Bu çalışma, Lanzhou Üniversitesi İkinci Hastanesi'nin Cuiying Plan Projesi tarafından desteklenmiştir (Hibe No. PR0121015) ve Gansu İl Üriner Sistem Hastalıkları Araştırma Anahtar Laboratuvarı (Hibe No. 0412D2).

Bu çalışma, Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu'nun 8. baskısında belirtilen yönergelere bağlı kalmıştır13. Araştırma, Lanzhou Üniversitesi İkinci Hastanesi Etik Kurulu'ndan onay aldı ve ARRIVE yönergeleri 2.014'e uygun olarak belgelendi. 12-16 haftalık on iki sağlıklı Wistar sıçanı (290-330 g ağırlığında altı erkek ve 250-280 g ağırlığında altı dişi), gerçek deneyden 3 gün önce Lanzhou Üniversitesi GLP Hayvan Laboratuvarı'na yerleştirildi. Kullanılan sıçan kafesleri, 545 mm x 395 mm x 200 mm ölçülerinde R5 tipindeydi ve otoklavlanmış yatak malzemesi ile donatılmıştı. Tüm sıçanlara hem yiyecek hem de suya sınırsız erişim sağlandı. Laboratuvarda ortalama nem oranı %25, sıcaklık ortalama 24 °C ve gece ile gündüz arasında değişen bir ışık döngüsü (07:00/19:00) sağlandı. Çalışmanın sonunda, tüm hayvanlara aşırı dozda izofluran kullanılarak insancıl bir şekilde ötenazi yapıldı. Bu çalışmada kullanılan malzeme ve araçlarla ilgili kapsamlı bilgi için lütfen Malzeme Tablosuna bakın.
1. Örneklem büyüklüğü hesaplaması ve hayvan seçimi
<ol><li>Denklem(15) kullanarak hayvan örneklem büyüklüğünü tahmin etmek için kaynak denklem yöntemini 1 seçin. E = Toplam hayvan sayısı − Toplam grup sayısı (1) Burada E , varyans analizi serbestlik derecesidir (ANOVA) ve 10 ile 20 arasında değişir. NOT: Bu çalışmada 12 hayvan A ve B olmak üzere iki gruba ayrıldı (grup başına üç erkek ve üç dişi).</li>
	<li>Bu çalışmanın birincil sonucunu, tek bir kişi tarafından tekrarlanan kan örneklemesinin başarı oranı ve zaman tüketimi olarak tanımlayın.</li>
	<li>İkincil sonuç ölçütlerini, sıçan vücut ağırlığı, yiyecek ve su alımındaki değişikliklerin yanı sıra advers olayların (klavikula kırıkları, deri altı hematomlar, pnömotoraks ve mortalite gibi) insidansı olarak tanımlayın.</li>
	<li>Başarılı kan örneklemesini aşağıdaki kriterleri karşılayacak şekilde tanımlayın: i) tek bir kan alımı için üçten az delinme; ii) 5 dakikayı geçmeyen toplam süre (sıçan kısıtlamasından kan alımının tamamlanmasına kadar); ve iii) berrak plazma elde ederken hedeflenen kan hacmine ulaşmak. Bu kriterlerden herhangi bir sapmayı örnekleme hatası olarak kabul edin.</li>
</ol>2. Hayvan kısıtlama ve kan alma
NOT: A ve B grubu sıçanlardan alınan kan örnekleri, her ikisi de en az 100 kan örneği almış olan iki deneyimli araştırmacı tarafından toplanmıştır. Her iki sıçan grubundan 4 gün boyunca toplam 96 kez kan örnekleri toplandı. Bu kan alma yöntemi, sıçanlar için anestezi veya ek kısıtlama cihazları gerektirmez. Ancak, usta kullanım teknikleri gerektirir.
<ol><li>Kan örneklemesinden önceki gün (1. gün) sabah saat 8:00'de, yiyecek ve suyu tartılırken her sıçanı kendi kafesine atayın. Daha sonra, ölçümlere kör olan başka bir araştırmacıya, farelerin ağırlığını, yiyecek tüketimini ve su alımını 1. günden itibaren her gün saat 8: 00'de kaydedin.</li>
	<li>Bu protokolü takip etmek için, önce her gün saat 10:00'da ve daha sonra saat 10:00'da kan alın, her iki taraftaki subklavyen damarlardan dönüşümlü olarak 0.15 mL kan alın. NOT: Toplanacak kan miktarı, en düşük ağırlıktaki sıçanın bir hafta içinde tolere edebileceği maksimum hacme göre belirlendi.</li>
	<li>Bir şırıngayı sodyum heparin (25 U/mL) ile yıkayın ve enjeksiyon bölgesini alkolle dezenfekte edin.</li>
	<li>Sıçanın sırt derisini nazikçe okşayın ve sıçanın rahatlamasına yardımcı olmak için boynunu tekrar tekrar sıkıştırın (Video 1).</li>
	<li>Baskın olmayan elin başparmağını ve işaret parmağını kullanarak, sıçanın boyun derisini sıkıca kavrayın ve kaldırın (Şekil 1A ve Video 1).</li>
	<li>Baskın elin koordinasyonuyla, sıçanın arka derisini sabitlemek ve ön uzuvlarını hareketsiz hale getirmek için baskın olmayan elin kalan üç parmağını ve avuç içini kullanın (Şekil 1B, C ve Video 2). NOT: Sıçan direnir veya mücadele ederse, sıçanın kullanıma alışmasına yardımcı olmak için bu prosedür birkaç kez tekrarlanabilir. Aşağıdaki adımlar başarılı kan alımının anahtarıdır.</li>
	<li>Baskın olmayan elin işaret parmağını kullanarak, farenin kafa derisini hafifçe aşağı doğru bastırın, diğer parmaklar avuç içi ile birlikte omuz eklemini dışa doğru döndürmeye yardımcı olur. Bu işlem sırasında, sıçanın omuz eklemini tamamen uzatmak için baskın elinizi kullanın (Şekil 1D-F ve Video 2).</li>
	<li>Sıçanın başını ve vücudunu düz bir çizgide hizalamak için baskın olmayan elinizle sıçanı sıkıca kavrayın (Şekil 1G,H). Ardından, klavikulanın konumunu bulmak ve delinme bölgesini doğrulamak için baskın elinizi kullanın (Şekil 1I, Video 2 ve Video 3). NOT: Fareyi tıraş etmek gerekli değildir. Şekil 1'de tıraşlama sadece köprücük kemiği ve ponksiyon pozisyonunu daha büyük ölçüde göstermek için yapılmıştır. Sıçanları, özellikle sıçanları >350 g kısıtlarken, sıçanın ayaklarını sağlam bir yüzeye koymasına izin vermek, vücut ağırlığını desteklemeye yardımcı olacaktır. Ek olarak, kısıtlayıcı, kısıtlamanın solunum sıkıntısına neden olabilecek çok sıkı olmadığından emin olmak için kan toplarken her sıçanın solunum hızını izlemelidir.</li>
	<li>Şırıngayı baskın elde sıçanın vücuduna paralel tutarak, iğne ucu yukarı bakacak ve şırınga ölçeği deneyciye doğru bakacak şekilde, sıçanın vücudunun orta hattı ile yaklaşık 15°'lik bir açı sağlayın. İğneyi klavikula çentiğinin 0,5 cm altına (klavikula proksimal üçte birlik kısmının ve sternumun birleştiği yere) sokarak iğnenin sıçanın vücuduna paralel kalmasını sağlayın (Şekil 1J ve Video 3). NOT: Kan damarını delmekten veya bitişik damarlarda yanlışlıkla hasara neden olmaktan kaçınmak için iğne batırma açısına ve derinliğine özellikle dikkat edilmelidir.</li>
	<li>Negatif bir basınç oluşturmak için şırıngayı hafifçe geri çekin, genellikle kan damarına girdikten sonra elle tutulur bir atılım hissi eşlik eder (özellikle ilk kan toplama sırasında belirgindir). Bu pozisyonu koruyun ve gerektiğinde sabit bir hızda 0.1-1.0 mL kan toplayın (haftada yaklaşık 4-5.3 mL/kg kanIACUC yönergelerini izleyerek 1) (Şekil 1K ve Video 3).</li>
	<li>Delindikten sonra kan yoksa, iğnenin açısını ve derinliğini nazikçe ayarlamayı deneyin veya şırıngayı hafifçe döndürün (Video 3). Aynı tarafta art arda üç deneme başarısız olursa, tüm kanamayı durdurun ve ardından delinme için karşı tarafa geçin. NOT: Sıçanın rahatsızlıktan dolayı mücadele etmesini önlemek için deriden hızlı bir şekilde delinmesi tavsiye edilir.</li>
	<li>Hemostaz için pamuklu çubuk uygulayın ve fareyi kafesine geri koyun (Video 4).</li>
	<li>Kan örneklerini deneysel gereksinimlere göre işleyin.</li>
</ol>3. Kan örneği işleme
<ol><li>Şırınga iğnesini keskin bir kaba atın. Toplanan kanı daha önce heparin ile durulanmış 1.5 mL'lik bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın. Tüpü 4 °C ve 1.200 x g'ye ayarlayarak bir santrifüje yerleştirin ve plazmayı ayırmak için 10 dakika santrifüjleyin. Serumu 1.0 mL'lik bir Pasteur pipeti kullanarak temiz bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın ve -80 °C'de saklayın. NOT: Basınca bağlı hemolizi önlemek için gerektiğinde iğne ucunu çıkarın. Plazma aspirasyonu sırasında, tüpün dibinden kan hücreleri çekmekten kaçının. Bazen, şırınganın yüzeyi sıçan kürkü toplayabilir; Pıhtılaşmaya neden olabileceğinden tüpe herhangi bir kürk girmemesine dikkat edin.</li>
</ol>4. İstatistiksel analiz
<ol><li>Tüm verileri ortalama ± standart sapma olarak sunun ve varyansın homojenliği için test edin.</li>
	<li>Gruplar arasındaki başarı oranlarını karşılaştırmak için Fisher'ın kesin testini kullanın.</li>
	<li>İki grup arasındaki genel ortalamaları karşılaştırmak için iki örneklemden bağımsız bir t-testi kullanın.</li>
	<li>Kan örnekleme süresi, vücut ağırlığı, gıda alımı ve su tüketimi gibi sürekli ölçümler için varyans analizini (ANOVA) kullanın. P < 0.05'i istatistiksel olarak anlamlı kabul edin.</li>
</ol>

Bilinçli Sıçanlarda Tekrarlanan Kan Alımı için Subklavyen Ven Ponksiyon Yöntemi

<ol>
	<li>. Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+serial+cervical+or+tail+blood+sampling+on+toxicity+and+toxicokinetic+evaluation+in+rats.">Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+blood+collection+from+tail+veins+of+non-anesthetized+mice+with+a+vacuum+blood+collection+system+and+eyeglass+magnifier.">Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier.</a> Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system.">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).</li><li>Charl&#232;s, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+tail+vein+and+penile+vein+puncture+for+blood+sampling+in+the+rat+model.">Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats.">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).</li><li>Tochitani, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+microsampling+on+toxicity+assessment+of+hematotoxic+compounds+in+a+general+toxicity+study+in+rats.">Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Yokoyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+toxicological+influences+by+microsampling+(50+&#181;L)+from+jugular+vein+of+rats+in+a+collaborative+28-day+study.">Lack of toxicological influences by microsampling (50 &#181;L) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).</li><li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies:+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling.">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li><li>Lu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microsurgical+skills+of+establishing+permanent+jugular+vein+cannulation+in+rats+for+serial+blood+sampling+of+orally+administered+drug.">Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).</li><li>National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li><li>Perciedu Sert, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ARRIVE+guidelines+2.0:+updated+guidelines+for+reporting+animal+research.">The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research.</a> The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).</li><li>Charan, J., Kantharia, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+calculate+sample+size+in+animal+studies.">How to calculate sample size in animal studies.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).</li><li>Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+pain+assessment+methods+in+laboratory+rodents.">A review of pain assessment methods in laboratory rodents.</a> Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).</li><li>Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+blood+collection+imitating+toxicokinetic+study+on+rat+hematological+parameters.">Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li></ol>

Yazarların ifşa edecek herhangi bir finansal veya finansal olmayan çıkarı yoktur.

Kuyruk damarı kan alımı, sıçanlarda tekrarlanan kan örneklemesi için en yaygın yöntem olmasına rağmen, anestezi ilaçlarından etkilenebilir ve kuyruk damarının küçük boyutu nedeniyle, tek bir örnekte toplanabilecek kan miktarı sınırlıdır ve bu da daha uzun bir kan alma süresine yol açar 4,5. Sıçan kuyruğu damarlarının kılcal mikrosampasyonu (CMS) ile birleştirilmiş yüksek performanslı sıvı kromatografisi (HPLC) -tandem kütle ...

<a href="https://app.jove.com/t/6595">This corrects</a> the article <a href="https://dx.doi.org/10.3791/66075">10.3791/66075</a>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/66075">Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats</a>. The Discussion section was&#160;updated.

Erratum: Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

Sıçanlar en yaygın deney hayvanlarından biridir ve kan örnekleri almanın birçok yolu vardır. Sonuç aşamasında tek bir kan alımını içeren deneyler için, kardiyak ponksiyon veya abdominal aort kan alımı yoluyla yeterli miktarda kan elde edilebilir1. Bununla birlikte, bazı çalışmalar, özellikle ilaçların emilimini, dağılımını ve metabolizmasını belirlemek için tekrarlanan kan alımının gerekli olduğu farmakokinetik ve toksikoloji çalışmalarında, rutin kan veya biyokimyasal analiz için sıçanlardan tekrarlanan kan alınmasını gerektirir2.
Şu anda, kuyruk ven kanı alımı, sıçanlardan kan örneklemesi için en yaygın yöntem olmasına rağmen, anestezi gerektirmemesine rağmen, bu yöntem tekrarlanan toplamalar için zorlayıcı olabilir ve toplanan kan hacmi nispeten küçüktür 3,4. Ek olarak, safen ve penil damarlardan kan alınabilmesine rağmen, elde edilen kan miktarı sınırlıdır ve anestezi gerekir 1,5. Ayrıca, submandibular venöz pleksusun yanı sıra dil altı, juguler ve subklavyen damarlardan toplanan kan örnekleri daha yüksek kaliteli örnekler sağlar, ancak tipik olarak anestezi veya birden fazla kişinin yardımını gerektirir 1,6,7,8,9. Son olarak, retro-orbital sinüs/kanal kan alımı sadece anestezi gerektirmekle kalmaz, aynı zamanda sıçanlarda potansiyel olarak yaralanma ve strese neden olabilir9.
Tipik olarak ana damarlardan elde edilen kan örneklerinin kalitesi genellikle en yüksek standarttır1. Şu anda, bazı çalışmalar, juguler ven yoluyla sürekli mikrosampasyonun sıçanlarda toksikolojik araştırmalar için çok uygun bir yöntem olduğunu bulmuştur, ancak bu yöntem genellikle juguler ven kateterizasyonu gerektirir 10,11,12. Bu nedenle, cerrahi müdahale olmadan hayvan araştırmalarının 3R ilkesine uygun olarak yüksek kaliteli kan örneklerinin nasıl elde edileceğini araştırmaya değer. Bu çalışmanın amacı, sıçanlarda subklavyen venden etkili bir şekilde kan ekstraksiyonu için bir yöntem sunmaktı. Bu teknik, anesteziye gerek kalmadan tek kişilik bir prosedürle tatmin edici örneklerin hızlı bir şekilde toplanmasını sağlar.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.75% normal saline</td>
			<td>Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Prepared heparin sodium solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Pasteur pipette&#160;</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-XG-01-NS</td>
			<td>Blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm)</td>
			<td>Shinva Medical Instrument Co.,Ltd.</td>
			<td>0.45*12RWLB</td>
			<td>Blood collection&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Eppendorf tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-15-M</td>
			<td>Blood storage and collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% medical alcohol</td>
			<td>Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Disinfection of rat blood collection site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube holder</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-05/15-SM60</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic scale</td>
			<td>Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>JE1002</td>
			<td>Weigh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium injection</td>
			<td>Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low temperature centrifuge</td>
			<td>HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument&#160; Co., Ltd.</td>
			<td>&#160;H1750R</td>
			<td>Separation of serum</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subclavian vein blood sampling in conscious rats

Sıçanlardan tekrarlanan kan örnekleri elde etmek için birkaç yerleşik yöntem vardır, en sık kullanılan yöntemler anestezisiz lateral kuyruk ven örneklemesi ve anestezi ile juguler ven örneklemesidir. Ancak bu yöntemlerin çoğu yardım ve anestezik ekipman gerektirmekte ve bazen kan alınması veya kan örneklerinin kalitesizliği açısından zorluklar yaratmaktadır. Ek olarak, bu kan toplama yöntemleri, çok sayıda sıçan için tekrarlanan kan örneklemesi gerektiğinde önemli ölçüde zaman ve insan kaynağı tüketir. Bu çalışma, anestezi uygulanmamış sıçanlarda tek bir yetkin birey tarafından tekrarlayan kan örneklemesi için bir teknik sunmaktadır. Subklavyen venin delinmesi ile oldukça tatmin edici kan örnekleri alınabilir. Yöntem, sıçan kısıtlamasından kan alımının tamamlanmasına kadar sadece 2 dakikalık bir medyan süre ile %95'lik etkileyici bir genel başarı oranı gösterdi. Ayrıca, belirlenen aralıkta ardışık kan alımlarının yapılması sıçanlara herhangi bir zarar vermez. Bu yöntem, özellikle büyük ölçekli farmakokinetik çalışmalarda kan toplama için teşvik edilmeye değerdir.

Rats are one of the most common experimental animals, and there are many ways to obtain blood samples. For experiments involving a single blood collection at the concluding stage, a sufficient amount of blood can be obtained through cardiac puncture or abdominal aorta blood collection1. However, some studies require repeated blood collection from rats for routine blood or biochemical analysis, especially in pharmacokinetics and toxicology studies, where repeated blood collection is required to determine the absorption, distribution, and metabolism of drugs2.
Currently, although tail vein blood collection is the most common method for blood sampling from rats, despite not requiring anesthesia, this method can be challenging for repeated collections, and the volume of blood collected is relatively small3,4. Additionally, although blood can be collected from the saphenous and penile veins, the amount of blood obtained is limited, and anesthesia is required1,5. Furthermore, blood samples collected from the submandibular venous plexus, as well as sublingual, jugular, and subclavian veins provide higher-quality samples but typically require anesthesia or the assistance of multiple individuals1,6,7,8,9. Finally, retro-orbital sinus/canal blood collection not only necessitates anesthesia but may also potentially cause injury and stress to the rats9.
The quality of blood samples typically obtained from major veins is generally of the highest standard1. At present, some studies have found that continuous microsampling through the jugular vein is a very suitable method for toxicological research in rats although this method usually requires jugular vein catheterization10,11,12. Therefore, it is worth exploring how to obtain high-quality blood samples in accordance with the 3R principle of animal research without surgical intervention. The objective of this study was to present a method for efficiently extracting blood from the subclavian vein in rats. This technique enables the swift collection of satisfactory samples through a single-person procedure without the need for anesthesia.

Yazar Spotlight: Anestezi Uygulanmamış Sıçanlarda Etkili Bir Kan Alma Yöntemi Geliştirme 

Bilinçli Sıçanlarda Subklavyen Ven Kan Örneklemesi

The scope of our research is centered on devising infection methodologies for collecting blood samples from rats. Our aim is to ensure rapid and set procedures that align with our principle, utilizing minimal manpower and resources. One of the current experimental challenges is to effectively immobilize the rat in a manner that simultaneously maintains the subclavian vein enclosed proximately to the skin surface for optimal blood collection.The advantages of our protocol is that high quality blood samples can be obtained quickly by a person without anesthesizing the rats.

Yüksek kaliteli plazma örnekleri, Şekil 2A'da gösterildiği gibi, herhangi bir kırmızı renk tonu veya pıhtılaşma olmadan soluk sarı bir renk tonu, berraklık ve şeffaflık sergiler. Şekil 2B'de sırasıyla yanlış işlemler sonucu hemoliz (sol taraf) veya pıhtılaşma (sağ taraf) görülmektedir. 4 gün içinde 96 kan alma seansı boyunca, A ve B grupları için ortalama tek kan alma süreleri sırasıyla 119.87 ...

Watch this Scientific Journal Video about Developing an Efficient Blood Collection Method in Non-Anesthetized Rats at JoVE.com

Burada, sıçanlarda anestezi olmadan hızlı, güvenli ve tekrarlanan kan alımını sağlayan etkili sıçan kısıtlaması ve subklavyen ven ponksiyon yöntemlerinin bir kombinasyonunu sunuyoruz.

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein ...

Araştırmamızın kapsamı, sıçanlardan kan örnekleri toplamak için enfeksiyon metodolojileri geliştirmeye odaklanmıştır. Amacımız, minimum insan gücü ve kaynak kullanarak ilkemize uygun hızlı ve belirlenmiş prosedürler sağlamaktır. Mevcut deneysel zorluklardan biri, sıçanı, optimal kan toplama için cilt yüzeyine yakın bir şekilde kapatılmış subklavyen veni aynı anda koruyacak şekilde etkili bir şekilde hareketsiz hale getirmektir.Protokolümüzün avantajları, sıçanlara anestezi yapılmadan bir kişi tarafından yüksek kaliteli kan örneklerinin hızlı bir şekilde alınabilmesidir.

subclavian-vein-blood-sampling-in-conscious-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

1.2K Görüntüleme.  Lanzhou University Second Hospital. Araştırmamızın kapsamı, sıçanlardan kan örnekleri toplamak için enfeksiyon metodolojileri geliştirmeye odaklanmıştır. Amacımız, minimum insan gücü ve kaynak kullanarak ilkemize uygun hızlı ve belirlenmiş prosedürler sağlamaktır. Mevcut deneysel zorluklardan biri, sıçanı, optimal kan toplama için cilt yüzeyine yakın bir şekilde kapatılmış subklavyen veni aynı anda koruyacak şekilde etkili bir şekilde hareketsiz hale getirmektir.Protokolümüzün avant...

Video: Yazar Spotlight: Anestezi Uygulanmamış Sıçanlarda Etkili Bir Kan Alma Yöntemi Geliştirme 

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein sampling without anesthesia and jugular vein sampling with anesthesia. However, most of these methods require assistance and anesthetic equipment and sometimes pose difficulties in terms of blood collection or the poor quality of blood samples. In addition, these methods of blood collection consume significant time and human resources when repeated blood sampling is required for a large number of rats. This study presents a technique for repetitive blood sampling in non-anesthetized rats by a single proficient individual. Highly satisfactory blood samples can be obtained by puncturing the subclavian vein. The method demonstrated an impressive overall success rate of 95%, with a median time of merely 2 min from rat restraint to the completion of blood collection. Furthermore, performing consecutive blood collections within the designated range does not inflict any harm on the rats. This method is worth promoting for blood collection, especially in large-scale pharmacokinetic studies.

Here we present a combination of effective rat restriction and subclavian vein puncture methods that enable rapid, safe, and repeated blood collection in rats without anesthesia.

Tıp

Subclavian Vein Puncture Blood Collection and Observation of Secondary Outcome Measures in Rats

On the day of the blood sampling, place the rat in the cage at 8:00 AM.Weigh the food and water and place them in the cage. Define successful blood sampling based on the following criteria. Have a blinded researcher record the rat's weight, food consumption, and water intake daily at 8:00 AM.Next, gently stroke the rat's back skin and pinch its neck repeatedly to help the rat relax.Using the non-dominant hand's thumb and index finger, grip and lift the rat's neck skin. Using the remaining three fingers and the palm of the non-dominant hand, secure the rat's back skin, and with the help of the dominant hand, immobilize its front limbs. Using the non-dominant hand's index finger, gently push down on the rat's head skin.Rotate the shoulder joint outwardly with the other fingers along the palm while the dominant hand fully extends the shoulder joint. Grip the rat firmly with the non-dominant hand to align its head and body in a straight line. Locate the clavicle with the dominant hand and confirm the injection site.Disinfect the site with alcohol, then flush the syringe with sodium heparin. Hold the syringe parallel to the rat's body and the dominant hand with the needle tip facing upwards and the syringe scale toward the experimenter. Insert the needle 0.5 centimeters below the clavicle notch.Gently withdraw the syringe to create negative pressure, collecting 0.1 to 1 milliliters of blood at a constant speed. Apply a cotton swab for hemostasis and return the rat to its cage. Average blood collection times for groups A and B were similar over 96 hours.Blood collection success rates were 93.8%for group A and 95.8%for group B, with no significant difference. Group A had a shorter average blood collection time on the second day compared to the fourth day. The number of attempts for successful blood collection averaged 1.21 for group A and 1.17 for group B.More attempts and longer puncture times indicated higher failure rates.Both groups showed steady weight gain over four days. Water and food intake remained relatively constant among rats of the same sex.