JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

لقد قمنا بوصف بروتوكول لأداء ظهرت الجزئي (PHx) وزرع الخلايا عن طريق الطحال في إيماءة. إخضاعها (إيماءة. /J CB17-بركدكمشمولان) الفئران. في هذا البروتوكول، ويتم شق إلى فضح ويرسخ الفص الأيسر من الكبد متبوعاً بشق آخر لزرع الخلايا إينتراسبلينيك.

Abstract

ظهرت الجزئي أسلوب تنوعاً واستنساخه لدراسة تجديد الكبد وتأثير الخلية على أساس المداواة في مختلف الحالات المرضية. ظهرت جزئية يسهل أيضا انجرافتمينت زيادة وانتشار الخلايا المزروعة neovascularization المتسارع والهجرة الخلية نحو الكبد. هنا، يمكننا وصف بروتوكول بسيط لأداء ظهرت 30% وزرع الخلايا في الطحال من غير السمنة السكري/حاد جنبا إلى جنب إيماءة العوز. إخضاعها (إيماءة. /J CB17-بركدكمشمولان) الماوس.

في هذا الإجراء، يتم إجراء شقوق صغيرة اثنين. الشق الأول هو فضح ويرسخ الفص الأيسر من الكبد، ويتم إجراء شق صغير آخر لفضح الطحال لزرع الخلايا إينتراسبلينيك. هذا الإجراء لا يتطلب أي مهارات جراحية متخصصة، وأنها يمكن أن تكتمل في غضون 5-7 دقائق مع أقل الإجهاد والألم والشفاء أسرع وأفضل البقاء على قيد الحياة. لقد أظهرنا زرع خلايا الكبد المعزولة من بروتين فلورية خضراء (بروتينات فلورية خضراء) معربا عن الماوس (المعدلة وراثيا C57BL/6--تيراغرام (UBC-التجارة والنقل) 30Scha/ي)، فضلا عن تتمثل مثل خلايا المنشأ البشرية (نوب) في هيباتيكتوميزيد جزئيا إيماءة. مشمولان الفئران.

Introduction

في الوقت الراهن، يقترح زرع تتمثل كبديل لزرع كامل لعلاج المرضى بعد اضطرابات حادة في الكبد. ويعتقد أنه يمكن سد المرضى للجهاز كله زرع1. بالإضافة إلى خلايا الكبد allogenic2،3 من خلايا الكبد إكسينوجينيك وخلايا الكبد المستمدة من الخلايا الجذعية البالغة4 كما يجري التحقيق في نماذج حيوانية. في هذا السياق، بصاروخ موجه وانجرافتمينت إمكانية زرع خلايا المتلقي معياراً هاما للخلية على أساس العلاج في فشل كبدي حاد (AHF).

للتحقيق في زرع خلايا الكبد أو خلايا تتمثل مثل5، يتم إنشاء أهف في نموذج حيوان أما عن طريق الجراحة6 أو الإجراءات الدوائية7 ، متبوعاً بزرع الخلايا. جعل نموذج حيوان AHF الكواشف الدوائية، والعديد من هيباتوتوكسينس مثل د-جالاكتوساميني8، أسيتامينوفين9،10من رابع كلوريد الكربون، ثيواسيتاميدي11، كونكانافالين A12، lipopolysaccharide13 ، إلخ.، وقد استخدمت. من هذه القائمة، كل كاشف ينشئ مجموعة فريدة من ميزات لأهف، ولكن للأسف لا كاشف واحد يقلد AHF البشرية. وعلاوة على ذلك، AHF الناجمة عن هيباتوتوكسينس وقتاً طويلاً، مما يضع الحيوانات تحت الإجهاد المزمن، وصعوبة الحصول على النتائج استنساخه.

من ناحية أخرى، العملية الجراحية لظهرت الجزئي (PHx) تعتمد المهارة، والنتائج استنساخه من السهل الحصول عليها بعد تطوير المهارات المطلوبة. مطلوب لحمل أهف بالتدخل الجراحي وحدها، بتر أكثر من 70% من الكبد؛ ومع ذلك، أقل من ظهرت 70% لا يزال يمكن أن تستخدم لدراسة انجرافتمينت وانتشار زرع الخلايا في الكبد لتحليل قدراتها العلاجية خلال14من تلف في الكبد. وقد زرع خلايا الكبد ظهرت الوظيفة المؤداة عن طريق الصفاق15، ذيل الوريد16، الوريد الكبدي17أو الطحال18. حقن الوريد الكبدي وزرع خلايا الكبد إينتراسبلينيك حاليا الإجراءات المفضلة، كما أنها أسهل في إعادة إنتاج.

