We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. Il test CAFE NOTA: Il saggio è costituito da tre componenti: un flaconcino sperimentale, un coperchio specifico e capillari micro. Una scatola di plastica con coperchio viene utilizzato per trasportare i flaconi preparati e per controllare l&#39;umidità in modo più efficiente. <ol><li> Utilizzare un Drosophila melanogaster fiala di cultura plastica (opzionale altezza 8 cm, 3,3 centimetri di diametro) come un tubo per il saggio. </li><li> Sigillare la fiala con un coperchio in plexiglas prodotto contenente un O-ring (figure 1A, 1B). Carico vola toccando o con un cannello attraverso l&#39;apertura del coperchio centrale (0,9 cm di diametro), che consente anche di circolazione di aria e acqua, e chiudere il foro con un tappo spugna. Sei aperture coniche più piccoli (0,4 cm di diametro superiore, diametro interno 0,3 cm) circondano il foro centrale e si inseriscono le punte delle pipette di 2 - 20 volumi microlitri per tenere i capillari a posto. (Vedi figure supplementari per i dettagli tecnici del coperchio.) NOTA: l&#39;usodi un tappo di spugna con aperture per i capillari invece del coperchio misura utilizzata nel nostro manoscritto è possibile. Il nostro coperchio personalizzata permette una manipolazione sicura delle fiale preparati minimizzando il rischio di capillari cadere. </li><li> Per presentare il cibo liquido, usare 5 microcapillari microlitri con 1 marchi microlitri. Posizionare i capillari nelle aperture coniche nel coperchio tagliando la parte superiore di un 2 - 20 microlitri punta della pipetta e inserendo la punta nel foro (Figura 1B, contrassegnato con bordo rosso). Per evitare che le mosche di fuggire, inserire un uncut 2 - 20 microlitri punta della pipetta nella stessa apertura. </li><li> Per gestire in modo sicuro più flaconi preparati, metterli in una scatola di plastica con un intarsio a griglia (Figura 2A). </li></ol> 2. Preparazione di mosche <ol><li> Mantenere mosche sul cibo standard a 25 ° C, 60% umidità relativa e un ciclo luce-buio / 12 h 12 h. </li><li> Per controllare le condizioni di allevamento, introdurre 35 femmine vergini unD 15 maschi per ogni gruppo sperimentale in un flacone di plastica cultura (altezza 9,8 centimetri, 4,8 centimetri di diametro) contenente 50 ml volare cibo. Consentire mosche per deporre le uova per i primi 3 giorni, poi il trasferimento adulto vola a fiale cibo fresco e far loro deporre le uova per altri due giorni. Dopo questa ripetere il trasferimento. adulto Eliminare vola dopo altri 2 giorni. </li><li> Poiché l&#39;assunzione di cibo dipendono dalle dimensioni fly, determinare il peso di un gruppo di 100 mosche dal anestetizzante 2 a 3 giorni di età adulta mosche con un tampone fly CO 2 e raccoglierli in un tubo di plastica da 1,5 ml e misurazione con uno standard scala di laboratorio. Determinare il peso umido di almeno quattro gruppi fly indipendenti filtrate per sesso (Tabella 1); utilizzare il peso per calcolare il consumo di cibo microlitri per volare mg. Utilizzare il valore per determinare la quantità di cibo che una mosca alimenta per esperimento e regolare il numero di capillari alimentare riempito conseguenza per evitare lo svuotamento dei capillari alimentando. <ol><li> Per un 3 ore di analisi, l&#39;uso20 mosche e due capillari riempiti. Per un esperimento a lungo termine (&gt; 3 ore e fino a 9 giorni), utilizzare un gruppo di otto mosche con una fornitura di quattro capillari riempiti (risultati attendibili non possono essere ottenuti con meno di otto linea nelle condizioni descritte). </li></ol></li><li> Mosche separare in gruppi (8 o 20 mosche) dopo la misurazione di peso sotto l&#39;esposizione di CO 2. Trasferire il gruppo in un flaconcino alimentare (contenente 15 mL cibo standard) per consentire il recupero di CO 2 sedazione per 48 ore prima dell&#39;esperimento. Utilizzare da 4 a 6 giorni di età mosche per il saggio CAFE. </li><li> In linea non-fame wild-type si nutrono solo marginalmente 19, 21, pre-morire di fame vola per esperimenti di alimentazione 3 h. Nessun digiuno è richiesto quando il consumo di cibo è monitorato per diversi giorni. Per il digiuno, il trasferimento vola da 16 a 20 ore prima del test da loro toccando dolcemente in una fiala che contiene solo un diametro piegato carta da filtro da 45 mm inumidito con ~ 0,5 mL DDH2 O (doppio acqua distillata), e chiudere con un coperchio test CAFE collegato. </li></ol> 3. Preparazione del liquid food <ol><li> Preparare una 3 M (10%, w / v) stock soluzione di saccarosio compilando 102,6 g di saccarosio (C 12 H 22 O 11) a 100 mL DDH 2 O. Dispensare 3 ml, 33 ml, 333 ml, 3,3 ml e 6,6 ml della soluzione in un tubo di plastica da 15 ml; aggiungere 2 ml di colorante alimentare (per il rosso: cocciniglia [E124]; per il blu: Indaco carminio [E132]) e riempire a 10 ml con DDH 2 O. Le concentrazioni risultanti sono 0.001, 0.01, 0.1, 1, 2 e M di saccarosio . NOTA: Il colorante alimentare permette di visualizzare il menisco più facilmente. Tuttavia il colorante può avere un impatto sulla assunzione di cibo. Per evitare una distorsione dovuta al colorante erogare il colorante alimentare o randomizzata l&#39;utilizzo di coloranti ai campioni alimentari durante l&#39;esperimento e gruppi. </li><li> Per eseguire il test per l&#39;alcol preferenza pipetta 333 ml di 3 M di saccarosio soluzione di riserva in un tubo di plastica da 15 ml.Aggiungere 1,5 mL (2,3 mL) di 100% EtOH (etanolo) e aggiungere DDH 2 O fino a 10 mL di provocare 15% (0,25 mM) e 23% (0.39 mM) soluzioni di lavoro. </li><li> Mantenere soluzioni stock a -20 ° C e soluzioni di lavoro a 4 ° C; utilizzare entro 1 settimana. </li><li> Riempire fino a 10 capillari allo stesso tempo con una soluzione alimentare colorata, con la forza capillare. Inserire le estremità dei capillari nella soluzione di saccarosio (tiene i capillari ad un angolo di 45 ° rispetto alla soluzione). Stop se il liquido raggiunge la parte superiore (5 ml) marchio del capillare, e rimuovere la soluzione in eccesso all&#39;esterno e all&#39;interno con carta velina. </li></ol> 4. Montaggio e l&#39;esecuzione del saggio capillare alimentatore <ol><li> Se non è necessario il digiuno, trasferire le mosche sperimentali per l&#39;analisi toccando o blow-pipe. Assicurati di includere tre fiale di controllo senza mosche per quantificare l&#39;evaporazione. </li><li> Rimuovere con attenzione un puntale (2 - 20 volumi mL) che si sta chiudendo una delle openin esternogs, e inserire un capillare di vetro, bottom-end pieno di prima. Fissare il capillare posizionando la punta della pipetta di nuovo accanto alla capillare. Se diverse soluzioni alimentari sono in fase di test, ripetere la procedura di conseguenza. </li><li> Posizionare l&#39;estremità del capillare all&#39;interno di tutte le fiale allo stesso livello per evitare distorsioni che potrebbero verificarsi se le fonti di cibo erano situati a diverse altezze (3 - 4 cm dal coperchio); mantenere la distanza per la carta da filtro per impedire il capillare fuoriuscita dal accidentalmente toccando la carta filtro o diverse viscosità di fonti alimentari. </li><li> Etichettare l&#39;estremità superiore del liquido colorato con un pennarello (segno di inizio). Per garantire le diverse capillari possono essere identificati, etichettare singolarmente utilizzando un codice colore o striscia. </li><li> Inserire più saggi di Caffè preparati all&#39;interno di una scatola di plastica con inserto a griglia e trasferire la scatola (Figura 2A) per una posizione sicura in condizioni di laboratorio o in un a temperatura, clim luce e umidità controllatamangiato da camera (parametri: 25 ° C, 60% di umidità relativa, 12 h / 12 h ciclo luce-buio) per il periodo sperimentale (ad esempio, 3 ore o giorni). </li><li> Come carta da filtro di fondo si asciuga se il test viene fatto per diversi giorni, applicare acqua fresca ogni 24 ore tramite il tappo spugna (100 ml) per mantenere costante l&#39;umidità all&#39;interno del test. Utilizzare quattro flaconcini separati (8 cm Altezza, 3,3 centimetri di diametro) riempito con 30 ml di DDH 2 O come dispositivi di umidità e metterli accanto ai saggi CAFE nella scatola di plastica. Utilizzare un coperchio per la scatola di plastica per creare un ambiente ad umidità controllata durante l&#39;esperimento (Figura 2A). NOTA: la variabilità più ampia si verifica in condizioni di laboratorio; tuttavia, è fattibile per eseguire il test CAFE a temperatura ambiente (ad es., in una classe). L&#39;uso di un dispositivo di umidificazione (carta da filtro, con o senza un tappo spugna bagnata, riempiti flaconi acqua e coperchio della scatola di plastica) è fortemente incoraggiato a diminuire l&#39;evaporazione ( <strong&gt; Figura 2B). </li><li> Sostituire i capillari con quelli appena riempiti per esperimenti a lungo termine ogni 24 h. Prendere nota di mosche morte prima di ogni intervallo h 24 e utilizzare il numero di mosche in tempo reale per calcolare il consumo di Per Fly per il periodo successivo. Eliminare i vecchi capillari dopo aver misurato il declino del menisco (vedi 5.1). NOTA: durante un esperimento di 3 ore abbiamo quasi visto alcun mosche morte. Durante uno studio di 4 giorni di solito troviamo 1 - 3 mosche morte. </li><li> Al termine del dosaggio o prima di sostituire il capillare, contrassegnare il menisco inferiore del capillare (fine mark) con un pennarello mentre il saggio CAFE è ancora in posizione verticale. Eliminare i dati se fine marchio non è sotto il segno iniziale (mark inizio). Non rimuovere il coperchio, poiché questo potrebbe cambiare il menisco. </li><li> Rimuovere con attenzione i capillari dal saggio e conservarli per la raccolta dei dati. Controllare il liquido all&#39;interno del capillare raggiunto l&#39;estremità inferiore se non Discard i dati, come il cibo non era accessibile alle mosche. Raccogliere tutti i capillari per flaconcino come gruppo. Inserire i puntali delle pipette non tagliati in tutte le aperture per evitare che le mosche di fuggire. Smontare la messa a punto e lavare le fiale, coperchi e tappi di spugna in un bagno di sapone e asciugare per una notte a temperatura ambiente per un ulteriore uso. NOTA: Le mosche possono essere ulteriormente analizzati dopo il test. Confermare l&#39;assorbimento di cibo ad occhio nudo o al microscopio dissezione. </li><li> Ripetere gli esperimenti con gli stessi genotipi su almeno tre giorni diversi. </li></ol> 5. Raccolta dati e analisi <ol><li> Misurare la distanza tra l&#39;inizio e la fine marchio segno sulla capillare utilizzando una pinza o di un righello. Per trasferire i dati direttamente in un foglio di calcolo, usare un USB (Universal Serial Bus) collegato calibro digitale (Figura 1E). Eliminare i capillari dopo la misurazione. </li><li> Conto per dimensioni capillare per calcolare l&#39;assorbimento di cibo o evaporazione. Ad esempio, si consideri un tappoIllary che è di 73 mm e contiene 5 ml di soluzione di cibo. Una diminuzione 14,6 mm di menisco riflette l&#39;assorbimento di 1 ml soluzione. Calcolare uptake cibo utilizzando la seguente formula: l&#39;assorbimento alimentare (ml) = distanza misurata (mm) / 14.6 mm </li><li> Per escludere l&#39;effetto dell&#39;evaporazione sulla assunzione di cibo, calcolare significare l&#39;evaporazione nelle fiale di controllo a tre (come minimo) senza mosche. Sottrarre questo valore medio dal valore ottenuto per il consumo di cibo dalle mosche. </li><li> Utilizzare la seguente formula per determinare il consumo totale per volare: Consumi alimentari (ml) = (Food assorbimento [ml] - perdite per evaporazione [ml]) / numero totale di mosche nel flacone. Per lungo termine esperimenti usa il numero di mosche vivi prima dell&#39;inizio dell&#39;intervallo 24 h. </li><li> Per tenere conto delle differenze in termini di dimensioni del corpo, come ad esempio tra le mosche maschio e femmina, normalizzare il consumo di cibo al peso corporeo (microlitri cibo / fly mg). </li><li> Utilizzare il software statistico per l&#39;analisi dei dati. per normadati alleato distribuiti, -test T uso degli studenti per determinare le differenze tra due gruppi di volo, e utilizzano ANOVA (analisi della varianza), con i test post hoc Tukey Cramer per più di due gruppi. In una situazione di scelta, analizzare le differenze di scelta casuale usando un test non parametrico segno di un campione. </li></ol>

<ol>
	<li>Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+high+are+the+costs+of+eating+disorders+-+anorexia+nervosa+and+bulimia+nervosa+-+for+German+society.">How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society.</a> Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).</li><li>Cawley, J., Meyerhoefer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+medical+costs+of+obesity+and+instrumental+variables+approach.">The medical costs of obesity and instrumental variables approach.</a> J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).</li><li>The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC Available from: <a target="_blank" href="https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf">https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf</a> (2015)</li><li>Lenard, N. R., Berthoud, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+and+peripheral+regulation+of+food+intake+and+physical+activity:+pathways+and+genes.">Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes.</a> Obesity. 16, S11-S22 (2008).</li><li>Magni, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+behavior+in+mammals+including+humans.">Feeding behavior in mammals including humans.</a> Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).</li><li>Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+food+intake+in+health+and+disease.">Neurobiology of food intake in health and disease.</a> Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).</li><li>Bharuchka, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+epicurean+fly:+using+Drosophila+melanogaster+to+study+metabolism.">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism.</a> Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).</li><li>Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+fat+fruit+fly+to+human+obesity.">From fat fruit fly to human obesity.</a> Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).</li><li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+flies+and+men:+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies.">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, (2013).</li><li>Ja, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prandiology+of+Drosophila+and+the+CAFE+assay.">Prandiology of Drosophila and the CAFE assay.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).</li><li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , (1976).</li><li>Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subset+of+serotonergic+neurons+evokes+hunger+in+adult+Drosophila.">A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila.</a> Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).</li><li>Deshpande, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+Drosophila+food+intake:+comparative+analysis+of+current+methodology.">Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology.</a> Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).</li><li>Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+dietary+choline+utilization+in+adult+Drosophila+melanogaster+by+radioisotope+methods.">Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods.</a> J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).</li><li>Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+method+for+quantitating+food+consumption+for+mutation+assays+in+Drosophila.">Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila.</a> Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).</li><li>Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+food+intake+in+Drosophila.">Quantification of food intake in Drosophila.</a> PLoS One. 4 (6), e6063 (2009).</li><li>Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+indirectly+affects+proboscis+extension+response+habituation+in+Drosophila+melanogaster+by+controlling+sucrose+responsiveness.">Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness.</a> J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).</li><li>Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+and+insulin-like+peptides+modulate+leucokinin-producing+neurons+that+affect+feeding+and+water+homeostasis+in+Drosophila.">Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila.</a> J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PLoS One. 9 (6), e101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behavior+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila.</a> Nat. Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+feeding+assay+in+adult+Drosophila+reveals+rapid+modulation+of+food+ingestion+by+its+nutritional+value.">A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value.</a> Mol. Brain. 8, 87 (2015).</li><li>Marx, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolism:+feeding+fruit+flies.">Metabolism: feeding fruit flies.</a> Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).</li><li>Spieth, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Courtship+behavior+in+Drosophila.">Courtship behavior in Drosophila.</a> Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).</li><li>Lee, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan+and+reproduction+in+Drosophila:+New+insights+from+nutritional+geometry.">Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).</li><li>Pohl, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+preference+in+Drosophila+melanogaster+is+driven+by+its+caloric+value.">Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value.</a> Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).</li><li>Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+S6+kinase+and+serotonin+in+postmating+dietary+switch+and+balance+of+nutrients+in+D.+melanogaster.">A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster.</a> Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).</li><li>Masek, P., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+taste+discrimination+in+Drosophila.">Limited taste discrimination in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).</li><li>Pool, A. H., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+regulation+in+Drosophila.">Feeding regulation in Drosophila.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).</li><li>Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+insulin-producing+cells+are+differentially+modulated+by+serotonin+and+octopamine+receptors+and+affect+social+behavior.">Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior.</a> Plos One. 9 (6), e99732 (2014).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La relazione descrive il saggio CAFE in modo passo-passo, concentrandosi sulla configurazione tecnica e le sue prestazioni di successo in laboratorio. Grazie alla sua semplicità, questo dosaggio potrebbe anche essere usato come educativo esperimento scuola. Gli esempi mostrano che il saggio permette di indagine di cibo rilevamento, privilegiate e di consumo in Drosophila melanogaster per periodi di tempo brevi e più lunghi (ore o giorni). Il saggio CAFE è stato utilizzato ampiamente nel campo di indagare tem...

Mangiare è essenziale; tuttavia, la deregolamentazione di assunzione di cibo con conseguente disturbi alimentari come la bulimia, l&#39;anoressia o la tendenza generale a mangiare troppo impone costi sugli individui e sulla società 1, 2, 3. L&#39;obiettivo della presente ricerca è quello di scoprire meccanismi di regolazione dell&#39;assunzione di cibo e di fornire una strategia per eludere la formazione di disturbo. Numerosi studi che utilizzano organismi modello mammiferi hanno fornito nuove intuizioni del circuito e il ruolo dei sistemi di segnalamento in disturbi alimentari 4, 5, 6. Tuttavia, la nostra conoscenza delle basi neuronali e molecolari alla base di questi disturbi è lungi dall&#39;essere completa. Negli ultimi anni, la mosca della frutta Drosophila melanogaster è diventato un sistema modello valido per svelare intuizioni meccanicistici di base nella regolamentazione dei metabolism 7, 8, 9. Il test capillari alimentatore (CAFE) per Drosophila melanogaster è stato istituito nel laboratorio di Seymour Benzer nel 2007 ispirato da un precedente lavoro di Dethier in blowfly 10, 11. Il saggio CAFE ha permesso di misurare direttamente l&#39;assunzione di cibo in Drosophila melanogaster. In questo sistema di test comportamentali, le mosche si nutrono di alimenti liquidi forniti nei capillari di vetro graduati posti all&#39;interno di un flaconcino. Il declino del menisco capillare indica la perdita della soluzione di alimentare attraverso l&#39;evaporazione e il consumo di cibo. La determinazione del tasso di evaporazione da fiale senza linea consente la quantificazione accurata di assunzione di cibo. Il saggio Café è uno dei diversi paradigmi comportamentali utilizzati per misurare l&#39;alimentazione in Drosophila melanogaster e ricercatori devono scegliere quello più appropriato per la loro specificadomanda. La decisione di utilizzare un certo dosaggio devono considerare i seguenti punti: la natura del cibo fornito; la condizione di alimentazione; la misura di assunzione o l&#39;assorbimento delle sostanze nutritive e consumo di cibo indagini o risposta al cibo. Il saggio CAFE, come descritto in questo rapporto è ideale per seguire l&#39;assunzione di cibo di una fonte di cibo liquido sotto una condizione di alimentazione in posizione verticale. Alternativamente l&#39;assunzione di cibo può essere misurata per un gruppo mosca su una fonte di cibo colorato in una fiala o su una placca. Le mosche sono normalmente uccisi o anestetizzati dopo l&#39;alimentazione e la quantità di colorante ingerita è determinato per spettrofotometria o ispezione visiva dell&#39;addome macchiato. Mosche iniziano a espellere cibo ingerito solo 30 minuti dopo l&#39;assunzione, quindi questo approccio è difficile da usare per l&#39;analisi di alimentazione più continuo comportamenti 12, 13. In contrasto con le mosche sono mantenuti intatti quando colorante assorbibiles con traccianti radioattivi vengono utilizzati e il loro consumo di radioisotopi è segnato in un contatore a scintillazione 14, 15. L&#39;assorbimento di radiomarcato da parte del sistema digestivo fly rende possibile la misurazione alimentare l&#39;assorbimento a lungo termine, ma potrebbe portare a sottovalutare il consumo a causa di molecole non assorbita ed escreta tracciante. Un altro approccio per misurare la risposta al cibo in Drosophila melanogaster è la risposta proboscide estensione (PER), che normalmente si verifica per l&#39;assunzione di cibo 16. Questo metodo elegante misura la prima risposta a uno stimolo cibo, ma non registra la quantità di assunzione. L&#39;assunzione di cibo viene regolato in modo dinamico durante l&#39;alimentazione utilizzando diversi segnali di feedback post-digestive che sono fondamentali per la regolazione di alimentazione 17, 18. Diversi tentativi sono stati fatti negli ultimi anni per la raccolta di dati semi-automatizzare nel saggio PER <sfino class = &quot;xref&quot;&gt; 19, 20. Il PER viene rilevata da un pad elettrico o una combinazione di elettrodi e contato tramite computer. Combinando il saggio PER con radioisotopi assorbimento ha rivelato che questo test è limitata dalla bassa sensibilità per rilevare le differenze di alimentazione quantità 18. Il saggio alimentazione manuale (MAF) 21, in cui una mosca viene alimentato manualmente con un capillare di vetro, è stato recentemente sviluppato per misurare l&#39;assorbimento alimentare in una singola mosca immobilizzato. Il saggio MAFE elimina le interferenze di foraggiamento e l&#39;alimentazione iniziazione e ha una risoluzione temporale di secondi, e l&#39;avvio di PER e il consumo di cibo può essere monitorata in modo indipendente nel saggio. Tuttavia, il modo in cui l&#39;immobilizzazione della mosca colpisce alcuni aspetti del comportamento alimentare (ad es locomozione, la motivazione) deve ancora essere indagato. Per ottime recensioni comparative di diversi test per misurare il consumo di cibo in Drosophila melanogaster e per aiutare i ricercatori trovare quello più adatto, vedi relazioni Deshpande e Marx 13, 22. Il saggio CAFE evita alcuni degli svantaggi di altri saggi descritti sopra e combina semplicità d&#39;uso con misurazione affidabile di assunzione di cibo. Qui, una descrizione dettagliata del saggio CAFE è fornito e mostriamo una semplice modifica di configurazione per ridurre l&#39;evaporazione. I risultati rappresentativi, tra cui un test di due alimenti scelta (a breve e lungo termine) e l&#39;assorbimento di saccarosio di mosche è dimostrata. Nella discussione si confronta il nostro metodo descritto con modi alternativi per eseguire il test CAFE, ed evidenziare potenziali limitazioni.

<table><tbody><tr><td>Vials (breeding)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>960177</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>217101</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td>Plastime</td><td>353</td><td>www.plastime.it</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td>BLAUBRAND&amp;nbsp;</td><td>REF 7087 07</td><td>www.brand.de</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td>Greiner Bio-One</td><td>771290</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td>Whatman</td><td>10 311 804</td><td>www.sigmaaldrich.com</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td>AppliChem</td><td>57-50-1</td><td>www.applichem.com</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>VWR Chemicals</td><td>20,821,330</td><td>www.vwr.com</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td>Backfun</td><td>10027</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td>Backfun</td><td>10030</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td>CVH</td><td>103220</td><td>www.cvh.de</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td>GARANT</td><td>412,616</td><td>www.hoffmann-group.com</td></tr><tr><td>Vials (breeding)</td><td></td><td></td><td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td></td><td></td><td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td></td><td></td><td>Produced in university workshop, technical drawing supplied&lt;br/&gt;
&lt;a href=&quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/55024/Diegelmann-Cafe-Lid-technical-drawing.pdf&quot; target=&quot;_blank&quot;&gt;Please click here to download this file.&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td></td><td></td><td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td></td><td></td><td>Dimensions (37 x 29 x 18 cm)</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td></td><td></td><td>DIN ISO 7550 norm,&amp;nbsp; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td></td><td></td><td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td></td><td></td><td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td></td><td></td><td>Not harmful</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td></td><td></td><td>Highly flammable liquid and vapor</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td></td><td></td><td>Odor neutral soap</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard fly food</td><td></td><td></td><td>(for 20 L)</td></tr><tr><td>Agar</td><td></td><td></td><td>160 g</td></tr><tr><td>Brewer&#039;s Yeast</td><td></td><td></td><td>299.33 g</td></tr><tr><td>Cornmeal</td><td></td><td></td><td>1,200 g</td></tr><tr><td>Molasses</td><td></td><td></td><td>1.6 L</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td></td><td></td><td>57.3 mL</td></tr><tr><td>Nipagin 30%</td><td></td><td></td><td>160 mL</td></tr></tbody></table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

Le mosche del w 1118 genotipi sono utilizzati per dimostrare come viene eseguito il test. I w 1118 mutanti sono comunemente usati per generare le linee transgeniche e di controllare il background genetico di transgeni contrassegnato con il gene bianco. Normalmente, per esperimenti comportamentali, tutte le linee transgeniche sono reincrociata per cinque generazioni alla stessa w 1118 magazzino, che viene utilizzato come...

Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Il capillare alimentatore Assay Misure assunzione di cibo in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.5K Views.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Video: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Ricerca

Neuroscienze

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

Combinando le analisi quantitativa l'ingestione di cibo e forzatamente attivazione di neuroni per studiare l'appetito in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Comportamento

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

A Single-fly saggio per comportamento alimentare in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental factors, and the toxicological and pharmacological effects of numerous substances. Few methods currently implemented are amenable to high throughput measurement. The Microplate Feeder Assay (MFA) was developed for quantifying the consumption of liquid food for individual flies using absorbance. In this assay, flies consume liquid food medium from select wells of a 1536-well microplate. By incorporating a dilute tracer dye into the liquid food medium and loading a known volume into each well, absorbance measurements of the well acquired before and after consumption reflect the resulting change in volume (i.e., volume consumed). To enable high throughput analysis with this method, a 3D-printed coupler was designed that allows flies to be sorted individually into 96-well microplates. This device precisely orients 96- and 1536-well microplates to give each fly access to up to 4 wells for consumption, thus enabling food preference quantification in addition to regular consumption. Furthermore, the device has barrier strips that toggle between open and closed positions to allow for controlled containment and release of a column of samples at a time. This method enables high throughput measurements of consumption of aqueous solutions by many flies simultaneously. It also has the potential to be adapted to other insects and to screen consumption of nutrients, toxins, or pharmaceuticals.

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

The microplate feeder assay offers an economical, high throughput method for quantifying liquid food consumption in Drosophila. A 3D-printed device connects a 96-well microplate in which flies are housed to a 1536-well microplate from which flies consume a feeding solution with a tracer dye. The solution volume decline is measured spectrophotometrically.

Un test di alimentazione a micropiasche ad alta produttività per la quantificazione del consumo in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Gusto Preferenza Assay per adulti<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

Quantificazione dell'assunzione di macronutrienti in uno schermo neuronale termogenetico usando larve di Drosophila

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

Un saggio rapido di preferenza alimentare in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...

Feeding Test: Assessment of Feeding Preferences in Drosophila melanogaster

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://www.jove.com/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay for fruit flies in which colored food is used to monitor feeding and the effect added compounds may have on feeding activity. The example protocol tests the effects of several endocrine disrupting chemicals (EDC).

Test di alimentazione: Valutazione delle preferenze alimentari in Drosophila melanogaster

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Biologia

Drosophila melanogaster (fruit fly)

Adult

Taste Preference Assay: A Method for Measuring Feeding Behavior in Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. <a href="https://www.jove.com/video/54403/" target="_blank">Taste Preference Assay for Adult Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference assay, a behavioral method used to measure attraction or avoidance towards colored solutions that taste differently by assessing the fly&#39;s abdominal coloration after ingestion of the preferred substance. The featured protocol demonstrates the procedure used to measure flies&#39; preference towards solutions of varying sucrose concentrations.

Saggio delle preferenze gustative: un metodo per misurare il comportamento alimentare in Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. Taste Preference Assay for Adult Drosophila. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference ...

The CApillary FEeder (CAFE) Assay: A Method to Track Food Consumption and Preference in Drosophila

Source: Diegelmann, S., et al. <a href="https://www.jove.com/video/55024/" target="_blank">The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the CApillary FEeder, or CAFE, assay, a behavioral method that measures food intake and preference of unrestrained fruit flies. The featured protocol shows how to perform the assay with minimal evaporation from the liquid-filled capillaries used to deliver the food and track its intake.

Il test CApillary FEeder (CAFE): un metodo per monitorare il consumo e la preferenza alimentare in Drosophila

Source: Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the ...

Il capillare alimentatore Assay Misure assunzione di cibo in

Riepilogo

Esplora Altri Video

Capitoli in questo video

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae