JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يوفر هذا البروتوكول تحليلا للقطاعات السكانية البلاعم في الماوس الكبار الجهاز العصبي المركزي عن طريق التدفق الخلوي ومفيد لدراسة علامات متعددة التي أعربت عنها هذه الخلايا.

Abstract

وقد أظهرت دراسات عديدة دور الخلايا المناعية، وخاصة الضامة، في الجهاز العصبي المركزي (نس) الأمراض. هناك نوعان من البلاعم الرئيسية في الجهاز العصبي المركزي: (1) الخلايا الدبقية الصغيرة، والتي هي الضامة المقيمين من الجهاز العصبي المركزي وتستمد من أسلاف الكيس المحي خلال التطور الجنيني، و (2) الضامة المستمدة الوحيدات (مدم)، والتي يمكن أن تتسلل الجهاز العصبي المركزي أثناء المرض وتستمد من الأسلاف نخاع العظم. الأدوار من كل فرعية بلاعم تختلف اعتمادا على علم الأمراض التي تجري دراستها. وعلاوة على ذلك، لا يوجد توافق في الآراء حول علامات النسيجية أو المعايير المميزة المستخدمة لهذه المجموعات السكانية البلاعم. ومع ذلك، فإن تحليل ملامح التعبير من علامات CD11b و CD45 عن طريق التدفق الخلوي يسمح لنا لتمييز الخلايا الدبقية الصغيرة (CD11b + CD45 ميد ) من مدم (CD11b + CD45 عالية ). في هذا البروتوكول، وتبين لنا أن كثافة الطرد المركزي التدرجوتحليل التدفق الخلوي يمكن استخدامها لتوصيف هذه المجموعات السكانية الفرعية البلاعم نس، ودراسة عدة علامات من الفائدة التي أعربت عنها هذه الخلايا كما نشرنا مؤخرا. وهكذا، فإن هذه التقنية يمكن أن تزيد فهمنا لدور الضامة في نماذج الماوس من الأمراض العصبية ويمكن أيضا أن تستخدم لتقييم آثار المخدرات على هذه الخلايا.

Introduction

الخلايا الدبقية الصغيرة هي الضامة المنسوجة الأنسجة المتضخم من الجهاز العصبي المركزي (نس). أنها تلعب دورين وظيفيين رئيسيين: الدفاع المناعي وصيانة التوازن الجهاز العصبي المركزي. على النقيض من مدم، التي تجدد باستمرار من الخلايا الجذعية المكونة للدم في نخاع العظام، والخلايا ميكروغليال التفريق بين الخلايا البدائية المكونة للدم السلف التي تنشأ في كيس المحي (يس) التي استعمرت الدماغ خلال التطور الجنيني 1 ، 2 ، 3 . في القوارض، عامل النسخ ميب يلعب دورا حاسما في تطوير جميع الخلايا النخاعية المستمدة من العظام والضامة، ولكن ل يس المستمدة الدبقية الصغيرة، وهذا العامل هو الاستغناء عن والتمايز يبقى يعتمد على عامل النسخ PU.1 4 .

في الجهاز العصبي المركزي صحية، الدبقية الصغيرة هي خلايا ديناميكية التي باستمرار عينة بيئتهم، سكانينغ والمسح لغزو مسببات الأمراض أو تلف الأنسجة 5 . الكشف عن مثل هذه الإشارات يبدأ مسار لحل الاصابة. تتحول الخلايا الدبقية الصغيرة بسرعة من التشكل التشعب إلى واحد أموبويد، الذي يتبعه البلعمة وإطلاق سراح مختلف الوسطاء، مثل السيتوكينات الموالية أو المضادة للالتهابات. وهكذا، اعتمادا على المكروية الخاصة بهم، يمكن أن الدبقية الصغيرة تنشيطها الحصول على مجموعة من الدول فتيلة متميزة 6 .