في هذه الورقة، التي وصفناها إجراء لظهرت جزئية في إيماءة 30%. إخضاعها (إيماءة. CB17-Prkdcscid/J) الفئران هي التي اقتطعت الفص الأيسر من الكبد. تبعتها زرع 0.2 مليون بروتينات فلورية خضراء وإذ تعرب عن الماوس (C57BL/6--تيراغرام (UBC-التجارة والنقل) 30Scha/ي) خلايا الكبد، فضلا عن البشرية المنشأ نوب19 في الطحال. ويؤدي هذا الإجراء إلى engraftment الخلايا المزروعة في الكبد. ويتم هذا الإجراء الأقل الغازية وتقنية دنيا مؤلمة.

Protocol

الإجراءات الواردة في هذا البروتوكول أقرتها "لجنة الأخلاقيات الحيوان المؤسسية" "المعهد الوطني لعلم المناعة"، نيودلهي. هو الرقم المرجعي التسلسلي للموافقة هيئة الطاقة الذرية رقم 319/13.

ملاحظة: هناك موارد ممتازة في الجراحة العامة إجراءات20 وبروتوكوﻻت معينة لجراحة القوارض21. لأولئك الذين يقومون جراحة الحيوان للمرة الأولى، ينصح بالممارسة على نطاق واسع الإجراءات الجراحية في الدمى قبل التشغيل على الحيوانات.

1-إعداد

  1. قبل التجربة، تبقى عقيمة الفوسفات مخزنة المالحة (PBS) أو المالحة جاهزة.
  2. تجميع مجموعة جراحة تتضمن مقص وملقط مسنن وملقط الأنسجة، القطن، براعم القطن، وخيوط النايلون وأصحاب إبرة صغيرة مختلفة. اﻷوتوكﻻف أدوات الجراحة. ينبغي إيلاء عناية خاصة إذا كان موافقة جهاز المناعة-للخطر. يتم تضمين الماوس مشمولان في البروتوكول.
  3. تنفيذ الإجراء التجريبي كاملة، من إعداد لنهاية عملية جراحية، وفي السلامة الأحيائية الفئة الأولى مجلس الوزراء.
  4. وزن إيماءة. مشمولان الماوس من 6-8 أسابيع قبل الجراحة. وتستخدم الفئران وزنها بين 14-18 ز في هذه الدراسة.
  5. حلاقة منطقة البطن الوسطى و hypochondriac العلوي للماوس مع الشعر المتقلب. تطبيق إزالة كريم بالتساوي في جميع أنحاء المنطقة مع ملعقة لإزالة الشعر المشذبة الشعر. إزالة الشعر بلطف بمساعدة قطعة من القطن المعقم الرطب بعد 2-5 دقائق.
  6. ضع الماوس في قاعة isoflurane وفتح صمام اسطوانة الأكسجين. الحفاظ على تدفق الأكسجين بمعدل 4 لتر في الدقيقة والتبخر إيسوفلوراني 4% للحث على التخدير.
    1. تأكد من أنه قد تم تخديره الماوس بشكل صحيح بأصبع لطيف معسر.
  7. وضع مجلس الوزراء مجلس جراحة داخل السلامة الأحيائية. ضع الحيوان على متنها الجراحة، مثل الجزء البطني من الماوس هو مواجهة ويوضع الجزء الأمامي من الماوس داخل مخروط الآنف متصل بإمدادات إيسوفلوراني واكسجين.
  8. تخفيض التبخر isoflurane إلى 2 في المائة، والحفاظ عليه طوال العملية الجراحية.
  9. تطهير جلد الماوس وتعقيم أنه بالمسح بالقطن المعقم الإيثانول 70% غارقة.

2-الجراحة

  1. ظهرت جزئية
    1. جعل شق عرضية من حوالي 1 سم في الجلد تحت القص، عمودي فقط إلى عملية الرهابه ومواز للقفص الصدري، مع مساعدة مقص التشغيل مباشرة.
    2. فصل الجلد مرفقة مع طبقة العضلات البطن محيط قطعي بالملقط أو نصائح القطن ترطب العقيمة للتمييز بين الجلد وطبقة العضلات البطن بلطف. نقع منطقة الأدمة مع برنامج تلفزيوني استخدام تلميحات القطن المعقمة للتهرب من جفاف.
    3. تعرض منطقة الفص الأيسر بسلاسة بجعل شق عرضية من خلال طبقة البريتوني تحت فقط الرهابه. استخدام اثنين القطن ترطب نصائح لفضح ورفع الفص الأيسر من الكبد.
    4. ضع واحد من نصائح القطن على الجانب البطني من القطع، ومكان آخر نصيحة القطن من ناحية الحجاب الحاجز. اضغط نصيحة وضع نحو الحجاب الحاجز برفق، وإعطاء دفعة انزلاق من طرف أخرى برفع الفص الأيسر من الكبد.
    5. كشف خيط نايلون مع حلقة من خلال الفص الأيسر رفع، والشرائح في الحلقة نحو قاعدة الفص الأيسر قريبة من هيلوم مع مساعدة نصائح الملقط الصغير أو القطن. ادفع برفق أسفل حلقة الخيط النايلون لقاعدة للفص الأيسر.
    6. ربط طرفي الخيط النايلون فوق الجزء العلوي من الفص الأيسر استخدام حامل إبرة الجراحة الدقيقة والملقط الصغير. جعل اثنين عقده إضافية على الجانب الآخر.
    7. تشريح خارج الفص مقيدة بمساعدة المقص. لا تحاول قطع جداً قريبة من الموضوع. في حالة الإجراء الذي يدوم أكثر من 5 دقائق، الحفاظ على التجويف الصفاقى وأجهزة رطبة مع PBS العقيمة لتجنب جفاف بسبب فقدان السوائل.
    8. خياطة الصفاق بخياطة استخدام المستمر خياطة الوتر 4-0. بعد ذلك، قم بإغلاق الجلد بخياطة متقطع بأقصى سرعة ممكنة.
  2. زرع الخلايا
    ملاحظة: خلايا الكبد وإذ تعرب عن التجارة والنقل كانت معزولة من الفئران المحورة وراثيا في التجارة والنقل (C57BL/6--تيراغرام (UBC-التجارة والنقل) 30 Scha/J)، وفقا للإجراء الذي وصفته لي وآخرون. 22 وشين وآخرون. واستخدمت تتمثل مثل الخلايا (نيوهيب) من أصل البشرية المتباينة من وحيدات24 23 أيضا لزرع الأعضاء. ومع ذلك، يمكن أيضا الخلايا المشتقة من أي مصادر أخرى في البروتوكول.
    1. تعليق 0.2 مليون خلايا قابلة للحياة في حوالي 50 ميليلتر من المتوسطة (إيمدم "تعديل دولبيكو" ل Iscove)، ونضح أنه في حقنه الأنسولين 1 مل توج بإبرة 30 جرام. الاحتفاظ حقنه الباردة بوضعه على الجليد.
    2. ضع الماوس بطريقة الجزء الجانبي الأيسر يواجه تجاه الشخص الذي يقوم بعملية جراحية. تحديد منطقة الطحال والعرض تشريح الجلد بالقرب من منطقة هيبوتشوندرياك، تليها شق قصيرة من خلال طبقة البريتوني فقط لفضح الطحال.
    3. بلطف رفع الطحال وتعقد خارج تجويف بمساعدة اثنين من برنامج تلفزيوني مبلل نصائح القطن.
    4. عقد الطحال بعناية مع نصائح القطن اثنين في يد واحدة، ومكان الإبر المحاقن بالضبط الرأسي للطحال. بلطف بيرس الطحال ودفع الإبرة ببطء شديد في الداخل؛ لا يجب أن تحصل على الإبرة أعمق من 2 مم.
    5. دفع أسفل مكبس المحاقن ببطء حقن الخلايا في الطحال. بعد زرع الأعضاء، تبقى الإبرة للمحاقن مستقرة وإزالته ببطء من الطحال لتجنب نزيف أو فقدان الخلايا.
    6. بعد وضع الطحال مرة أخرى في التجويف الصفاقى مع نصائح القطن، إغلاق الطبقة البريتوني بخياطة مستمرة مع خياطة الوتر 4-0. خياطة الجلد بخياطة نفس discontinuously. تجنب استخدام مقاطع الجرح لإغلاق الجلد؛ بدلاً من ذلك، بإغلاقه قبل خياطة 4-0. مقاطع الجرح تقييد الحركة الطبيعية للماوس، ومقاطع غالباً ما تصبح فضفاضة ويخرج بسرعة.

3-بعد العمليات الجراحية الرعاية

  1. بعد إغلاق الجلد، مسح المنطقة المحيطة بكل المواقع خياطة الجروح بمحلول اليود (تدين) استخدام تلميح القطن معقمة.
  2. حقن جرعة من المضادات الحيوية cefotaxime كما 600 مغ/كغ وزن (عادة cefotaxime 12 ملغ في 100 ميليلتر من المحلول الملحي/الماوس) جسم إينترابيريتونيلي استخدام المحاقن 1 مل.
  3. إعطاء جرعات يومية من ميلوكسيكام مسكن ك 1 مغ/كغ من وزن الجسم (عادة 12 ميكروغرام ميلوكسيكام في 100 ميليلتر من المحلول الملحي/الماوس) للحيوان إينترابيريتونيلي، لمدة تصل إلى ثلاثة أيام بعد الجراحة.
  4. بعد الانتهاء من عملية جراحية، وقف تدفق الغاز isoflurane وضع الماوس مرة أخرى في القفص التهوية على حدة.

4-يوثانيزيشن والأوصاف

  1. وبعد اندبوينتس التجريبية (1 يوم و 10 أيام بعد الجراحة)، euthanize الفئران وفقا للمبادئ التوجيهية الأخلاقية الحيوان المؤسسية.
  2. جمع الدم بالنزيف الميؤوس من شفائهم الحيوانات، وثقب الضفيرة المحطة الطرفية العين.
  3. عزل المصل من الدم.

النتائج

تتمثل في انتشار بعد 30% ظهرت الجزئي: انتشار خلايا الكبد في بقية الكبد بعد 30% ظهرت بحثت المناعي (المدينة) تلطيخ لعلامة انتشار الخليوي، كي-67. ظهرت بعد يوم واحد، كانت euthanized الفئران والفصوص الكبد المتبقية قد اقتطعت وتم الحصول على مقاطع البارافين. المقاطع كانت ملطخة بجسم كي-67، متبوعاً بو?...

Discussion

ظهرت الجزئي أسلوب المنشأة لتجديد الكبد التحقيق، وذكر ظهرت المفرط لتقليد النموذج أف. بين نماذج حيوانية من أف، من القوارض، خاصة من الفئران، نموذج بحث آخر. للحصول على نموذج إصابة كبد في الفئران، حتى ظهرت 70% سجلت مع25،معدل البقاء على قيد الحياة جيدة26. ومع ذلك عار...

Disclosures

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Acknowledgements

وأيد هذا العمل المنحة الأساسية الواردة من إدارة التكنولوجيا الأحيائية، "حكومة الهند" إلى "المعهد الوطني لعلم المناعة"، نيودلهي. الدكتور بهاتاشارجى العنوان الحالي هو شعبة من أمراض الجهاز الهضمي والكبد والتغذية ومستشفى لوس أنجليس في الأطفال.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Gas Anesthesia SystemUgo Basile; Italy211000
Weighing machineGoldtech ; IndiaLocal Procurement
Biological safety cabinet ( Class I)Kartos international;  IndiaLocal Procurement
Hair TrimmerPanasonic ;  Japan ER-GY10 
Straight operating scissor with sharp /sharp bladesMajor Surgicals; IndiaLocal Procurement
Forceps with SerrationsMajor Surgicals; IndiaLocal Procurement
Micro needle holders  straight & curved Mercian ;  England BS-13-8
1 ml insulin syringe with 30G *5/16 needles Dispo Van; India
1 ml syringe with 26 G * 1/2 needleBD ; US REF 303060
Nylon Threads  Mighty ; India(1-0) Local Procurement
MERSUTURES 4-0 Sterilised Surgical Needled SutureEthicon, Johnson & Johnson, IndiaNW 5047
TRUGUT 76 cm 4-0 absorbable surgical sutureSutures India Pvt. Ltd; IndiaSN 5048Sterilised Surgical Needled Suture Catgut Chromic
Cotton BudsPure Swabs Pvt Ltd ;  IndiaLocal Procurement
Surgical Tape3M India ; India1530-1Micropore Surgical Tape
MicrotomeHisto-Line Laboratories, ItalyMRS3500
Shandon Cryotome E CryostatThermo Electron Corporation ; US
Confocal laser scanning microscopeCarl Zeiss ; Germany LSM 510 META
Bright Field MicroscopeOlympus, JapanLX51
Automated analyserTulip, Alto Santracruz, IndiaScreen Maaster 3000Biochemical analyser for liver functional test
Flow CytometerBD ; US BD FACSverseAssesment of presence of cells post transplantation
Veet hair removal cream Reckitt Benckiser , India
FORANEAbbott ; USisoflurane USP 99.9% 
TaximAlKem ; Indiacefotaxime sodium injection
Povidone-Iodine solution Win-Medicare;  IndiaBetadine
ParaformaldehydeHimedia; IndiaGRM 3660
Iscove's Modified Dulbecco's Medium (IMDM)Life technologies, Thermo Fisher scientific ; US12200-036
SucroseSigma ; USS0389
Tissue-TekSakura; US25608-930O.C.T compound
DAPIHimedia; IndiaMB 097
anti-Albumin goat PolyclonalThermo Scientific,Pierce, USPA126081
anti-connexin 32/GJB1 Polyclonalabcam, UKab64609-500
antiGFP rabbit polyclonal Santa Cruz biotechnology; USSC 8334
Alexa Fluor 594 donkey anti-goat Molecular Probes , Thermo Fisher Scientific ;  USA11058
Alexa Fluor 488 donkey anti-sheep Molecular Probes , Thermo Fisher Scientific ;  USA11015
Alexa Fluor 594 chicken anti rabbit Molecular Probes , Thermo Fisher Scientific ;  USA21442
Goat anti rabbit IgG HRPInvitrogen, Thermo Fisher Scientific; US 65-6120
anti-Ki67 antibodyabcam, UKab15580
Antigen Unmasking Solution, Citric acid baseVector laboratories, USH-3300
ProLong Diamond antifade mountantLife technologies, Thermo Fisher scientific ; USP36966
SGOT (ASAT) KITCoral Clinical System, India
SGPT (ALAT) KITCoral Clinical System, India
Alkaline Phosphatase Kit (DEA)Coral Clinical System, India
Hematoxylin Solution, Mayer'sSigma ; USMHS16
Eosin Y solution, alcoholicSigma ; USHT110132
DPX Mountant Sigma ; US6522
Melonex (Pain Killer)Intas Pharmaceuticals Ltd; IndiaMeloxicam injection 
DAB enhanced liquid substrate system tetrahydrochlorideSigma ; USD3939

References

  1. Nussler, A., et al. Present status and perspectives of cell-based therapies for liver diseases. J. Hepatol. 45 (1), 144-159 (2006).
  2. Ponder, K. P., et al. Mouse hepatocytes migrate to liver parenchyma and function indefinitely after intrasplenic transplantation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 88 (4), 1217-1221 (1991).
  3. Kokudo, N., Horimoto, H., Ishida, K., Takahashi, S., Nozawa, M. Allogeneic hepatocyte and fetal liver transplantation and xenogeneic hepatocyte transplantation for Nagase's analbuminemic rats. Cell Transplant. 5 (5 Suppl 1), S21-S22 (1996).
  4. Christ, B., Bruckner, S., Stock, P. Hepatic transplantation of mesenchymal stem cells in rodent animal models. Methods Mol. Biol. 698, 315-330 (2011).
  5. Fox, I. J., Roy-Chowdhury, J. Hepatocyte transplantation. J. Hepatol. 40 (6), 878-886 (2004).
  6. Glanemann, M., et al. Transplantation of monocyte-derived hepatocyte-like cells (NeoHeps) improves survival in a model of acute liver failure. Ann. Surg. 249 (1), 149-154 (2009).
  7. Rahman, T. M., Hodgson, H. J. Animal models of acute hepatic failure. Int. J. Exp. Pathol. 81 (2), 145-157 (2000).
  8. Zhang, L., et al. Granulocyte colony-stimulating factor treatment ameliorates liver injury and improves survival in rats with D-galactosamine-induced acute liver failure. Toxicol. Lett. 204 (1), 92-99 (2011).
  9. Gardner, C. R., et al. Role of nitric oxide in acetaminophen-induced hepatotoxicity in the rat. Hepatology. 27 (3), 748-754 (1998).
  10. Nardo, B., et al. Successful treatment of CCL4-induced acute liver failure with portal vein arterialization in the rat. Transplant Proc. 38 (4), 1187-1189 (2006).
  11. Sathyasaikumar, K. V., et al. Fulminant hepatic failure in rats induces oxidative stress differentially in cerebral cortex, cerebellum and pons medulla. Neurochem. Res. 32 (3), 517-524 (2007).
  12. Wu, J., et al. Laennec protects murine from concanavalin A-induced liver injury through inhibition of inflammatory reactions and hepatocyte apoptosis. Biol. Pharm. Bull. 31 (11), 2040-2044 (2008).
  13. Kaur, G., Tirkey, N., Chopra, K. Beneficial effect of hesperidin on lipopolysaccharide-induced hepatotoxicity. Toxicology. 226 (2-3), 152-160 (2006).
  14. Rupertus, K., et al. Major but not minor hepatectomy accelerates engraftment of extrahepatic tumor cells. Clin. Exp. Metastasis. 24 (1), 39-48 (2007).
  15. Selden, C., Casbard, A., Themis, M., Hodgson, H. J. Characterization of long-term survival of syngeneic hepatocytes in rat peritoneum. Cell Transplant. 12 (6), 569-578 (2003).
  16. Tang, T. H., et al. The role of donor hepatocytes and/or splenocytes pre-injection in reducing islet xenotransplantation rejection. Hepatobiliary. Pancreat. Dis. Int. 2 (3), 344-350 (2003).
  17. Goto, Y., Ohashi, K., Utoh, R., Yamamoto, M., Okano, T. Hepatocyte transplantation through the hepatic vein: a new route of cell transplantation to the liver. Cell Transplant. 20 (8), 1259-1270 (2011).
  18. Gabelein, G., et al. Intrasplenic or subperitoneal hepatocyte transplantation to increase survival after surgically induced hepatic failure?. Eur. Surg. Res. 41 (3), 253-259 (2008).
  19. Bhattacharjee, J., et al. Autologous NeoHep Derived From Chronic Hepatitis B Virus Patients' Blood Monocytes by Upregulation of cMET Signaling. Stem Cells Transl. Med. , (2016).
  20. . . Basic surgical skills. Emergency and Essential Surgical Care (EESC) programme. , (2017).
  21. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J. Vis. Exp. (47), (2011).
  22. Lee, S. M., Schelcher, C., Demmel, M., Hauner, M., Thasler, W. E. Isolation of human hepatocytes by a two-step collagenase perfusion procedure. J. Vis. Exp. (79), (2013).
  23. Shen, L., Hillebrand, A., Wang, D. Q., Liu, M. Isolation and primary culture of rat hepatic cells. J. Vis. Exp. (64), (2012).
  24. Bhattacharjee, J., et al. Autologous NeoHep Derived from Chronic Hepatitis B Virus Patients' Blood Monocytes by Upregulation of c-MET Signaling. Stem Cells Transl. Med. 6 (1), 174-186 (2017).
  25. Hori, T., et al. Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse. Ann. Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).
  26. Hori, T., et al. Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique. World J. Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).
  27. Vidal, I., Richert, L. The nude mouse as model for liver deficiency study and treatment xenotransplantation. Int. J. Hepatol. , 1400147 (2012).
  28. Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat. Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).
  29. Ahmed, S. U., et al. Generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice. J. Vis. Exp. (79), e50544 (2013).
  30. Krikri, A., et al. Laparoscopic vs. open abdominal surgery in male pigs: marked differences in cortisol and catecholamine response depending on the size of surgical incision. Hormones (Athens). 12 (2), 283-291 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

132

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved