Kosuke Yusa'ya pMCS-AAT_PB-PGKpuroTK ve pCMV-hyPBase plazmidlerini paylaştığı için teşekkür ederiz. Jia-Yin Yang ve Karamjit Singh-Dolt'a genom düzenleme konusundaki yararlı tartışmaları için teşekkür ederiz. D.C.H. laboratuvarı, Baş Bilim İnsanı Ofisi (TC/16/37) ve İngiltere Rejeneratif Tıp Platformu (MR/L022974/1) tarafından verilen bir ödülle desteklenmektedir. YW, Çin Burs Konseyi ve Edinburgh Üniversitesi tarafından finanse edilen bir doktora bursu ile desteklendi.

1. CRISPR/Cas9n-sgRNA ekspresyon plazmidlerinin tasarlanması ve oluşturulması
<ol><li>Değiştirilecek sitenin yakınındaki herhangi bir 5'-NGG'nin doğrudan yukarı akışındaki 20-bp kılavuz dizilerini arayın. Streptococcus pyogenes'ten Cas9 nickaz (Cas9n) kullanıldığında bir çift tek kılavuzlu RNA'ya (sgRNA) ihtiyaç vardır. SgRNA çifti, -4 ila 20 bp ofset6 ile çentikleme üzerine 5' çıkıntı üretebilmelidir.</li>
	<li>Gerekli oligoları ve pSpCas9n-2A-puro vektörünü sipariş edin.</li>
	<li>Yayınlanan protokol12'yi takiben Cas9n ile birlikte ekspresyon için sgRNA'yı pSpCas9n vektörüne klonlayın.</li>
</ol>2. piggyBac tabanlı bir hedefleme vektörü tasarlamak ve oluşturmak
<ol><li>Hedef gen dizisini indirin ve değiştirilecek sitenin yakınındaki bir TTAA sitesini arayın. NOT: TTAA sitesi ile değiştirilecek site arasındaki mesafe mümkün olduğunca küçük olmalıdır. Kodlama dizisi içinde ve 100-bp mesafede TTAA bölgesi yoksa, eş anlamlı nükleotid ikameleri yaparak bir tane tanıtmak gerekir.</li>
	<li>Homoloji kollarını (HA'lar) tasarlayın ve HA'larda istenen nokta mutasyonlarını dahil edin. HA'ların optimal uzunluğu 500 - 1200 bp civarında olmalıdır. NOT: Potansiyel Cas9n yeniden bölünmesini önlemek için PAM dizisini mutasyona uğratmak için eş anlamlı nükleotid ikamelerinin uygulanması önerilir.</li>
	<li>Belirlenmiş bir protokol10'u izleyerek nihai hedefleme vektörünü oluşturun. NOT: Burada kullanılan hedefleme vektöründe, PGK promotör tahrikli puro-deltaTK seçim kaseti transpozon ters tekrarlarla çevrilidir.</li>
</ol>3. İnsan pluripotent kök hücrelerinin genetik düzenlemesi
<ol><li>İnsan pluripotent kök hücrelerini (hPSC'ler) nemlendirilmiş bir inkübatörde 37 °C'de ve rekombinant laminin521 kaplı yüzeylerde (5 μg / mL) mTeSR1 ortam13'te %5 CO 2 tutun. Hücreler, 1: 3 bölünme oranını takiben 72 saat sonra% 70-85 akıcılığa ulaşmalıdır. NOT: Varsa, günlük ortam değişiminden önce kendiliğinden farklılaşmış hücreleri nazikçe aspire ederek çıkarın.</li>
	<li>Transfeksiyon gününde, 24 delikli bir plakanın yeterli kuyularını, 37 ° C'de 300 μL laminin 521 çözeltisi (5 μg / mL) ile en az 2 saat boyunca kaplayın.</li>
	<li>Kaplama çözeltisini nazikçe çıkarın ve her bir oyuğa 10 μM ROCK inhibitörü ile desteklenmiş 300 μL taze mTeSR1 ortamı ekleyin ve ardından hücreleri almak için plakayı inkübatöre geri koyun. NOT: Laminin kaplama çözeltisi çıkarıldığında plakaların herhangi bir noktada kurumasına izin vermeyin.</li>
	<li>Stok hPSC'leri inkübatörden hareket ettirin, harcanan ortamı çıkarın ve ardından 1 mL steril 1x DPBS kullanarak hücreleri bir kez yıkayın.</li>
	<li>6 kuyucuklu bir plakanın her bir kuyucuğuna 1 mL yumuşak hücre ayrışma reaktifi ekleyin ve hücreleri ayırmak için 6-8 dakika boyunca 37 ° C'de inkübe edin. NOT: Plakaya hafifçe dokunun ve sindirimin yeterince uzun olup olmadığına karar vermek için hücrelerin kolayca ayrılıp ayrılamayacağını kontrol edin.</li>
	<li>Tüm hPSC'leri kaldırmak için bir P1000 ucu kullanarak yavaşça yukarı ve aşağı pipet çekin.</li>
	<li>Hücre süspansiyonuna 10 μM ROCK inhibitörü (Y-27632) ile desteklenmiş 2 mL taze mTeSR1 ortamı ekleyerek ayrışmayı sonlandırın.</li>
	<li>İyice karıştırın ve tek hücreli süspansiyonu 50 mL'lik bir tüpe aktarın ve oda sıcaklığında 3 dakika boyunca 200 x g'de santrifüj yapın.</li>
	<li>Süpernatanı çıkarın ve hücreleri 10 μM ROCK inhibitörü ile desteklenmiş 2 mL taze mTeSR1 ortamında iyice askıya alın.</li>
	<li>Bir hemositometre kullanarak canlı hücreleri sayın. Ölü hücreleri boyamak ve dışlamak için Trypan Blue kullanın.</li>
	<li>Her nükleofeksiyon reaksiyonu için 8 x 10 5 ila 1 x 106 canlı hücreyi1,5 mL'lik bir tüpe aktarın ve 3 dakika boyunca 200 x g'de santrifüj yapın. Sonra süpernatanı dikkatlice aspire edin.</li>
	<li>Eşleştirilmiş Cas9n-sgRNA ekspresyon plazmidlerinin 3 μg'ını ve 5 μg hedefleme vektörü plazmidini, insan kök hücre nükleofeksiyon kitinden 100 μL karışık nükleofeksiyon çözeltisi / takviyesi içinde karıştırın. Kitteki GFP kontrol plazmidini kullanın ve bir GFP kontrol plazmidi karışımı hazırlayın. NOT: Nükleofeksiyondan önce endotoksin kontaminasyonunu azaltmak için tüm plazmidlerin maxi-prep'inin yapılması önemlidir. Plazmidlerin konsantrasyonu yaklaşık 1 μg / μL olmalıdır.</li>
	<li>Hazırlanan hücreleri yeniden askıya almak ve herhangi bir kabarcıktan kaçınarak bir elektroporasyon küvetine (nükleofeksiyon kiti ile birlikte verilir) aktarmak için DNA karışımını (hacim ~ 111 μL) kullanın.</li>
	<li>İnsan pluripotent kök hücreleri için optimize edilmiş koşulları seçerek nükleofeksiyon cihazını kullanarak hücreleri elektroporat yapın. NOT: İnsan pluripotent kök hücreleri için nükleofeksiyon kitini ilk kez kullanıyorsanız, elektroporasyon programını test etmek ve en verimli olanı seçmek gerekir.</li>
	<li>Hemen elektroporatörlü hücrelere 10 μM ROCK inhibitörü ile desteklenmiş 37 °C mTeSR1 ortamına 500 μL taze ve ılık ekleyin. Karışımı, 3.2 ve 3.3 adımlarından hazırlanan 24 delikli bir plakanın 2 kuyucuğuna aktarın.</li>
	<li>Plakayı hızlı bir şekilde 37 °C / % 5 CO2 inkübatöre geri koyun ve hücrelerin iyileşmesine izin verin.</li>
	<li>12-16 saat sonra, hücre bakım ortamını değiştirin. Hücreler hücre-hücre teması kurarsa, ROCK inhibitörünü geri çekin, değilse, ortamı inhibitör ile desteklemeye devam edin.</li>
	<li>24-48 saat arasında, kontrol hücrelerindeki GFP ekspresyonunu inceleyerek nükleofeksiyon etkinliğini kontrol edin. GFP pozitif hücreler en az yüzde 30 olmalıdır.</li>
	<li>Nükleofeksiyondan 48 saat sonra, mTeSR1 ortamını 1 μg / mL puromisin ile destekleyerek hücreleri seçmeye başlayın.</li>
	<li>Nükleofeksiyondan 72 saat sonra, mTeSR1 ortamını 0.5 μg / mL puromisin ile destekleyin. Hücre akıcılığı% 30'dan düşükse, ortamı 10 μM ROCK inhibitörü ile de destekleyin.</li>
	<li>Nükleofeksiyondan 4-6 gün sonra, puromisine dirençli hücreleri 0.8 hücre / kuyu konsantrasyonunda 10-15 x 96 kuyucuklu plakalara geçirin. NOT: Ortamın 10 μM ROCK inhibitörü ve 0.5 μg / mL puromisin ile desteklenmesi esastır.</li>
	<li>Tek hücreden türetilmiş koloniler oluşturmak için bu hücreleri 10-12 gün boyunca 37 °C / % 10 CO 2'de tutun. Tohumlamadan 7 gün sonra bir kez orta doldurun. NOT: Artan CO2 seviyesi, deneyimlerimize göre tek hPSC'lerin koloniler oluşturmasına yardımcı olur.</li>
	<li>Tek bir koloni içeren kuyucukları işaretleyin ve ortamı 0.5 μg / mL puromisin içeren ancak ROCK inhibitörü içermeyen taze mTeSR1 ortamı ile değiştirin. NOT: Bu noktadan itibaren, hücreler 37 °C / % 5 CO2 altında büyüyecektir.</li>
	<li>İki gün sonra, farklılaşmamış koloniler içeren kuyular için ortamı değiştirin. Ortamı 10 μM ROCK inhibitörü ve 0.5 μg / mL puromisin ile destekleyin. NOT: Bazı kuyularda, hücreler farklılaşmış olabilir ve atılması gerekebilir.</li>
	<li>Kolonileri nazikçe kazımak için P2 pipet uçlarını kullanın. Bir koloniden türetilen hücre süspansiyonunu ayrı 96 kuyucuklu plakalar üzerinde 2 yeni kuyuya aktarın ve birini genotipleme, diğerini de bakım için kullanın. NOT: Kolonileri dikkatli bir şekilde korumak ve kendiliğinden farklılaşma seviyesini minimumda tutmak önemlidir.</li>
	<li>Genotipleme için hücreleri içeren plakayı, çoğu kuyucuktaki akıcılık% 50 veya daha fazlasına ulaştığında alın. Harcanan ortamı boşaltın ve ardından hücreleri DPBS ile bir kez yıkayın.</li>
	<li>Bradley lizis tamponunu kullanarak hücreleri kuyuya alın ve ilişkili protokolü (https://mcmanuslab.ucsf.edu/protocol/dna-isolation-es-cells-96-well-plate) takiben plakadaki her kuyucuktan genomik DNA'yı izole edin.</li>
	<li>Hem sol hem de sağ homoloji kollarını bağımsız olarak10 genotiplemek için üç primer bağlantı PCR yöntemi kullanın. NOT: PCR yöntemini gösteren bir şema Şekil 2'de sunulmuştur.</li>
	<li>Sanger dizilimi için 4-5 koloniden her iki homoloji kolu için bağlantı PCR ürünlerini gönderin ve dizileri alın. NOT: Kurulan 2 koloninin sıralama sonucu Şekil 3A'da gösterilmiştir.</li>
	<li>Kolonileri doğru genotipte tutun ve gerisini atın.</li>
	<li>Sürekli puromisin seçimi altında doğru kolonileri genişletin ve mümkün olan en erken geçişte dondurun.</li>
</ol>4. Transpozonun hedeflenen insan pluripotent kök hücrelerinden çıkarılması
<ol><li>0.5 μg / mL puromisin seçimi altında doğru genotipe sahip bir koloni tutun.</li>
	<li>Yukarıda açıklandığı gibi 5 μg hiperaktif transpozaz (pCMV-hyPBase) içeren 8 x 105 ila 1 x 106 hücreli nükleofect (Bölüm 3, adım 3.4-3.18). Paralel olarak bir GFP kontrol nükleofeksiyonu gerçekleştirin. NOT: Puromisin, bu hücrelerin nükleofeksiyonundan hemen sonra mTeSR1 ortamından çıkarılmalıdır.</li>
	<li>Yayınlanan prosedürlerin ardından çıkarılan puro-deltaTK seçim kaseti ile hücreleri büyütün ve tarayın10. NOT: Orijinal prosedürleri dikkatle takip etmek önemlidir. FIAU veya 1-(2-deoksi-2-floro-β-d-arabinofuranosil)-5-iyodourasil), Herpes simpleks virüsü kaynaklı timidin kinaz (HSV-tk) bazlı negatif seleksiyon için bir timidin analoğu olarak kullanılmıştır.</li>
	<li>Transpozonun çıkarılmasını onaylamak için değiştirilen bölgeyi sıralayın. NOT: Kurulan 3 koloninin sıralama sonucu Şekil 3B'de gösterilmiştir.</li>
	<li>Kolonileri doğru genotipte tutun ve daha fazla kullanım için genişletin.</li>
	<li>Daha fazla analiz için kullanmadan önce seçilen kolonilerdeki pluripotens belirteçlerinin karakterizasyonunu gerçekleştirin. NOT: Kurulan iki koloninin karakterizasyonu Şekil 4'te gösterilmiştir.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rashidi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+human+liver+tissue+from+pluripotent+stem+cells+displays+stable+phenotype+in+vitro+and+supports+compromised+liver+function+in+vivo.">3D human liver tissue from pluripotent stem cells displays stable phenotype in vitro and supports compromised liver function in vivo.</a> Archives of Toxicology. 92 (10), 3117-3129 (2018).</li><li>Hockemeyer, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+targeting+of+expressed+and+silent+genes+in+human+ESCs+and+iPSCs+using+zinc-finger+nucleases.">Efficient targeting of expressed and silent genes in human ESCs and iPSCs using zinc-finger nucleases.</a> Nature Biotechnology. 27 (9), 851-857 (2009).</li><li>Porteus, M. H., Baltimore, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chimeric+nucleases+stimulate+gene+targeting+in+human+cells.">Chimeric nucleases stimulate gene targeting in human cells.</a> Science. 300 (5620), 763 (2003).</li><li>Watanabe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+ROCK+inhibitor+permits+survival+of+dissociated+human+embryonic+stem+cells.">A ROCK inhibitor permits survival of dissociated human embryonic stem cells.</a> Nature Biotechnology. 25 (6), 681-686 (2007).</li><li>Jinek, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+programmable+dual-RNA-guided+DNA+endonuclease+in+adaptive+bacterial+immunity.">A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity.</a> Science. 337, 816-822 (2012).</li><li>Ran, F. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Double+nicking+by+RNA-guided+CRISPR+cas9+for+enhanced+genome+editing+specificity.">Double nicking by RNA-guided CRISPR cas9 for enhanced genome editing specificity.</a> Cell. 154 (6), 1380-1389 (2013).</li><li>Cong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiplex+genome+engineering+using+CRISPR/Cas+systems.">Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems.</a> Science. 339 (6121), 819-824 (2013).</li><li>Mali, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA-guided+human+genome+engineering+via+Cas9.">RNA-guided human genome engineering via Cas9.</a> Science. 339 (6121), 823-826 (2013).</li><li>Yusa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+correction+of+&#945;1-antitrypsin+deficiency+in+induced+pluripotent+stem+cells.">Targeted gene correction of &#945;1-antitrypsin deficiency in induced pluripotent stem cells.</a> Nature. 478 (7369), 391-394 (2011).</li><li>Yusa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seamless+genome+editing+in+human+pluripotent+stem+cells+using+custom+endonuclease-based+gene+targeting+and+the+piggyBac+transposon.">Seamless genome editing in human pluripotent stem cells using custom endonuclease-based gene targeting and the piggyBac transposon.</a> Nature Protocols. 8 (10), 2061-2078 (2013).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiomics+Analyses+of+HNF4&#945;+Protein+Domain+Function+during+Human+Pluripotent+Stem+Cell+Differentiation.">Multiomics Analyses of HNF4&#945; Protein Domain Function during Human Pluripotent Stem Cell Differentiation.</a> iScience. 16, 206-217 (2019).</li><li>Ran, F. A., Hsu, P. D., Wright, J., Agarwala, V., Scott, D. A., Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+engineering+using+the+CRISPR-Cas9+system.">Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system.</a> Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Defined+and+Scalable+Generation+of+Hepatocyte-like+Cells+from+Human+Pluripotent+Stem+Cells.">Defined and Scalable Generation of Hepatocyte-like Cells from Human Pluripotent Stem Cells.</a> Journal of Visualized Experiments. (121), 1-8 (2017).</li><li>Eggenschwiler, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+bi-allelic+modification+of+a+transcriptionally+silent+locus+in+patient-derived+iPSC+by+Cas9+nickase.">Improved bi-allelic modification of a transcriptionally silent locus in patient-derived iPSC by Cas9 nickase.</a> Scientific Reports. 6, 1-14 (2016).</li></ol>

D.C.H, Stemnovate Limited'in kurucu ortağı, hissedarı ve yöneticisidir.

Burada açıklanan protokol, önceden belirlenmiş nokta mutasyonlarını hPSC'lerde endojen bir lokusa sokmak için kullanılabilir. Domuzcuk tabanlı bir hedefleme vektörü ve eşleştirilmiş CRISPR / Cas9n ekspresyon plazmidlerinin kombinasyonunun güvenilir ve verimli olduğu kanıtlandı11. HNF4α gen düzenlemesini takiben, analiz edilen 43 klondan 12'si, bağlantı PCR taraması ile belirlenen şekilde doğru bir şekilde hedeflenmiştir. Spesifik olarak, bialelik hedefleme etkinliği yaklaşık% 21 (9/43) ve monoalelik hedefleme verimliliği% 7 (3/43) civarındaydı.
Hedefleme deneylerini takiben, taramanın ilk turu sırasında hedeflenen lokusun piggyBac transpozazı için erişilebilir olmasını sağlamak için puromisin seçimini sürdürmek çok önemlidir. Bu, PGK promotör güdümlü puro-deltaTK seçim kasetinin susturulmasını en aza indirecek vetarama 10'un ikinci turunda arka planı azaltacaktır. Yakın tarihli bir rapor, CAG promotörünün susturulmaya karşı hPSC14'teki PGK promotöründen daha dirençli olduğunu göstermiştir. Bu nedenle, seçim kaseti için promotörün değiştirilmesi gelecekte bu sistemi geliştirebilir. HiPBaz ve GFP transfekte hücrelerden dirençli kolonilerin sayısını karşılaştırmak da önemlidir. Transpozonun başarılı bir şekilde çıkarılmasından sonra, hipPBazdan GFP-transfekte hücrelerden daha fazla hayatta kalan koloni olmalıdır. Transpozon eksizyonunun PCR analizine ek olarak, eksizyon doğruluğunu doğrulamak için modifiye bölgenin doğrudan sıralanması gerekir.
Yusa'nın piggyBac transpozon tabanlı hedefleme vektörü stratejisi 9,10'a dayanarak, yukarıda ayrıntılı olarak açıklanan prosedürler hPSC'lerin nükleofeksiyonunu ve tek hücre klonlama verimliliğini artırmaya odaklandı. Hücre tohumlama yoğunluğu, heterojen koloni oluşumu olasılığını azaltmak için optimize edilmiştir. Ayrıca, genotip taraması için koloni üretimini arttırmak için% 10 CO2'nin altında 10-12 günlük kültür kullandık. Deneyimlerimize göre, her 96 kuyucuklu plakadan yaklaşık 20 koloni elde edilebilir. Bu adım diğer yöntemlerden daha fazla zaman alabilse de, güvenilir ve oldukça verimlidir.
İhtiyaca bağlı olarak, hedefleme vektörleri, nokta mutasyonlarını tanıtmak veya düzeltmek, muhabir hücre çizgileri oluşturmak ve nakavt gen ekspresyonu oluşturmak için tasarlanabilir. Sonuç olarak, CRISPR / Cas9 (n) sisteminin ve bir hedefleme vektörünün kombinasyonu, farklı türlerde genetiği değiştirilmiş hPSC'ler sunmanın etkili bir yoludur.

İnsan pluripotent kök hücreleri (hPSC'ler), araştırma veya klinik1 için sınırsız bir somatik hücre kaynağını temsil eder. hPSC'lerde gen hedefleme, hücre spesifikasyonu sırasında gen fonksiyonunu incelemek ve hastalık mekanizmalarını anlamak için güçlü bir yöntem sunar. Etkili genom düzenleme yöntemleri mevcut olmasına rağmen, hPSC'lerdeki genleri modifiye etmek teknik olarak zor olmaya devam etmektedir. hPSC'lerde homolog rekombinasyon ile standart gen hedeflemesi düşük frekansta gerçekleşir veya bazı genlerde bile tespit edilemez 2 ve DNA çift iplikçik kırılması (DSB) uyarılmış gen hedeflemesi (gen düzenleme olarak adlandırılır) bu nedenle bu hücrelerde gereklidir 2,3. Ek olarak, hPSC'lerin transfeksiyonu ve ardından tek hücreli klonlama, tek hücreyle ilişkili apoptoz, Rho ile ilişkili protein kinaz (ROCK) inhibitörü4 kullanılarak azaltılabilse de, çok verimli değildir. Son olarak, ilgilenilen gendeki potansiyel hedef içi ve hedef dışı mutasyonlar da sorunlu olabilir. Bu nedenle, hPSC'lerde özel genetik değişiklikler yapmak için güvenilir bir protokol gereklidir.
RNA rehberliğindeki CRISPR (Kümelenmiş Düzenli Aralıklı Kısa Palindromik Tekrarlar) ve CRISPR ile ilişkili protein 9 (Cas9) teknolojisi artık gen düzenlemede köklü bir araçtır. Transkribe edilmiş CRISPR RNA (crRNA) ve trans-aktive edici bir RNA (tracrRNA), Cas9 proteini ile kompleksleşen ve genin spesifik bölünmesine izin veren tek kılavuzRNA'yı (sgRNA) oluşturur. CRISPR / Cas9 sistemi, sgRNA'nın 20-bp kılavuz dizisini değiştirerek programlanabilir, yani protospacer-bitişik motif (PAM) gereksinimini karşılayan hemen hemen her lokus düzenlenebilir. Bununla birlikte, vahşi tip Cas9, kılavuz dizisi ile bir DNA hedefi arasındaki bazı uyumsuzlukları tolere edebilir ve bu da istenmeyen hedef dışı etkilere neden olabilir. Özgüllüğünü arttırmak için, bir nickaz mutantı (Cas9n) geliştirilmiştir. D10A veya N863A mutasyonu içeren bir Cas9n sadece bir fonksiyonel nükleaz alanına sahiptir ve sonuç olarak DNA'yı sadece bir iplikçikte parçalayabilir. Uygun şekilde yerleştirilmiş ve yönlendirilmiş bir çift Cas9n, DNA DSB'yi etkili bir şekilde indükleyebilir ve hedef dışı etkiler önemli ölçüde azalır6. Verimli Cas9n modifikasyonu sağlamak için, iki Cas9n-sgRNA'nın ideal olarak -4 ila 20 bp ofset ile yerleştirilmesi ve her zaman 5' çıkıntı6 oluşturması gerektiği gösterilmiştir.
Cas9(n)-sgRNA ile indüklenen DSB, hPSC'lerde genom düzenleme için kullanılabilir 7,8. Homolog olmayan uç birleştirme onarımı yoluyla gen nakavtı oluşturabilir veya bir donör DNA şablonu mevcutsa, homolojiye yönelik onarım (HDR) yoluyla gen modifikasyonu yapabilir. Burada açıklanan protokol, HDR için bir piggyBac transpozon bazlı donör plazmidi (veya hedefleme vektörü) kullanır, burada bir ilaç direnci belirteci transpozon ters çevrilmiş tekrarlarla çevrilidir. Bu yaklaşımın avantajı, ilk olarak Yusa ve ark.9,10 tarafından gösterildiği gibi verimli tarama ve kesintisiz gen düzenlemeyi içerir. İlaç seçim kaseti, hücrelerin entegre vektörle zenginleştirilmesine izin verir, bunlar daha sonra HDR tarafından türetilenleri tanımlamak için bağlantı PCR ile taranır. Ek olarak, ilaç seçim kaseti Cas9 (n) bölünmesi için hedef dizilerin yerini alacak şekilde konumlandırılabilir, böylece HDR'den sonra başka DNA kırılması meydana gelmez, böylece Cas9 (n) yeniden bölünmesinden kaynaklanan 'açık' hedef mutasyonları ortadan kaldırır. Ayrıca, piggyBac transpozaz tarafından katalize edilen hassas eksizyondan yararlanarak, seçim belirteci daha sonra bir yara izi bırakmadan genomdan eksize edilir. İlaç seçim belirteci9'un çıkarılmasından sonra sadece piggyBac yerleştirme için orijinal endojen TTAA dizisi kalır. TTAA sitelerinin ikameler getirilerek oluşturulması gerekse bile, rahatsız edici düzenleyici unsurların olasılığı diğer yöntemlere kıyasla azalır10.
Burada, hPSC'lerde kesintisiz genom düzenlemeyi uygulamak için ayrıntılı prosedürleri açıklıyoruz. Domuzcuk bazlı bir donör plazmidini ve CRISPR-Cas9 nickaz mutantını iki aşamalı bir genetik seçilimde birleştirerek, hepatosit nükleer faktör 4 alfa (HNF4α) gen11'e önceden belirlenmiş iki nokta mutasyonu getirdik. Bu yaklaşım güvenilir ve verimlidir ve insan pluripotent kök hücrelerinden endoderm ve hepatosit spesifikasyonunda HNF4α'nın oynadığı önemli rollerin derinlemesineanalizine izin vermiştir 11.

<table><tbody><tr><td>Anti-Human SSEA4 PE</td><td>eBioscience</td><td>12-8843-42</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Human TRA-1-60 PE</td><td>eBioscience</td><td>11-0159-42</td><td></td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14190144</td><td></td></tr><tr><td>DPBS with calcium and magnesium</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14040133</td><td></td></tr><tr><td>FIAU</td><td>Moravek</td><td>M251</td><td></td></tr><tr><td>Gentle cell dissociation reagent</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>07174</td><td></td></tr><tr><td>H9 human embryonic stem cells</td><td>WiCell</td><td>WA09</td><td></td></tr><tr><td>Human NANOG antibody</td><td>R&amp;amp;D systems</td><td>AF1997</td><td></td></tr><tr><td>Human OCT4 antibody</td><td>Abcam</td><td>AB19857</td><td></td></tr><tr><td>Human stem cell Nucleofector kit 1</td><td>Lonza</td><td>VPH-5012</td><td></td></tr><tr><td>Mouse IgG3 isotype control PE</td><td>eBioscience</td><td>12-4742-41</td><td></td></tr><tr><td>mTeSR1 medium</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>85850</td><td></td></tr><tr><td>Nucleofector 2b device</td><td>Lonza</td><td>AAB-1001</td><td></td></tr><tr><td>pCMV-hyPBase</td><td>Wellcome Trust Sanger Institute</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>pMCS-AAT_PBPGKpuroTK</td><td>Wellcome Trust Sanger Institute</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>pSpCas9n(BB)-2A-Puro (PX462)</td><td>Addgene</td><td>PX462</td><td></td></tr><tr><td>Puromycin dihydrochloride</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A11138-03</td><td></td></tr><tr><td>QIAprep spin maxiprep kit</td><td>Qiagen</td><td>12162</td><td></td></tr><tr><td>QIAprep spin miniprep kit</td><td>Qiagen</td><td>27106</td><td></td></tr><tr><td>Recombinant laminin 521</td><td>BioLamina</td><td>LN521</td><td></td></tr><tr><td>Trypan blue solution, 0.4%</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>Y-27632(Dihydrochloride)</td><td>Millipore</td><td>SCM075</td><td></td></tr></tbody></table>

introducing point mutations into human pluripotent stem cells using seamless genome editing

RNA rehberliğinde Kümelenmiş Düzenli Aralıklı Kısa Palindromik Tekrarlar (CRISPR)-Cas9 gibi özel olarak tasarlanmış endonükleazlar, memeli hücrelerinde etkili genom düzenlemesini mümkün kılar. Burada, insan pluripotent kök hücrelerinde bir örnek olarak hepatosit nükleer faktör 4 alfa (HNF4α) lokusunu sorunsuz bir şekilde genom düzenlemesi için ayrıntılı prosedürleri açıklıyoruz. Domuzcuk bazlı bir donör plazmidi ve CRISPR-Cas9 nickaz mutantını iki aşamalı bir genetik seçimde birleştirerek, HNF4α lokusunun doğru ve verimli bir şekilde hedeflendiğini gösteriyoruz.

Vektör tabanlı zincirleme stratejiyi hedefleme Hepatosit nükleer faktör 4 alfa (HNF4α) geni, ekzon 8'e iki noktalı mutasyonlar getirmek için hedeflenen genom düzenlemesi için seçildi. 11 bp ofsetli bir çift Cas9n-sgRNA, değiştirilecek bölgeye yakın bir yerde tasarlanmıştır. DomuzcukBac tabanlı hedefleme vektörü, istenen nokta mutasyonlarını tanıtmak için homolojiye yönelik onarım şablonu olarak çalıştı. Eş anlamlı nükleotid ikamelerini veya istenen nokta mutasyonlarını içeren bir 967 bp 5'-HA ve bir 1142 bp 3'-HA güçlendirildi ve nihai hedefleme vektörüne klonlandı. DomuzcukBac yerleştirme bölgesi, istenen iki nokta mutasyonundan 16 bp ve 22 bp uzaktaydı. İlk turda puro-deltaTK seçim kasetini içeren koloniler puromisin ile seçildi. Seçim kaseti ikinci turda transpozaz eksizyonu ile çıkarıldıktan sonra, hedeflenen bölge sadece gende dahil edilen istenen nokta mutasyonları ile sorunsuz bir şekilde değiştirildi (Şekil 1).
İnsan pluripotent kök hücrelerinde genetik düzenleme Doğru hedeflenmiş hücreleri taramak için, genotipleme için üç primer tabanlı bir PCR yöntemi kullanılmıştır (Şekil 2). PCR sonuçlarını doğrulamak için Sanger dizilimi uygulandı (Şekil 3A). Seçim kasetinin çıkarılmasından sonra, modifiye edilen bölge, istenen nokta mutasyonlarının doğru bir şekilde tanıtıldığını doğrulamak için tekrar sıralandı (Şekil 3B).
Koloni kurulması ve düzenlenmiş insan pluripotent kök hücrelerinin karakterizasyonu Doğru genotipe sahip koloniler seçildi ve gerektiğinde genişletildi. Kurulan kolonilerin daha fazla analiz için kullanılmadan önce karakterize edilmesi gerekir. Düzenlenmiş hücreler, ebeveyn hücrelerle aynı morfolojiye sahiptir (Şekil 4A). Ayrıca, transkripsiyon faktörleri NANOG ve OCT4 (Şekil 4 B) ve ayrıca hücre yüzey belirteçleri SSEA4 ve TRA-1-60 (Şekil 4 C) dahil olmak üzere temsili insan pluripotent kök hücre belirteçlerini ifade ederler.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig1.jpg"> Şekil 1: Vektör tabanlı zincirleme stratejiyi hedefleme11. HNF4α geninin ekzon 8'inde DNA çift iplikçik kırılmasını indüklemek için bir çift Cas9n-sgRNA ekspresyon plazmidi kullanıldı. 16 bp ve 22 bp uzaklıkta bulunan önceden belirlenmiş nokta mutasyonlarını tanıtmak için bir seçim kasetine sahip bir hedefleme vektörü kullanıldı. Bu seçim kaseti, yapısal olarak aktif bir promotör (PGK) tarafından tahrik edilen pozitif-negatif bir seçim işaretleyicisinden (puro-deltaTK) oluşan piggyBac transpozonu içinde yer alıyordu. Homolojiye yönelik onarım yolu aracılığıyla, hedeflenen hücreler seçim kasetini içeriyordu. Transpozazın aracılık ettiği transpozon eksizyonu, sadece nokta mutasyonlarının mevcut olduğu dikişsiz bir modifikasyonla sonuçlanır. Kızıl haç, istenen nokta mutasyonlarının yerini gösterir. HA = homoloji kolu; PB = piggyBac; PM = nokta mutasyonu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig1large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig2.jpg"> Şekil 2: Üç primer tabanlı PCR yöntemi. Gen hedefli hücreleri taramak için PCR tabanlı genotipleme kullanıldı. Sol homoloji kol bölgesini büyütmek için üç primer, LA-F1, -R1 ve -R2 kullanıldı. Bağımsız olarak, sağ homoloji kol bölgesini yükseltmek için RA-F1, -F2 ve -R1 kullanıldı. Jel elektroforezi sonucuna dayanarak, hedeflenmemiş hücreler ile heterozigot ve homozigot hücreler birbirinden ayırt edildi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig2large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig3.jpg"> Şekil 3: Genetiği değiştirilmiş hücrelerin dizileme sonuçları11. İki klondan elde edilen PCR ürünleri sıralandı ve seçim kasetinin hedeflenen lokusa (A) doğru yerleştirildiği doğrulandı. 5' ve 3' piggyBac ters terminal tekrarları (ITR), TTAA doğrudan tekrarları tarafından kuşatıldı. Transpozon eksizyonu sonrası üç klon sıralandı (B). DNA çift iplikçik kırılmasını sağlamak için 11 bp ofsetli bir çift Cas9n-sgRNA kullanıldı. Önceden belirlenmiş iki nokta mutasyonu (A'dan G'ye ve A'dan C'ye) genin içine sokuldu. Eşanlamlı bir mutasyon, protospacer-bitişik motifi (PAM) mutasyona uğratmak için ve bir diğeri de piggyBac eksizyonu için gerekli TTAA bölgesini oluşturmak için tanıtıldı. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig3large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig4.jpg"> Şekil 4: Düzenlenmiş insan pluripotent kök hücrelerinin karakterizasyonu. Düzenlenmiş iki hücre çizgisinin ve ebeveyn hücrelerinin (A) morfolojisi, ölçek çubuğu = 100 μm. Pluripotent kök hücre belirteçleri NANOG ve OCT4'ün ekspresyonu, iki modifiye hücre hattında ve ebeveyn hücrelerde akış sitometrisi (C) ile SSEA4 ve TRA-1-60'a ek olarak immün boyama (B, ölçek çubuğu = 50 μm) ile incelenmiştir. IgG negatif kontrol olarak kullanıldı. DAPI, çekirdeği boyamak için kullanıldı. Yüzdeler, üç bağımsız deneyin ortalaması olarak hesaplandı. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig4large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Introducing Point Mutations into Human Pluripotent Stem Cells Using Seamless Genome Editing at JoVE.com

Introducing Point Mutations into Human Pluripotent Stem Cells Using Seamless Genome Editing

Burada, piggyBac bazlı bir donör plazmid ve Cas9 nickaz mutantı kullanarak insan pluripotent kök hücrelerinde dikişsiz gen düzenleme için ayrıntılı bir yöntem açıklıyoruz. İnsan embriyonik kök hücrelerinde (hESC'ler) hepatosit nükleer faktör 4 alfa (HNF4α) lokusunun ekzon 8'ine iki nokta mutasyonu getirildi.

Kesintisiz Genom Düzenleme Kullanarak İnsan Pluripotent Kök Hücrelerine Nokta Mutasyonlarının Tanıtılması

Custom designed endonucleases, such as RNA-guided Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)-Cas9, enable efficient genome editing ...

introducing-point-mutations-into-human-pluripotent-stem-cells-using

Research

JoVE Journal

Genetics

4.0K Görüntüleme.  University of Edinburgh. Burada, piggyBac bazlı bir donör plazmid ve Cas9 nickaz mutantı kullanarak insan pluripotent kök hücrelerinde dikişsiz gen düzenleme için ayrıntılı bir yöntem açıklıyoruz. İnsan embriyonik kök hücrelerinde (hESC'ler) hepatosit nükleer faktör 4 alfa (HNF4α) lokusunun ekzon 8'ine iki nokta mutasyonu getirildi.

Video: Introducing Point Mutations into Human Pluripotent Stem Cells Using Seamless Genome Editing

Transfection, Selection, and Colony-picking of Human Induced Pluripotent Stem Cells TALEN-targeted with a GFP Gene into the AAVS1 Safe Harbor

Targeted transgene addition can provide persistent gene expression while circumventing the gene silencing and insertional mutagenesis caused by viral vector mediated random integration. This protocol describes a universal and efficient transgene targeted addition platform in human iPSCs based on utilization of validated open-source TALENs and a gene-trap-like donor to deliver transgenes into a safe harbor locus. Importantly, effective gene editing is rate-limited by the delivery efficiency of gene editing vectors. Therefore, this protocol first focuses on preparation of iPSCs for transfection to achieve high nuclear delivery efficiency. When iPSCs are dissociated into single cells using a gentle-cell dissociation reagent and transfected using an optimized program, >50% cells can be induced to take up the large gene editing vectors. Because the AAVS1 locus is located in the intron of an active gene (PPP1R12C), a splicing acceptor (SA)-linked puromycin resistant gene (PAC) was used to select targeted iPSCs while excluding random integration-only and untransfected cells. This strategy greatly increases the chance of obtaining targeted clones, and can be used in other active gene targeting experiments as well. Two weeks after puromycin selection at the dose adjusted for the specific iPSC line, clones are ready to be picked by manual dissection of large, isolated colonies into smaller pieces that are transferred to fresh medium in a smaller well for further expansion and genetic and functional screening. One can follow this protocol to readily obtain multiple GFP reporter iPSC lines that are useful for in vivo and in vitro imaging and cell isolation.

TALEN-mediated gene editing at the safe harbor AAVS1 locus enables high-efficiency transgene addition in human iPSCs. This protocol describes the procedures for preparing iPSCs for TALEN and donor vector delivery, transfecting iPSCs, and selecting and isolating iPSC clones to achieve targeted integration of a GFP gene to generate reporter lines.

Transfeksiyon, Seçim ve İnsan uyarılmış pluripotent kök hücrelerin Colony-toplama AAVS1 Safe Harbor içine GFP geninin ile TALEN-hedefli

Targeted transgene addition can provide persistent gene expression while circumventing the gene silencing and insertional mutagenesis caused by viral ...

Gelişim Biyolojisi

Genome Editing and Directed Differentiation of hPSCs for Interrogating Lineage Determinants in Human Pancreatic Development

Interrogating gene function in self-renewing or differentiating human pluripotent stem cells (hPSCs) offers a valuable platform towards understanding human development and dissecting disease mechanisms in a dish. To capitalize on this potential application requires efficient genome-editing tools to generate hPSC mutants in disease-associated genes, as well as in vitro hPSC differentiation protocols to produce disease-relevant cell types that closely recapitulate their in vivo counterparts. An efficient genome-editing platform for hPSCs named iCRISPR has been developed through the TALEN-mediated targeting of a Cas9 expression cassette in the AAVS1 locus. Here, the protocols for the generation of inducible Cas9 hPSC lines using cells cultured in a chemically defined medium and a feeder-free condition are described. Detailed procedures for using the iCRISPR system for gene knockout or precise genetic alterations in hPSCs, either through non-homologous end joining (NHEJ) or via precise nucleotide alterations using a homology-directed repair (HDR) template, respectively, are included. These technical procedures include descriptions of the design, production, and transfection of CRISPR guide RNAs (gRNAs); the measurement of the CRISPR mutation rate by T7E1 or RFLP assays; and the establishment and validation of clonal mutant lines. Finally, we chronicle procedures for hPSC differentiation into glucose-responsive pancreatic &#946;-like cells by mimicking in vivo pancreatic embryonic development. Combining iCRISPR technology with directed hPSC differentiation enables the systematic examination of gene function to further our understanding of pancreatic development and diabetes disease mechanisms.

Protocols to generate hPSC mutant lines using the iCRISPR platform and to differentiate hPSCs into glucose-responsive &#946;-like cells are described. Combining genome editing technology with hPSC-directed differentiation provides a powerful platform for the systematic analysis of the role of lineage determinants in human development and disease progression.

İnsan Pankreas Geliştirme Lineage Belirleyicileri sorgulanması için Genom Düzenleme ve hPSCs arasında Yönetmen Farklılaşma

Interrogating gene function in self-renewing or differentiating human pluripotent stem cells (hPSCs) offers a valuable platform towards understanding ...

Genetik

Establishment of Genome-edited Human Pluripotent Stem Cell Lines: From Targeting to Isolation

Genome-editing of human pluripotent stem cells (hPSCs) provides a genetically controlled and clinically relevant platform from which to understand human development and investigate the pathophysiology of disease. By employing site-specific nucleases (SSNs) for genome editing, the rapid derivation of new hPSC lines harboring specific genetic alterations in an otherwise isogenic setting becomes possible. Zinc finger nucleases (ZFNs), transcription activator-like effector nucleases (TALENs) and clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9 are the most commonly used SSNs. All of these nucleases function by introducing a double stranded DNA break at a specified site, thereby promoting precise gene editing at a genomic locus. SSN-meditated genome editing exploits two of the cell&#39;s endogenous DNA repair mechanisms, non-homologous end joining (NHEJ) and homology directed repair (HDR), to either introduce insertion/deletion mutations or alter the genome using a homologous repair template at the site of the double stranded break. Electroporation of hPSCs is an efficient means of transfecting SSNs and repair templates that incorporate transgenes such as fluorescent reporters and antibiotic resistance cassettes. After electroporation, it is possible to isolate only those hPSCs that incorporated the repair construct by selecting for antibiotic resistance. Mechanically separating hPSC colonies and confirming proper integration at the target site through genotyping allows for the isolation of correctly targeted and genetically homogeneous cell lines. The validity of this protocol is demonstrated here by using all three SSN platforms to incorporate EGFP and a puromycin resistance construct into the AAVS1 safe harbor locus in human pluripotent&#160;stem cells.

Genome editing of human pluripotent stem cells (hPSCs) can be done quickly and efficiently. Presented here is a robust experimental procedure to genetically engineer hPSCs as exemplified by editing the AAVS1 safe harbor locus to express EGFP and introduce antibiotic resistance.

Genom düzenlenmiş İnsan Pluripotent Kök Hücre Hatları oluşturulması: İzolasyon hedefleyen Gönderen

Genome-editing of human pluripotent stem cells (hPSCs) provides a genetically controlled and clinically relevant platform from which to understand human ...

Generation of Defined Genomic Modifications Using CRISPR-CAS9 in Human Pluripotent Stem Cells

Human pluripotent stem cells offer a powerful system to study gene function and model specific mutations relevant to disease. The generation of precise heterozygous genetic modifications is challenging due to CRISPR-CAS9 mediated indel formation in the second allele. Here, we demonstrate a protocol to help overcome this difficulty by using two repair templates in which only one expresses the desired sequence change, while both templates contain silent mutations to prevent re-cutting and indel formation. This methodology is most advantageous for gene editing coding regions of DNA to generate isogenic control and mutant human stem cell lines for studying human disease and biology. In addition, optimization of transfection and screening methodologies have been performed to reduce labor and cost of a gene editing experiment. Overall, this protocol is widely applicable to many genome editing projects utilizing the human pluripotent stem cell model.

This protocol provides a method to facilitate the generation of defined heterozygous or homozygous nucleotide changes using CRISPR-CAS9 in human pluripotent stem cells.

İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinde CRISPR-CAS9 Kullanılarak Tanımlanmış Genomik Modifikasyonların Üretimi

Human pluripotent stem cells offer a powerful system to study gene function and model specific mutations relevant to disease. The generation of precise ...

Efficient Generation and Editing of Feeder-free IPSCs from Human Pancreatic Cells Using the CRISPR-Cas9 System

Embryonic and induced pluripotent stem cells can self-renew and differentiate into multiple cell types of the body. The pluripotent cells are thus coveted for research in regenerative medicine and are currently in clinical trials for eye diseases, diabetes, heart diseases, and other disorders. The potential to differentiate into specialized cell types coupled with the recent advances in genome editing technologies including the CRISPR/Cas system have provided additional opportunities for tailoring the genome of iPSC for varied applications including disease modeling, gene therapy, and biasing pathways of differentiation, to name a few. Among the available editing technologies, the CRISPR/Cas9 from Streptococcus pyogenes has emerged as a tool of choice for site-specific editing of the eukaryotic genome. The CRISPRs are easily accessible, inexpensive, and highly efficient in engineering targeted edits. The system requires a Cas9 nuclease and a guide sequence (20-mer) specific to the genomic target abutting a 3-nucleotide &#34;NGG&#34; protospacer-adjacent-motif (PAM) for targeting Cas9 to the desired genomic locus, alongside a universal Cas9 binding tracer RNA (together called single guide RNA or sgRNA). Here we present a step-by-step protocol for efficient generation of feeder-independent and footprint-free iPSC and describe methodologies for genome editing of iPSC using the Cas9 ribonucleoprotein (RNP) complexes. The genome editing protocol is effective and can be easily multiplexed by pre-complexing sgRNAs for more than one target with the Cas9 protein and simultaneously delivering into the cells. Finally, we describe a simplified approach for identification and characterization of iPSCs with desired edits. Taken together, the outlined strategies are expected to streamline generation and editing of iPSC for manifold applications.

This protocol describes in detail the generation of footprint-free induced pluripotent stem cells (iPSCs) from human pancreatic cells in feeder-free conditions, followed by editing using CRISPR/Cas9 ribonucleoproteins and characterization of the modified single-cell clones.

Verimli üretimi ve besleyici-Alerjik IPSCs CRISPR-Cas9 sistemini kullanarak insan pankreas hücreleri düzenleme

Embryonic and induced pluripotent stem cells can self-renew and differentiate into multiple cell types of the body. The pluripotent cells are thus coveted ...

Biyomühendislik

CRISPR/Cas9-Mediated Highly Efficient Gene Targeting in Embryonic Stem Cells for Developing Gene-Manipulated Mouse Models

The CRISPR/Cas9 system has made it possible to develop genetically modified mice by direct genome editing using fertilized zygotes. However, although the efficiency in developing gene-knockout mice by inducing small indel mutation would be sufficient enough, the efficiency of embryo genome editing for making large-size DNA knock-in (KI) is still low. Therefore, in contrast to the direct KI method in embryos, gene targeting using embryonic stem cells (ESCs) followed by embryo injection to develop chimera mice still has several advantages (e.g., high throughput targeting in vitro, multi-allele manipulation, and Cre and flox gene manipulation can be carried out in a short period). In addition, strains with difficult-to-handle embryos in vitro, such as BALB/c, can also be used for ESC targeting. This protocol describes the optimized method for large-size DNA (several kb) KI in ESCs by applying CRISPR/Cas9-mediated genome editing followed by chimera mice production to develop gene-manipulated mouse models.

Here we present a protocol for developing genetically modified mouse models using embryonic stem cells, especially for large DNA knock-in (KI). This protocol is tuned up using CRISPR/Cas9 genome editing, resulting in significantly improved KI efficiency compared with the conventional homologous recombination-mediated linearized DNA targeting method.

Genle Manipüle Edilmiş Fare Modelleri Geliştirmek için Embriyonik Kök Hücrelerde CRISPR / Cas9 Aracılı Yüksek Verimli Gen Hedefleme

The CRISPR/Cas9 system has made it possible to develop genetically modified mice by direct genome editing using fertilized zygotes. However, although the ...

Rapid and Efficient Generation of Recombinant Human Pluripotent Stem Cells by Recombinase-mediated Cassette Exchange in the AAVS1 Locus

Even with the revolution of gene-targeting technologies led by CRISPR-Cas9, genetic modification of human pluripotent stem cells&#160;(hPSCs)&#160;is still time consuming. Comparative studies that use recombinant lines with transgenes integrated into safe harbor loci could benefit from approaches that use site-specific targeted recombinases, like Cre or FLPe, which are more rapid and less prone to off-target effects. Such methods have been described, although they do not significantly outperform gene targeting in most aspects. Using Zinc-finger nucleases, we previously created a master cell line in the AAVS1 locus of hPSCs&#160;that contains a GFP-Hygromycin-tk expressing cassette, flanked by heterotypic FRT sequences. Here, we describe the procedures to perform FLPe recombinase-mediated cassette exchange (RMCE) using this line. The master cell line is transfected with a RMCE donor vector, which contains a promoterless Puromycin resistance, and with FLPe recombinase. Application of both a positive (Puromycin) and negative (FIAU) selection program leads to the selection of RMCE without random integrations. RMCE generates fully characterized pluripotent polyclonal transgenic lines in 15 d&#160;with 100% efficiency. Despite the recently described limitations of the AAVS1 locus, the ease of the system paves the way for hPSC transgenesis in isogenic settings, is necessary for comparative studies, and enables semi-high-throughput genetic screens for gain/loss of function analysis that would otherwise be highly time consuming.

Rapid and Efficient Generation of Recombinant Human Pluripotent Stem Cells by Recombinase-mediated Cassette Exchange in the AAVS1 Locus

Here we report a rapid and efficient gene editing method based on RMCE in the AAVS1 locus of human Pluripotent Stem Cells (hPSCs) that improves upon previously described systems. Using this technique, isogenic lines can be rapidly and reliably generated for proper comparative studies, facilitating transgenesis-mediated research with hPSCs.

içinde Recombinase aracılı Kaset Borsası tarafından Rekombinant insan pluripotent kök hücreleri hızlı ve verimli Nesil<em&gt; AAVS1</em&gt; Odağı

Even with the revolution of gene-targeting technologies led by CRISPR-Cas9, genetic modification of human pluripotent stem cells&#160;(hPSCs)&#160;is ...

Tıp

CRISPR-Cas9 Mediated Gene Deletion in Human Pluripotent Stem Cells Cultured Under Feeder-Free Conditions

The CRISPR-Cas9 system for genome editing has revolutionized gene function studies in mammalian cells, including stem cells. However, the practical application of this technique, particularly in pluripotent stem cells, presents certain challenges, such as being time- and labor-intensive and having low editing efficiency. Here, we describe the generation of a CRISPR-mediated gene knockout in a human embryonic stem cell (hESC) line stably expressing sgRNAs for the L2HGDH gene, using a highly efficient and stable lentiviral-mediated gene delivery system. The sgRNAs targeting exon 1 of the L2HGDH gene were chemically synthesized and cloned into the lentiCRISPR v2-puro vector, which combines the constitutive expression of sgRNAs with Cas9 in a highly efficient single-vector system to achieve higher lentiviral titers for hESC infection and stable selection using puromycin. Puromycin-selected cells were further expanded, and single-cell clones were obtained using the limited dilution method. The single clones were expanded, and several homozygous knockout clones for the L2HGDH gene were obtained, as confirmed by a 100% reduction in L2HGDH expression using Western blot analysis. Furthermore, using MSBSP-PCR, the CRISPR mutation site was mapped upstream of the PAM recognition sequence of Cas9 in the selected homozygous clones. Sanger sequencing was performed to analyze the exact insertions/deletions, and functional characterization of the clones was conducted. This method produced a significantly higher percentage of homozygous deletions compared to previously reported non-viral gene delivery methods. Although this report focuses on the L2HGDH gene, this robust and cost-effective approach can be used to create homozygous knockouts for other genes in pluripotent stem cells for gene function studies.

<meta charset="utf8"></head><body>Besleyicisiz Koşullar Altında Kültürlenen İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinde CRISPR-Cas9 Aracılı Gen Delesyonuna

The presented method describes the generation of a CRISPR-mediated gene knockout in the human embryonic stem cell (hESC) line H9, which stably expresses sgRNAs targeting the L2HGDH gene using a highly efficient lentiviral-mediated gene delivery system.

Besleyicisiz Koşullar Altında Kültürlenen İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinde CRISPR-Cas9 Aracılı Gen Delesyonuna

The CRISPR-Cas9 system for genome editing has revolutionized gene function studies in mammalian cells, including stem cells. However, the practical ...

Biyoloji

Zinc Finger Nuclease-Based Genome Editing: A Technique for Modifying Genome in Human Pluripotent Stem Cells by Double-Stranded Homology Dependant Repair Mechanism

Source: Blair, J. D., et al. <a href="https://www.jove.com/v/53583">Establishment of Genome-edited Human Pluripotent Stem Cell Lines: From Targeting to Isolation.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates a technique of zinc-finger nuclease-based genome editing in human pluripotent stem cells (hPSCs). As hPSCs can potentially be differentiated into various cell types, this technology is helpful for in vitro pathological and pharmacological studies in a patient-specific manner.

Çinko Parmak Nükleaz Tabanlı Genom Düzenleme: İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinde Çift Sarmallı Homoloji Bağımlı Onarım Mekanizması ile Genomu Değiştirme Tekniği

Source: Blair, J. D., et al. Establishment of Genome-edited Human Pluripotent Stem Cell Lines: From Targeting to Isolation. J. Vis. Exp. (2016).
This ...

Kesintisiz Genom Düzenleme Kullanarak İnsan Pluripotent Kök Hücrelerine Nokta Mutasyonlarının Tanıtılması

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Transfeksiyon, Seçim ve İnsan uyarılmış pluripotent kök hücrelerin Colony-toplama AAVS1 Safe Harbor içine GFP geninin ile TALEN-hedefli

İnsan Pankreas Geliştirme Lineage Belirleyicileri sorgulanması için Genom Düzenleme ve hPSCs arasında Yönetmen Farklılaşma

Genom düzenlenmiş İnsan Pluripotent Kök Hücre Hatları oluşturulması: İzolasyon hedefleyen Gönderen

İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinde CRISPR-CAS9 Kullanılarak Tanımlanmış Genomik Modifikasyonların Üretimi

Verimli üretimi ve besleyici-Alerjik IPSCs CRISPR-Cas9 sistemini kullanarak insan pankreas hücreleri düzenleme

Genle Manipüle Edilmiş Fare Modelleri Geliştirmek için Embriyonik Kök Hücrelerde CRISPR / Cas9 Aracılı Yüksek Verimli Gen Hedefleme

içinde Recombinase aracılı Kaset Borsası tarafından Rekombinant insan pluripotent kök hücreleri hızlı ve verimli Nesil

Besleyicisiz Koşullar Altında Kültürlenen İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinde CRISPR-Cas9 Aracılı Gen Delesyonuna

Besleyicisiz Koşullar Altında Kültürlenen İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinde CRISPR-Cas9 Aracılı Gen Delesyonuna

Çinko Parmak Nükleaz Tabanlı Genom Düzenleme: İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinde Çift Sarmallı Homoloji Bağımlı Onarım Mekanizması ile Genomu Değiştirme Tekniği