الدبقية الصغيرة تؤثر تأثيرا عميقا على تطور وتقدم العديد من الاضطرابات العصبية. في نماذج القوارض من مرض الزهايمر (أد) 7 ، التصلب الجانبي الضموري (ألس) 8 ، التصلب المتعدد (مس) 9 أو مرض باركنسون (بد) 10 ، وتظهر الدبقية الصغيرة للعب دور مزدوج، إما إحداث العصبية الضارة أو التمثيل في طريقة اعصاب، والتي تعتمد سن مرض معين، ومرحلة المرض، وعما إذا كان هذا المرض يتأثر مقصورة المناعة المناعية 7 ، 8 ، 9 ، 10 ، 11 . معظم الآفات الجهاز العصبي المركزي لوحظ في الأمراض المذكورة أعلاه تحتوي على السكان غير متجانسة من خلايا الدم النخاعي، بما في ذلك ليس فقط الدبقية الصغيرة متني، ولكن أيضا الضامة المحيطة بالأوعية والسحايا، وكذلك نس-ترشح مدم. هذه الأنواع من الخلايا قد تساهم بشكل تفاضلي في الآليات الفيزيولوجية المرضية المتعلقة إصابة وإصلاح 7 ، 12 ، 13 ، 14 ، 15 . التحدي الحالي للمحققين الذين يدرسون هذه النماذج المرض هو تحديد ما إذا كانت أحيدات الطرفية والضامة التسلل في الجهاز العصبي المركزي وإذا كان الأمر كذلك، إلى ديستإنغويش الخلايا الدبقية الصغيرة المقيمين من هذه الخلايا. في الواقع، خلايا ميكروغليال هي البلاستيك جدا. عندما يتم تنشيطها، الخلايا الدبقية الصغيرة إعادة التعبير عن علامات التي يتم التعبير عنها عادة من قبل وحيدات الطرفية والضامة. وبالتالي، فإن المسألة تعتمد على تحديد علامات التي يمكن أن تميز الخلايا الدبقية الصغيرة المقيمين من حيدات تسلل والضامة.

التمييز بين هؤلاء السكان على شرائح الدماغ عن طريق التطبيقات المناعية محدودة بسبب عدم وجود الأجسام المضادة المحددة. ومع ذلك، وتحليل التدفق الخلوي هو تقنية فعالة لتقييم التعبير عن عدة علامات والتمييز بين السكان الخلية (على سبيل المثال، الخلايا الليمفاوية، الضامة / مدم CD11b + CD45 عالية ، والدبقية الصغيرة CD11b + CD45 ميد )، فضلا عن المجموعات السكانية الفرعية 16 ، 17 ، 18 . يصف هذا البروتوكول إجراءات لعزلخلايا وحيدات النوى من الجهاز العصبي المركزي الماوس في نماذج الأمراض العصبية باستخدام الأمثل، والتفكك الأنسجة الأنزيمية والطرد المركزي التدرج الكثافة. وكذلك، وسيلة للتمييز بين الخلايا الدبقية الصغيرة و مدم في الجهاز العصبي المركزي باستخدام التدفق الخلوي.

نهج آخر هو القضاء على المايلين وتنقية الخلايا باستخدام الخرز المغناطيسي مترافق لأجسام مضادة محددة 19 ، 20 ، 21 . إزالة الميلين باستخدام المضادة للمايلين الخرز المغناطيسي هو أكثر تكلفة ويؤثر على بقاء وعائد الخلايا المعزولة 22 . هذه الخطوة والفصل إمونوماغنيتيك التالية من الخلايا الدبقية الصغيرة، والحد من دراسات أخرى من السكان الخلايا المناعية محددة 21،22.

هذه الإجراءات توفر وسيلة سهلة لدراسة المجموعات السكانية الفرعية البلاعم في تطور المرض، ولتحديد آثار المخدرات أو التعديلات الجينات على الظواهر البلاعم والدول التنشيط.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

وقد تمت الموافقة على جميع الطرق الموصوفة هنا من قبل اللجنة المؤسسية رعاية الحيوان واستخدامها في معهد إيسم ولجنة داروين الأخلاقية الفرنسية الحيوان، وتغطي بموجب البروتوكول 01407.02.

