radioactivo pelo sistema digestivo mosca torna a longo prazo de medição possível a absorção de alimentos, mas pode levar a uma subestimação do consumo devido a moléculas não absorvido e excretado marcadoras. Outra abordagem para medir a resposta ao alimento em Drosophila melanogaster, é a resposta extensão tromba (PER), o que normalmente ocorre durante a ingestão de alimentos 16. Este método elegante mede a resposta inicial a um estímulo comida, mas não grava a quantidade de ingestão. A ingestão de alimentos é ajustado dinamicamente durante a alimentação usando vários sinais de retorno pós-digestivos que são fundamentais para a regulação da alimentação 17, 18. Várias tentativas têm sido feitas nos últimos anos para a recolha de dados semi-Automate no ensaio PER <s-se class = &quot;xref&quot;&gt; 19, 20. O PER é detectado por uma almofada eléctrica ou uma combinação de eléctrodos e contados através do computador. Combinando o ensaio PER com captação do radioisótopo revelou que este ensaio é limitada pela baixa sensibilidade para a detecção de diferenças de alimentação quantidade 18. O ensaio manual de alimentação (MAFE) 21, em que uma mosca é alimentada manualmente com um capilar de vidro, foi recentemente desenvolvido para medir a absorção de alimentos num único mosca imobilizada. O ensaio MAFE elimina as interferências de A alimentar e de alimentação de iniciação e tem uma resolução de tempo de segundos, e iniciação de PER e consumo de alimentos pode ser controlada de forma independente no ensaio. No entanto, a maneira em que a imobilização da mosca afecta determinados aspectos do comportamento alimentar (por exemplo, locomoção, motivação) tem ainda de ser investigada. Para excelentes críticas comparativas de ensaios diferentes para medir o consumo de alimentos em Drosophila melanogaster e ajudar os investigadores encontrar o caminho mais adequado, ver os relatórios por Deshpande e Marx 13, 22. O ensaio CAFÉ evita algumas das desvantagens de outros ensaios descritos acima e combina a simplicidade de utilização com medição fiável da ingestão de alimentos. Aqui, uma descrição detalhada do ensaio CAFE é fornecido e nós mostrar uma modificação configuração simples para reduzir a evaporação. Os resultados representativos, incluindo um ensaio de dois alimentos escolha (curto e longo prazo) e a absorção de sacarose de moscas é demonstrada. Na discussão, comparamos nosso método descrito com formas alternativas de realizar o ensaio CAFE, e destacar potenciais limitações.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="582">
	<tbody>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;width:161px;">Vials (breeding)</td>
			<td style="width:117px;">Greiner Bio-One</td>
			<td style="width:123px;">960177</td>
			<td style="width:183px;">www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>217101</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td>Plastime</td>
			<td>353</td>
			<td>www.plastime.it</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td>BLAUBRAND&#160;</td>
			<td>REF 7087 07</td>
			<td>www.brand.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>771290</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>10 311 804</td>
			<td>www.sigmaaldrich.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>www.applichem.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>20,821,330</td>
			<td>www.vwr.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10027</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10030</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td>CVH</td>
			<td>103220</td>
			<td>www.cvh.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td>GARANT</td>
			<td>412,616</td>
			<td>www.hoffmann-group.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (breeding)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Produced in university workshop, technical drawing supplied</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dimensions (37 x29 x18 cm)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>DIN ISO 7550 norm,&#160; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not harmful</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Highly flammable liquid and vapor</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Odor neutral soap</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Standard fly food</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(for 20 L)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Agar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Brewer`s Yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>299.33 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cornmeal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1200g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Molasses</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.6 L</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Propionic acid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>57.3 mL</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Nipagin 30%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

As moscas com o genótipo de W 1118 são usados para demonstrar a forma como o ensaio é realizado. Os mutantes W 1118 são comumente usados para gerar linhas transgénicas e para controlar o fundo genético de transgenes marcado com o gene branco. Normalmente, para experiências de comportamento, todos os linhas transgénicas são retrocruzados durante cinco gerações ao mesmo W 1,118 estoque, o qual é utilizado como...

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The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

O capilar alimentador ensaio mede ingestão alimentar em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.5K visualizações.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Vídeo: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Único Recordings Sensillum na Insetos Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Neurociência

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Nanoinjection emparelhado e Eletrofisiologia Ensaio para a tela de bioatividade dos compostos utilizando os Drosophila melanogaster Sistema Fibra Gigante

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Marcação de células individuais no Sistema Nervoso Central de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenética estimulação do comportamento de fuga em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinação da atividade locomotora espontânea em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Ensaio simples para Quantificação de Prevenção Social<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condições que afetam Espaço Social em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Clones em um ensaio comportamental para Mechanosensation de MarcM baseada em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

High Throughput Ensaio para examinar Preferências de postura de Pessoa<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Uma maneira simples para medir alterações na Recompensa comportamento de busca Usando<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...