1. إعداد

  1. إعداد كوكتيل الهضم في أنبوب 1.5 مل من خلال الجمع بين ما يلي لكل الماوس: 1 مل الفوسفات مخزنة المالحة (بس). 123 ميكرولتر انزيم الهضم (انظر الجدول من المواد) في 13 وونشش / مل (حل الأسهم)، والتركيز النهائي 1.6 وونشش / مل. و 5 ميكرولتر الدناز الأول (انظر جدول المواد) في 100 ملغ / مل (محلول المخزون)، والتركيز النهائي 0.5 ملغ / مل.

2. الإرواء وتشريح

  1. الموت ببطء الفئران مع جرعة قاتلة من بينتوباربيتال (100 ميكرولتر في 400 ملغ / مل).
  2. وضع الحيوان في موقف ضعيف ورطب الجسم مع الايثانول 70٪.
  3. قطع الجلد البطني مع مقص غرامة أقل من عملية زيفويد لفضح كافيت الصدريذ.
  4. إجراء شق في الحجاب الحاجز وقطع الجوانب الجانبية للقفص الصدري مع غرامة سسيسورسين الذيلية إلى الاتجاه منقاري لكشف القلب (وتجنب قطع الأجهزة الأخرى). تحديد البطين الأيسر (لف) والأذين الأيمن (را).
  5. إدراج قسطرة فراشة مع إبرة 25 G داخل لف. إجراء شق على را مع مقص غرامة وفي بداية تدفق الدم، تبدأ نضح في معدل تدفق 10 مل / دقيقة من خلال لف مع 20 مل برنامج تلفزيوني لإزالة الخلايا والدم من السفن. ويلاحظ نضح ناجحة من قبل ابيضاض الرئتين والكبد مع نزوح الدم.
  6. قطع رأس الحيوان مع مقص المتوسطة. تشريح العمود الفقري مع مقص غرامة وفصله عن الجسم عن طريق استئصال عضلات جدار البطن على الجانب البطني من العمود الفقري وعن طريق قطع العمود الفقري في قاعدة الذيل.
  7. إدراج حقنة 10 مل تحتوي على برنامج تلفزيوني ومثبتة 200 ميكرولتر ماصة طرف في الجانب القطني منالعمود الفقري وتدفق الحبل الشوكي على الجانب عنق الرحم.
    ملاحظة: يتم قطع 200 ماصة ميكرولتر ماصة مع مقص في أوسع حد لها (حوالي 1 سم) وإدراجها بإحكام على حقنة 10 مل مملوءة سابقا بس.
  8. إزالة الجلد فوق الجمجمة واستخدام ملقط لفضح الدماغ. إدراج شفرة مقص في قاعدة الجمجمة وقطع الجمجمة بعد خياطة السهمي. إدراج ملقط صغير في قطع ورفع بلطف الجمجمة. تشريح الدماغ من رأس الماوس وإزالة لمبة الشم والمخيخ.
  9. جمع الدماغ والحبل الشوكي في أنبوب 1.5 مل تحتوي على 1.128 مل بس مع كوكتيل الهضم (من الخطوة 1.1).

3. خلية التفكك

  1. قطع بدقة الدماغ والحبل الشوكي في أنبوب 1.5 مل (الخطوة 2.9) إلى 1-2 ملم 3 قطع مع مقص صغير ( الشكل 1 ).
  2. احتضان أنبوب 1.5 مل تحتوي على أنسجة المفروم لمدة 30 دقيقة في حضانةتور عند 37 درجة مئوية مع 5٪ كو 2 .
    ملاحظة: إعداد التدرج الكثافة في هذه الخطوة.
  3. إضافة 20 ميكرولتر 0.5 M إدتا (حل المخزون)، والتركيز النهائي 10 ملم، إلى أنبوب 1.5 مل لوقف رد الفعل الأنزيمية.
  4. جعل بلطف تعليق خلية بيبتينغ صعودا وهبوطا مع ماصة 5 مل.
  5. تمرير تعليق الخلية من خلال شبكة النايلون (70 ميكرون حجم المسام) في أنبوب 50 مل باستخدام المكبس من حقنة 10 مل.
  6. غسل شبكة النايلون مع 20 مل 5٪ مصل بقري جنيني (فبس) -PBS.
  7. أجهزة الطرد المركزي لمدة 7 دقائق (300 x ج) في درجة حرارة الغرفة (18 درجة مئوية). تجاهل طاف عن طريق الشفط والانتقال إلى الخطوة التالية. كن حذرا للغاية عند إزالة طاف. لا تخل بيليه، والتي يمكن بسهولة أن يستنشق من ماصة الشفط.

4. الكثافة التدرج

  1. إعداد حل المخزون من وسط التدرج الكثافة بإضافة كمية مناسبة من برنامج تلفزيوني 10X إلى المتوسطة التدرج الكثافة.
    ملاحظة: إضافة جزء واحد 10X بس إلى تسعة أجزاء كثافة التدرج المتوسطة.
  2. تمييع المتوسط ​​التدرج كثافة الأسهم مع برنامج تلفزيوني 1X لنسب مختلفة كما هو موضح في الجدول 1 .
  3. ريسوسبيند بيليه (من الخطوة 3.7) مع 4 مل 30٪ كثافة التدرج المتوسطة ونقل إلى أنبوب 15 مل.
  4. وضع ماصة باستور في الجزء السفلي من أنبوب 15 مل وبطء ببطء 4 مل من 37٪ كثافة التدرج المتوسطة.
  5. إضافة 4 مل من 70٪ الكثافة المتوسطة التدرج، كما هو موضح أعلاه.
  6. الطرد المركزي التدرج لمدة 40 دقيقة (800 x ج) في درجة حرارة الغرفة (18 درجة مئوية). تأكد من أن أجهزة الطرد المركزي تتوقف مع الحد الأدنى أو أي فرامل بحيث لا تتزعزع بين الطور البيني.
    ملاحظة: سوف تظهر أنبوب طبقية. الخلايا الطبقات في 70٪ - 37٪ كثافة واجهة التدرج هي الخلايا المناعية أحادية النواة (الخلايا الدبقية الصغيرة والقطاعات الفرعية بلعم). المستويات العليا هي الحطام الخلية والميلين، على التوالي ( الشكل 2 ).
    7. استخدام ماصة نقل، وإزالة بلطف طبقة من المايلين.
  7. جمع 3-4 مل من 70-37٪ الكثافة التدرج البيني تحتوي على الخلايا السكانية فرعية البلاعم إلى أنبوب 15 مل نظيفة.
  8. غسل الخلايا 3X مع برنامج تلفزيوني، إجمالي حجم 15 مل. تأكد من أن المتوسطة التدرج الكثافة التي تحتوي على الخلايا هو المخفف ثلاث مرات على الأقل مع برنامج تلفزيوني، وأجهزة الطرد المركزي لمدة 7 دقائق (500 x ج، 4 درجات مئوية) مع الفرامل "على".
  9. ريسوسبيند بيليه الخلية مع برنامج تلفزيوني 1 مل لوضع العلامات الخلية أو لمقايسات وظيفية أخرى.

5. خلية وصفها للتدفق الخلوي

  1. نقل الخلايا (الخطوة 4.10) في أنبوب التدفق الخلوي.
  2. إضافة 1 ميكرولتر من كاشف وصمة عار الخلية الميتة قابلة للتثبيت لكل عينة الخلية التي تم الحصول عليها في الخطوة 4.10. احتضان لمدة 30 دقيقة على الجليد، ومحمية من الضوء.
  3. غسل الخلايا مرة واحدة مع برنامج تلفزيوني 2 مل وأجهزة الطرد المركزي لمدة 5 دقائق (300 x ج، 4 درجات مئوية).
  4. إزالة طاف، و ريسوسبيند بيليه الخلية مع400 ميكرولتر بس 1٪ بسا، 0.1٪ أزيد.
  5. إضافة 1 ميكروغرام CD16 / CD32 الأجسام المضادة إلى 100 ميكرولتر من الخلايا لمنع مستقبلات فك. احتضان 10-15 دقيقة على الجليد، ومحمية من الضوء.
  6. إعداد مزيج الأجسام المضادة الأولية في برنامج تلفزيوني 1٪ بسا، 0.1٪ أزيد أو بس 1٪ بسا، 0.1٪ أزيد، 0.25٪ سابونين، ل بيرمابيليزاتيون الخلية للتلطيخ داخل الخلايا.
  7. إضافة 100 ميكرولتر من الأجسام المضادة الأولية مزيج (2X) واحتضان لمدة 30 دقيقة على الجليد، ومحمية من الضوء.
    ملاحظة: يجب معايرة جميع الأجسام المضادة قبل إجراء التجربة لضمان أفضل النتائج.
  8. غسل الخلايا مع برنامج تلفزيوني 2 مل وأجهزة الطرد المركزي لمدة 5 دقائق (300 x ج، 4 درجات مئوية). كرر هذه الخطوة ثلاث مرات.
  9. إضافة 100 ميكرولتر من الأجسام المضادة الثانوية إذا لم تترافق الأجسام المضادة الأولية مباشرة إلى فلورفور، واحتضان لمدة 30 دقيقة على الجليد، ومحمية من الضوء.
  10. غسل الخلايا مع 2 مل برنامج تلفزيوني وأجهزة الطرد المركزي لمدة 5 دقائق في 300 x ج في 4 درجات مئوية). كرر هذه الخطوة ثلاث مرات.
  11. أصلح الالخلايا مع 100 ميكرولتر 1٪ بفا لمدة 15 دقيقة في درجة حرارة الغرفة، محمية من الضوء.
    ملاحظة: الحذر: بفا سامة. استخدام في غطاء الدخان وارتداء معدات الوقاية الشخصية.
  12. غسل الخلايا مع برنامج تلفزيوني 2 مل وأجهزة الطرد المركزي لمدة 5 دقائق في 300 x ج في 4 درجات مئوية. كرر هذه الخطوة ثلاث مرات.
  13. ريسوسبيند بيليه الخلية مع 200 ميكرولتر بس والمضي قدما في التدفق الخلوي اكتساب وتحليل. اتبع استراتيجية التابح في الشكل 3 .

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

بعد كثافة الطرد المركزي التدرج وتلطيخ الأجسام المضادة، تم الحصول على الخلايا على مقياس التدفق الخلوي وتحليلها باستخدام استراتيجية الصرف المورفولوجية على النحو التالي. تم تعريف البوابة الأولى في مؤامرة نقطة إلى الأمام متناثرة منطقة (فسك-A) مقابل<...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

وقد ثبت أن الخلايا الدبقية الصغيرة و مدم لها وظائف مختلفة والمظاهر الظاهرية في الجهاز العصبي المركزي، وبالتالي تحديد وتحليل هذه المجموعات السكانية البلاعم ضرورية من أجل فهم أفضل الأمراض العصبية 9 ، 18 ، 25 . تحليل الت?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

الكتاب ليس لديهم ما يكشف

Acknowledgements

وأيد هذا العمل من المنح المقدمة من الوكالة الوطنية للبحث العلمي (أنر-12-مالز-0003-02-P2X7RAD)، ورابطة فرنسا الزهايمر وببيفرانس. ويدعم مختبرنا أيضا من قبل إنسيرم، نرس، جامعة بيير وماري كوري وبرنامج "إنفستسيمنتس أفينير" أنر-10-إايهو-06 (إيهو-A-إيسم). نود أن نشكر المساعدة من مرفق سيليس ثقافة الخلية الأساسية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
5 month-old MiceJanvierC57BL/6J
Liberase TL Research GradeSigma-Aldrich5401020001Digestion enzyme
Deoxyribonuclease I from bovine pancreasSigma-AldrichDN25
PercollGE Healthcare Life Sciences17-0891-01Density gradient medium
Cell Strainer size 70 µm NylonCorning731751
Venofix 25 GBRAUN4056370
Piston syringe 10 mLTerumoSS+10ES1
Pasteur pipette 230 mmDustcher20420
1.5 mL tubeEppendorf0030 123.328
15 mL tubeTPP91015
50 mL tubeTPP91050
5 mL polystyrene round bottom tubeBD Falcon352054
D-PBS (1x) without Ca2+/Mg2+Thermo Fisher Scientific14190-094
D-PBS (10x) without Ca2+/Mg2+Thermo Fisher Scientific14200-067
Fetal bovine serumThermo Fisher Scientific10270-106
EDTASigma-AldrichE4884
Bovine Serum Albumin solution 30%Sigma-AldrichA7284
Paraformaldehyde 32% SolutionElectron Microscopy Sciences15714-SCaution -Toxic
SaponinSigma-AldrichS2002
Sodium AzideSigma-Aldrich47036
PerCPCy5.5 Rat anti-mouse CD11b (clone M1/70)eBioscience45-0112
Rat IgG2b K Isotype Control PerCP-Cyanine5.5eBioscience45-4031
BV421 Rat anti-mouse CD45 (clone 30-F11)BD Biosciences563890
BV421 Rat IgG2b, κ Isotype Control RUOBD Biosciences562603
Rabbit anti-mouse TMEM119 (clone28 - 3)Abcamab209064
AlexaFluor 647 Donkey anti-rabbit IgGLife TechnologiesA31573
Anti-Mouse CD16/CD32 PurifiedeBioscience14-0161Mouse Fc Block
Fixable Dead Cell Stain KitsInvitrogenL34969
Mouse CCR2 APC-conjugated AntibodyR&DFAB5538A
Rat IgG2B APC-conjugated Isotype ControlR&DIC013A
Mouse CX3CR1 PE-conjugated AntibodyR&DFAB5825P
Goat IgG PE-conjugated AntibodyR&DIC108P
CentrifugeEppendorf5804R
Cell analyzerBD BiosciencesBD FACSVERSE
Data Analysis SoftwareFlowJo LLCFlowJo
Fine scissorsF.S.T14090-11
Standard Pattern ForcepsF.S.T11000-13
Mayo ScissorsF.S.T14010-15
Dumont #5 ForcepsF.S.T11251-20

References

  1. Ginhoux, F., et al. Fate mapping analysis reveals that adult microglia derive from primitive macrophages. Science. 330 (6005), 841-845 (2010).
  2. Ginhoux, F., Lim, S., Hoeffel, G., Low, D., Huber, T. Origin and differentiation of microglia. Front Cell Neurosci. 7, 45(2013).
  3. Ginhoux, F., Jung, S. Monocytes and macrophages: developmental pathways and tissue homeostasis. Nat Rev Immunol. 14 (6), 392-404 (2014).
  4. Schulz, C., et al. A lineage of myeloid cells independent of Myb and hematopoietic stem cells. Science. 336 (6077), 86-90 (2012).
  5. London, A., Cohen, M., Schwartz, M. Microglia and monocyte-derived macrophages: functionally distinct populations that act in concert in CNS plasticity and repair. Front Cell Neurosci. 7, 34(2013).
  6. Miron, V. E., Franklin, R. J. Macrophages and CNS remyelination. J Neurochem. 130 (2), 165-171 (2014).
  7. Mildner, A., et al. Distinct and non-redundant roles of microglia and myeloid subsets in mouse models of Alzheimer's disease. J Neurosci. 31 (31), 11159-11171 (2011).
  8. Boillee, S., et al. Onset and progression in inherited ALS determined by motor neurons and microglia. Science. 312 (5778), 1389-1392 (2006).
  9. Yamasaki, R., et al. Differential roles of microglia and monocytes in the inflamed central nervous system. J Exp Med. 211 (8), 1533-1549 (2014).
  10. Wu, D. C., et al. Blockade of microglial activation is neuroprotective in the 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine mouse model of Parkinson disease. J Neurosci. 22 (5), 1763-1771 (2002).
  11. Cartier, N., Lewis, C. A., Zhang, R., Rossi, F. M. The role of microglia in human disease: therapeutic tool or target? Acta Neuropathol. 128 (3), 363-380 (2014).
  12. Ajami, B., Bennett, J. L., Krieger, C., McNagny, K. M., Rossi, F. M. Infiltrating monocytes trigger EAE progression, but do not contribute to the resident microglia pool. Nat Neurosci. 14 (9), 1142-1149 (2011).
  13. Funk, N., et al. Characterization of peripheral hematopoietic stem cells and monocytes in Parkinson's disease. Mov Disord. 28 (3), 392-395 (2013).
  14. Butovsky, O., et al. Modulating inflammatory monocytes with a unique microRNA gene signature ameliorates murine ALS. J Clin Invest. 122 (9), 3063-3087 (2012).
  15. Lewis, C. A., Solomon, J. N., Rossi, F. M., Krieger, C. Bone marrow-derived cells in the central nervous system of a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis are associated with blood vessels and express CX(3)CR1. Glia. 57 (13), 1410-1419 (2009).
  16. Sedgwick, J. D., et al. Isolation and direct characterization of resident microglial cells from the normal and inflamed central nervous system. Proc Natl Acad Sci U S A. 88 (16), 7438-7442 (1991).
  17. Ford, A. L., Goodsall, A. L., Hickey, W. F., Sedgwick, J. D. Normal adult ramified microglia separated from other central nervous system macrophages by flow cytometric sorting. Phenotypic differences defined and direct ex vivo antigen presentation to myelin basic protein-reactive CD4+ T cells compared. J Immunol. 154 (9), 4309-4321 (1995).
  18. Martin, E., Boucher, C., Fontaine, B., Delarasse, C. Distinct inflammatory phenotypes of microglia and monocyte-derived macrophages in Alzheimer's disease models: effects of aging and amyloid pathology. Aging Cell. , (2016).
  19. Bennett, M. L., et al. New tools for studying microglia in the mouse and human CNS. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (12), E1738-E1746 (2016).
  20. Jin, L. W., et al. Dysregulation of glutamine transporter SNAT1 in Rett syndrome microglia: a mechanism for mitochondrial dysfunction and neurotoxicity. J Neurosci. 35 (6), 2516-2529 (2015).
  21. Bedi, S. S., Smith, P., Hetz, R. A., Xue, H., Cox, C. S. Immunomagnetic enrichment and flow cytometric characterization of mouse microglia. J Neurosci Methods. 219 (1), 176-182 (2013).
  22. Nikodemova, M., Watters, J. J. Efficient isolation of live microglia with preserved phenotypes from adult mouse brain. J Neuroinflammation. 9, 147(2012).
  23. Mizutani, M., et al. The fractalkine receptor but not CCR2 is present on microglia from embryonic development throughout adulthood. J Immunol. 188 (1), 29-36 (2012).
  24. Lecoeur, H., Ledru, E., Gougeon, M. L. A cytofluorometric method for the simultaneous detection of both intracellular and surface antigens of apoptotic peripheral lymphocytes. J Immunol Methods. 217 (1-2), 11-26 (1998).
  25. Richter, N., et al. Glioma-associated microglia and macrophages/monocytes display distinct electrophysiological properties and do not communicate via gap junctions. Neurosci Lett. 583, 130-135 (2014).
  26. Mahad, D., et al. Modulating CCR2 and CCL2 at the blood-brain barrier: relevance for multiple sclerosis pathogenesis. Brain. 129 (Pt 1), 212-223 (2006).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

124

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved