JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

وهناك نقص كبير من المانحين كبد، وجرى توسيع نطاق معايير المانحين الكبد. وقد وضعت نورموثيرميك السابقين فيفو الكبد التروية (نيفلب) لتقييم وتعديل وظيفة الجهاز. يوضح نموذج الفئران من نيفلب هذه الدراسة واختبارات قدرة سي-الكاتالاز، للتخفيف من حدة الضرر الحفاظ على الكبد.

Abstract

هناك نقص كبير في الكبد اللوجرافتس المتاحة لزرع الأعضاء، وردا على ذلك تم توسيع معايير المانحين. نتيجة لذلك أدخلت نورموثيرميك السابقين فيفو الكبد التروية (نيفلب) كوسيلة لتقييم وتعديل وظيفة الجهاز. نيفلب مزايا كثيرة بالمقارنة مع باردا ونضح سوبنورموثيرميك بما في ذلك خفض الحفاظ على الإصابة، استعادة وظيفة الجهاز العادي في ظل الظروف الفسيولوجية، تقييم لأداء الجهاز، ومنطلقا لإصلاح الجهاز ، يعيد البناء، والتعديل. وقد وصف نماذج نيفلب مورين والخنزير على حد سواء. إظهار نموذج الفئران من نيفلب، واستخدام هذا النموذج لعرض إحدى التطبيقات الهامة – استخدام جزيء العلاجية إضافة إلى بيرفوساتي الكبد. كاتالاز الكسح أنواع (روس) أكسجين تفاعلية ذاتية وأظهرت انخفاض الاسكيمية-ضخه في العين والمخ، والرئة. لقد ثبت بيجيليشن لاستهداف كاتالاز إلى البطانة. هنا، لقد أضفنا سي-كاتالاز (شماعة-CAT) إلى بيرفوساتي قاعدة وأثبت قدرته على التخفيف من حدة الضرر الحفاظ على الكبد. ميزة لنموذجنا نيفلب القوارض أنها غير مكلفة بالمقارنة مع النماذج الحيوانية الكبيرة. حد من هذه الدراسة أن ذلك لا يشمل حاليا التروية بعد زرع الكبد. ولذلك، لا يمكن جعل التنبؤ بمهمة زرع ما بعد على وجه اليقين. ومع ذلك، نموذج عملية زرع كبد الفئران هي راسخة والتأكيد يمكن استخدامها بالاقتران مع هذا النموذج. وفي الختام، لقد أظهرنا طراز نيفلب بسيطة وغير مكلفة، يمكن تكرارها بسهولة باستخدام الفئران. يمكن أن تتضمن تطبيقات لهذا النموذج اختبار perfusates الرواية والمضافات بيرفوساتي والبرمجيات المصممة لتقييم جهاز اختبار وتجارب تهدف إلى إصلاح الأجهزة.

Introduction

وهناك 14,578 المرضى على قائمة الانتظار لزرع الكبد وزرع حوالي 7,000 تتم كل سنة1،2. ردا على هذا النقص كبير من المانحين، اتسع نطاق معايير المانحين الكبد؛ هذه هي غالباً ما يشار إلى أجهزة هامشية أو المعايير الموسعة من الجهات المانحة، ومن المتوقع أن أداء أقل بعد زرع الأعضاء من allografts المعايير القياسية، مع ارتفاع معدلات الخلل الأساسي الابتزاز والفساد تأخر الدالة3، 4،،من56. نتيجة لذلك بدأ نيفلب كوسيلة لتقييم وتعديل الجهاز وظيفة6،7. لدينا تصميم نموذج الفئران من نيفلب ويستخدم هذا النموذج لشرح أحد تطبيقاتها المحتملة الهامة – اختبار المضافات جزيء رواية للكبد بيرفوساتي.

وقد تم تقييم نيفلب في الفئران (فأر) ونماذج الخنزير، وكذلك في الأعضاء البشرية المهملة6،،من89. أيضا في الآونة الأخيرة كانت نتائج التجارب البشرية الأولى من نيفلب نشرت10. على الرغم من نضح آلة باردا أصبح من الواضح القياسية للمحافظة على الكلي، درجة الحرارة في الجهاز الكبد الذي ينبغي أن يحدث نضح لا تزال مثيرة للجدل. وقد نيفلب العديد من المزايا المقترحة بالمقارنة مع باردا ونضح سوبنورموثيرميك. وتشمل هذه المحافظة على انخفاض الإصابة، استعادة وظيفة الجهاز العادي في الظروف الفسيولوجية، القدرة على تقييم أداء الجهاز، ومنطلقا لإصلاح الجهاز ويعيد البناء والتعديل7،11، 12،13،،من1415،،من1617.

أنجز عدد كبير من الدراسات استخدام الخنزير نيفلب النماذج. على الرغم من أن هذه النماذج غير مكلفة نسبيا عند النظر في نماذج استخدام تجاهل الأعضاء البشرية أو التجارب السريرية البشرية، مكلفة للغاية بالمقارنة مع نموذجنا نيفلب الحيوانات الصغيرة. عنصرا هاما لكل تجربة هي التكلفة بيرفوساتي. أننا قادرون على إكمال نضح ح 4 مع 300 مل من بيرفوساتي بتكلفة منخفضة نسبيا. بالإضافة إلى ذلك، تكلفة الحيوانات الصغيرة بما في ذلك الفئران منخفض جداً بالمقارنة مع تكلفة الخنازير.

بالمقارنة مع نماذج أخرى من نيفلب في الفئران، هو بسيط نسبيا لتنفيذ النموذج المعروض هنا وطائفة واسعة من التطبيقات. حلبة نضح يتبين في الشكل 1. ويبدأ بيرفوساتي في خزان بيرفوساتي (1)، الذي يعتبر بمثابة حاوية تغلف مياه. يتم سحبها من الخزان بمضخة اسطوانة (2) بيرفوساتي ودفعت إلى ويندكيسيل (3)، ومن ثم مكساج (4). يتم تعيين مكساج للغاز كونتيركورينت وتدفق بيرفوساتي لتوفير تبادل الغازات كحد أقصى. لفائف بيرفوساتي ثم العائدات لتدفئة (5) داخل قاعة نضح للتأكد من أنه في درجة حرارة الفسيولوجي، وفخ فقاعة (6) لمنع التروية لفقاعات الهواء هناك الجهاز السابق (7) والجهاز بعد (8) المنافذ العينة، والتي تسمح بيرفوساتي أن يكون عينات. ثم يدخل بيرفوساتي في الكبد عن طريق الوريد البابي القنية. قنية الوريد البابي موصولة إلى جهاز ضغط المخططات القيم على برامج جمع البيانات. ثم بيرفوساتي خروج الكبد من خلال قنية IVC ويتدفق إلى كتلة ضغط التعادل (9). وأخيراً، بيرفوساتي انسحب من كتلة الضغط مرة أخرى عن طريق المضخة الدوارة وإفراغ خزان. هذا النموذج يتضمن التروية المستمرة الوريد البابي ويترك تدفق نابض بالشريان الكبدي والغسيل الكلوي المستخدمة في بعض النماذج الأخرى، كل منها يتطلب دارة منفصلة وإضافية، ولكن أثبتت سابقا أن لا تكون مطلوب9،13.

استكشاف إضافة جزيء العلاجية الرواية إلى بيرفوساتي، اخترنا في إنزيم الكاتالاز. الكاتلاز هو الكاسح روس ذاتية التي جزء من إليه الدفاع الخلايا الداخلية التخفيف من آثار روس18. يتم زيادة التعبير كاتالاز في الاسكيمية كبدي ضخه إصابة19. قد تجلى التجريبية إضافة كاتالاز إنقاص الاسكيمية-ضخه في العين والمخ، والرئة20،،من2122،،من2324. لقد ثبت بيجيليشن لاستهداف كاتالاز إلى البطانة والمساعدة في امتصاص كاتالاز إلى خلايا بطانية25. القط شماعة تدير عناصره مع فعالية محدودة في الحد من الإصابات الكبدية الاسكيمية-الاكسجينيه؛ ومع ذلك، افترضنا أن إضافة شماعة-القط إلى حلبة نضح جهاز معزولة أن يؤدي إلى تحسين النتائج26،،من2728. هنا، نحن إضافة الوتد-القط أن لدينا قاعدة بيرفوساتي وإثبات قدرته التخفيف من الضرر الحفاظ على الكبد.

Protocol

وأجريت جميع الإجراءات وفقا للمبادئ التوجيهية "رعاية الحيوان المؤسسية" والمجلس الوطني للبحوث دليل "الرعاية الإنسانية" واستخدام الحيوانات المختبرية (IACUC) وخضع لموافقة اللجنة IACUC جامعة الدولة في ولاية أوهايو.

1-الإعداد الأولى

  1. إعداد الحل التروية بالجمع بين ما يلي: 86 مل الزلال 25%، 184 مل من الإعلام وليمز، 30 مل البنسلين/ستربتوميسين (U/mL 0.01 ملغ/مل والبنسلين والستربتوميسين 10)، والإنسولين (50 U/L)، الهيبارين (0.01 U/mL)، ل الجلوتامين (0.292 غرام/لتر)، و الهيدروكورتيزون (0.010 غرام/لتر) إلى إجمالي حجم 300 مل. مجموعة القط شماعة وقاعدة بيرفوساتي، إضافة 625 يو/مليلتر شماعة-لجنة مناهضة التعذيب.
    1. المخزن المؤقت الحل بيرفوساتي باستخدام أمينوميثاني تريس (هيدروكسيميثيل) (لثام) على درجة الحموضة 7.4. استخدام جهاز غازات دم الشرياني للتأكد من درجة الحموضة بيرفوساتي.
  2. إعداد الدائرة (الشكل 1).
    1. تشغيل حمام المياه الدافئة وتعيينها إلى 37 درجة مئوية. تسمح الدائرة الجهاز الدفء.
    2. صب بيرفوساتي مختلطة ومخزنة في الخزان وبدء التداول.
      ملاحظة: أعد بيرفوساتي المذكورة في هذه الخطوة بخطوة 1.1.1.
    3. قم بتشغيل غاز الأكسجين (95% أكسجين و 5% ثاني أكسيد الكربون) لمواجهة التدفق من خلال مكساج في الخط.
    4. قم بتشغيل برامج جمع البيانات وانقر فوق "ابدأ" لتسجيل طوال فترة التجربة.
  3. إعداد المجهر الجراحي وغرفة العمليات (الشكل 2).
    1. قم بتشغيل جميع المعدات بما في ذلك المجلس الاحترار، اليكتروكاوتيري، والتخدير والعلامات الحيوية (القلب الأكسجين ومعدل التشبع) معدات الرصد.
      ملاحظة: الإعدادات مجهر يختلف استناداً إلى المجهر المستخدمة ويمكن تعديلها للراحة للمستخدم.
    2. ملء محقنة التخدير 10 مل مع 10 مل من السائل إيسوفلوراني لاستنشاق (الوزن الجزيئي 184.5 g/mol) ووضع في وحدة التخدير.
    3. ضع حقنه 0.5 مل من الهيبارين (50 ش)، الأدوات الجراحية، 4-0 و 7-0 الحرير خياطة، ومسحات القطن المعقمة، والإسفنج شاش 4 × 4 سم غير منسوجة على النحو المناسب (الشكل 2).
  4. إعداد قاعة إيسوفلوراني.

2-تنظيم دورات تعريفية للتخدير

  1. ارتداء معدات الوقاية الشخصية التالية (معدات الوقاية الشخصية): قناع الجراحية، والقفازات الجراحية، والمتاح بثوب.
  2. وزن الفئران.
    ملاحظة: نحن نستخدم الفئران سبراغ داولي بين 250 – 350 غ.
  3. قم بتشغيل ضاغط الأكسجين وإيسوفلوراني. ضع الفئران، بعد يتم وزنه، في قاعة إيسوفلوراني، وتأمين الغطاء. حمل التخدير استخدام 6% isoflurane تسليمها مع 2 لتر في الدقيقة للأوكسجين.
    ملاحظة: جرعة isoflurane الدقيقة المستخدمة سيعتمد على نظام التخدير المحددة قيد الاستخدام.
  4. استخدام مقص الإلكترونية لقص الشعر البطن للحيوان.
  5. استبدال الحيوان في قاعة إيسوفلوراني.
  6. قم بتشغيل وحدة التخدير الموجود في غرفة العمليات.
  7. إزالة الفئران من قاعة isoflurane عندما فعل التخدير الكامل. تأكيد عمق التخدير استخدام قرصه أخمص القدمين.

3-الإجراء المشتريات

  1. تعد صفعة ز 16 المدخل (الشكل 3).
    1. تبدأ مع أنجيوكاثيتير ز 16. قص مقطع 7 ملم من الأنابيب. تحديد نقطة الوسط للقسم 7 ملم بقياس 3.5 مم. إينسيسي في نقطة الوسط وإزالة في النصف الأمامي من الأنبوب.
    2. استخدام هيموستات لسحق هذا الجزء الآن شقة. استخدام أخف لإذابة الطرف الآخر من أنجيوكاثيتير لإنشاء lip. لا تضع هذه المعلومة مباشرة في اللهب أو أنها سوف تشعل.
  2. إعداد قنية القناة الصفراوية.
    1. أن أنجيوكاث ز 27 وقطع المنفذ حقن ترك القسطرة فقط. قم بتوصيل هذا مقطع 10 سم من أنابيب كانولار ز 27.
  3. موقف الفئران مع انفها في مخروط الآنف التخدير، وأن الأطراف الأربعة معطلة. رصد العلامات الحيوية عن طريق إرفاق جهاز العرض إلى أقصى اليسار هند. أداء قرصه تو لتأكيد عمق المناسبة للتخدير. يستمر التخدير في إيسوفلوراني 4% (للحيوانات التي تزن > 250 غرام).
  4. رذاذ البطن للحيوان مع كحول الأيزوبروبيل 70%. السماح لتجف. ضع ثني عقيمة على الحيوان.
  5. جعل خط الوسط شق من الرهابه إلى العانة باستخدام حادة مقص وتوسيع نطاقها من خلال الجلد (الشكل 4). بلطف أدخل الصفاق والعضلات جداً. العناية لتفادي تلف المثانة في الجانب السفلي من هذا الشق والكبد في الجانب متفوقة في هذا الشق.
  6. تمديد شق أفقياً إلى اليسار واليمين شكل صليب على مستوى الحدود السفلي للكبد.
  7. إيقاف التخدير وصولاً إلى 2% (للحيوانات وزنها > 250 غرام).
  8. التراجع عن عملية الرهابه استخدام المشبك البعوض منحنى والاضلاع باستخدام الكامشات الضلع (الشكل 5).
  9. قص فالسيفورم، فرنك، والأربطة جاستروهيباتيك مع مقص حاد.
  10. تحديد موقع والتعادل خارج الوريد فرنك مع 7-0 خياطة كالقرب من أصله قدر الإمكان للحيلولة دون تسرب.
  11. افيسسيراتي الفئران باستخدام قضيب نصيحة القطن ترطب عقيمة والتفاف الأمعاء في شاش مبلل مع المحلول الملحي العادي 0.9 في المائة. الحرص على عدم تمدد المفرج الأمعاء.
  12. تشريح عبر الأجوف فينا أدنى (IVC) لإزالة الأنسجة الزائدة. تشريح وراء IVC متفوقة فقط التشعب وتمرير حلقة من 4-0 خياطة الحرير لاستخدامها في وقت لاحق (الشكل 6).
  13. سحب الكلي حق تقديم التعرض لهذا السياق حق الغدة الكظرية. التراجع عن الفص الأيمن للكبد ﻷسلحته مع شاش. التعادل قبالة على المنوال حق الغدة الكظرية مع خياطة حرير 7-0 مقربة من IVC قدر الإمكان وكوي عبرها القاصي للتعادل (الشكل 7).
  14. عناية تشريح خارج هذا السياق الطحال والتعادل هو إيقاف استخدام اثنين من خيوط الحرير 7-0 وتتخلل من بين خيوط اثنين.
  15. التعادل قبالة وسد الأوردة إضافية باستخدام خياطة الحرير 7-0 لطول إضافية في الوريد البابي، إذا لزم الأمر.
    ملاحظة: في بعض الأحيان هناك فروع صغيرة من إينفراهيباتيك IVC بين الوريد حق الغدة الكظرية والكبد أقل شأنا.
  16. تشريح حول قصور الشريان والتعادل خارج قصور الشريان مع 7-0 خياطة حرير، واضطر قصور الشريان.
  17. تشريح حول الشريان الكبدي ومن ثم ضع تعادل 7-0 خياطة حرير حوله (الشكل 8).
  18. تشريح من القناة الصفراوية.
    1. تحقق من طول القناة الصفراوية. التعادل قبالة الصفراوية في نهاية البعيدة باستخدام خياطة حرير 7-0. وضع حلقة من 7-0 خياطة الحرير حول الصفراوية بروكسيمالي قدر الإمكان.
    2. قطع حفرة هو نصف القطر من القناة مع مقص صغير ووضع قسطرة ز 27 في القناة الصفراوية بروكسيمالي. التعادل القسطرة في مكانها باستخدام خياطة ربطه عنق صندل روماني (الشكل 9).
  19. حقن 0.5 مل الهيبارين (50 ش) في الوريد القضيب أو IVC الحيوان باستخدام إبرة ز 27.
    ملاحظة: حقنه الأنسولين ز 27 يمكن أيضا استخدامها بدلاً من ذلك.
  20. المشبك وربطه عنق قبالة IVC الموضوعة سابقا باستخدام خياطة الحرير 4-0.
  21. التعادل خارج الشريان الكبدي الموضوعة سابقا باستخدام خياطة الحرير 7-0.
  22. المشبك خارج الوريد البابي باستخدام مقطع ميكروسورجيكال. كانولاتي الوريد البابي باستخدام أنجيوكاثيتير ز 22. تدفق الوريد البابي مع 60 مل من البرد 0.9% المحلول الملحي العادي مع الهيبارين 1 مل (100 ش) حتى الكبد blanches (الشكل 10).
    ملاحظة: إذا كان لا بلانش الكبد فورا يمكن مدلك مع قضيب تطبيق نصيحة القطن المعقمة.
  23. كشف سوبراهيباتيك IVC وتتقاطع كارتفاع في الصدر قدر الإمكان.
  24. أداء ظهرت النحو التالي. قص حول الحجاب الحاجز وقطع الشريان الكبدي، قص IVC، قطع الوريد البابي، قطع أي أربطة إضافية، وإخراج الكبد. وضع الكبد في الجليد الباردة المالحة الطبيعي 0.9% (الشكل 11).
  25. مكان ز 16 الكفة الأوعية الدموية في الوريد البابي (الشكل 12). مكان الكبد على حلبة نضح الكبد نورموثيرميك السابقين فيفو .

4-نضح الكبد نورموثيرميك السابقين فيفو

ملاحظة: أعد البروتوكول خطوة 1.1.1 بيرفوساتي المستخدمة هنا.

  1. وضع قنية الوريد البابي في الوريد البابي مقيد (الشكل 13).
  2. أثناء وضع قنية الوريد البابي، الحفاظ على تدفق بيرفوساتي من خلال الدائرة في 2 مل/دقيقة للبدء. مشاهدة الشاشة لأي ارتفاع في ضغط الوريد البابي؛ قد يشير هذا إلى قد أصبحت تغطي السفينة، وهناك حاجة لإعادة وضع القنية.
  3. خياطة في قنية IVC لعودة تدفق بيرفوساتي استخدام خياطة حرير 7-0.
  4. مرة كلا cannulas في المكان، البدء في تحويل التدفق في 1 مل/دقيقة حتى يتم التوصل إلى ضغط فسيولوجية في النطاق من 10 – 16 غروهارلم2س.
  5. تأخذ عينة 1 مل من قبل وبعد الموانئ في 0 و 30، 60، 90، 120، 150، 180، 210 و 240 دقيقة من نضح. تقسيم العينة 1 مل عينتين 0.5 مل.
    ملاحظة: 0.5 مل من هذا ستستخدم في البروتوكول خطوة 4.5.1، و 0.5 مل ستستخدم في البروتوكول خطوة 4.5.2.
    1. انجذاب تجميد 0.5 مل من هذه العينة في أنابيب التبريد بالنتروجين السائل.
    2. قم بتشغيل تحليل غاز دم الشرياني باستخدام مل 0.5 المتبقية من بيرفوساتي.
    3. بعد تشغيل تحليل غاز الدم في كل وقت نقطة (0، 30، 60، 90، 120، 150، 180، 210 و 240 دقيقة) النظر في مستويات الأس الهيدروجيني والمخزن المؤقت في بيرفوساتي حسب الحاجة للعودة إلى درجة الحموضة 7.4.
  6. في ختام ح 4 من نضح، قطع الكبد الدارة التروية. تقسيم الكبد إلى شرائح ز 0.5. الأداة الإضافية تجميد نسيج الكبد في أنابيب التبريد بالنتروجين السائل.

5-تجربة ما بعد التحليل

  1. تحديد ألانين أمينوترانسفيراسي المستوى (ALT) في بيرفوساتي في 0 و 30، 60، 90، 120، 150، 180، 210 و 240 دقيقة باستخدام مجموعة أدوات مقايسة اللونية تجارية.
    1. وباختصار، احتضان بيرفوساتي مع الكواشف ميكس رد فعل على 37 درجة مئوية عن 60 دقيقة قياس قيم الكثافة البصرية في 570 نانومتر باستخدام قارئ ميكروسكوبية.
  2. مجانسة ز 0.5 من أنسجة الكبد مع 100 ميليلتر من المخزن المؤقت لتحلل وتحليل الأنسجة الادينوسين ثلاثي الفوسفات (ATP) والجلوتاثيون (المدفع جريازيف) malondialdehyde (نجمة داود الحمراء).
    1. وباختصار، قياس مستويات ATP لعينات أنسجة الكبد باستخدام مجموعة أدوات تحليل تجاري. خلط العينة برد فعل المخزن المؤقت واحتضان في درجة حرارة الغرفة عن 30 دقيقة قياس الكثافة الضوئية في 570 نانومتر باستخدام قارئ ميكروسكوبية.
    2. قياس مستويات المدفع جريازيف عينات أنسجة الكبد باستخدام مجموعة أدوات تحليل تجاري. مزيج من عينات الأنسجة مع الكوكتيل المقايسة. قياس قيم الكثافة البصرية في 405 – 414 نيوتن متر.
    3. قياس مستويات MDA عينات أنسجة الكبد باستخدام مجموعة أدوات تحليل تجاري. خلط العينات مع القابلات التقليديات والحرارة إلى 95 درجة مئوية عن 60 دقيقة الطرد المركزي مادة التفاعل ونقل المادة طافية على صفيحة 96-جيدا. قياس الكثافة الضوئية في 532 نانومتر.
  3. مجانسة ز 0.5 من أنسجة الكبد مع 100 ميليلتر من المخزن المؤقت لتحلل وتحليل الأنسجة لنشاط caspase-3/7 النسبي باستخدام مجموعة أدوات تحليل تجاري.
    1. مزيج من الأنسجة ليستي مع المخزن المؤقت المقايسة كاشف caspase-3-7 واحتضان في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة.
    2. قياس مستوى الأسفار في كل استخدام قارئ ميكروسكوبية جيدا.
  4. تحديد مستوى أبوبتوتيك الخلايا في عينات أنسجة الكبد استخدام عدة الكشف عن وفاة تجارية في الموقع .
    1. قبل علاج 0.5 ز الأنسجة الجزأين مع بروتيناز U/mL 10 ك لمدة 10 دقائق وثم احتضان مع خليط رد الفعل عند 37 درجة مئوية للحد الأدنى 60 إجراء التحليل استخدام مجهر فلوري.

النتائج

تم استخدام حجم عينة من الفئران الثلاثة كل مجموعة. وتم قياس ALT في 0 و 30، 60، 90، 120، 150، 180، 210 و 240 دقيقة من نضح. كنا الطالب t-الاختبارات لمقارنة النتائج بين قاعدة بيرفوساتي وقاعدة بيرفوساتي، بالإضافة إلى مجموعات القط شماعة عند كل نقطة في الوقت. مقارنة بيرفوساتي قاعدة وقاعدة...

Discussion

هناك نقص كبير في الكبد اللوجرافتس المتاحة للزرع واستجابة معايير المانحين الموسعة1،2،3،،من45. وقد أدخلت نيفلب نتيجة للنقص في الجهات المانحة، كوسيلة لتقييم وتعديل الجهاز وظيفة6،

Disclosures

تقرير جميع المؤلفين أن عليهم لا الكشف عن البيانات ذات الصلة.

Acknowledgements

هذا العمل أيده 106704-01A1 T32AI المعاهد الوطنية للصحة والصندوق زادت "ت." لزرع الأعضاء ونضح والهندسة والتجديد في "جامعة ولاية أوهايو".

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Perfusate
8% AlbuminCLS Behring, King of Prussia, PA0053-7680-32
Williams MediaSigma Aldrich, St. Louis, MOW1878
Penicillin/StreptomycinSigma Aldrich, St. Louis, MOP4333
InsulinEli Lilly, Indianapolis, IL0002-8215-91
HeparinFresnius Lab, Lake Zurich, ILC504701
L-glutamineSigma Aldrich, St. Louis, MOG3126
HydrocortisoneSigma Aldrich, St. Louis, MOH0888
THAMHospira, Inc,0409-1593-04
Polyethylene Glycol - CatalaseSigma AldrichS9549 SIGMA
Personal Protective Equipment
Surgical MaskGenericN/A
Protective GownGenericN/A
Surgical GlovesGenericN/A
Liver Procurement
Sprague-Dawley RatHarlan Sprague Dawley Inc.250 -350 grams
Surgical MicroscopeLeicaM500-N w/ OHS
Charcoal CanistersKent ScientificSOMNO-2001-8
IsofluranePiramal HealthcareN/A
Pressure-Lok Precision Analytical Syringe Valco Instruments Co, Inc.SOMNO-10ML
Electrosurgical UnitMacanMV-7A
Warming PadBraintree ScientificHHP2
SomnoSuite Small Animal Anesthesia SystemKent ScientificSS-MVG-Module
PhysioSuiteKent ScientificPS-MSTAT-RT
Isoflurane chamberKent ScientificSOMNO-0530LG
SurgiVetIsotecCDS 9000 Tabletop
OxygenPraxair98015
Rib retractorsKent ScientificINS600240
GenieTouchKent ScientificGenieTouch
Normal SalineBaxterNDC 0338-0048-04
4x4 Non-Woven SpongesCriterion104-2411
Sterile Q-TipsHenry Schein Animal Health1009175
U-100 27 Gauge Insulin SyringeTerumo22-272328
5mL SyringeBDREF 309603
4-0 Braided Silk SutureDeknatel, Inc.198737LP
7-0 Braided Silk SutureTeleflex MedicalREF 103-S
16 gauge CathetersBBraun Introcan Safety4252586-02
14 gauge CathetersBBraun Introcan Safety4251717-02
Bile Duct Cannular TubingAltec01-96-1727       
Liver Perfusion Circuit Components
Water Bath WarmerLauda Ecoline StareditionE103
Data Collection SoftwareADInstruments Labchart 7
Liver Perfusion CircuitHarvard Apparatus73-2901
Membrane OxygenatorMediac SPAM03069
Roller PumpIsmatecISM827B
Gas (95% oxygen and 5% carbon dioxide)Praxair98015
Organ ChamberHarvard ApparatusILP-2
1.8 mL Arcticle Cryogenic TubeUSA Scientific1418-7410
MucasolSigma-AldrichZ637181
Microsurgical Instruments
Small ScissorsRobozRS-5610
Large ScissorsS&TSAA-15
Forceps - Large AngledS&TJFCL-7
Forceps - Small AngledS&TFRAS-15 RM-8
Clip ApplierROBOZRS-5440
Scissors - non microFST 14958-1114958-11
Forceps - Straight TipS&TFRS-15 RM8TC
Large Microsurgical ClipFine Scientific Tools18055-01
Small Microsurgical ClipFine Scientific Tools18055-01
Small Microsurgical ClipFine Scientific Tools18055-02
Small Microsurgical ClipFine Scientific Tools18055-03
Small Mosquito ClampsGenericN/A
Post-Experiment Analysis
Alanine Aminotransferase (ALT) Activity Colorimetric/Fluorometric Assay KitBioVisionK752
Adenosine Triphosphate (ATP) Colorimetric/Fluorometric Assay KitBioVisionK354
Glutathione Assay KitCayman Chemical703002
Lipid Peroxidation (MDA) Assay KitAbcamab118970
Caspase-Glo 3/7 Assay SystemsPromegaG8090
POLARstar OMEGA Microplate ReaderBMG LABTECHN/A

References

  1. . National Data. Overall by Organ. Current U.S. Waiting List. Based on OPTN data as of October 19, 2017 Available from: https://optn.transplant.hrsa.gov/data/view-data-reports/national-data/ (2017)
  2. . National Data, Transplants by Donor Type, U.S. Transplants Performed January 1, 1988 - December 31, 2016, For Organ = Liver Available from: https://optn.transplant.hrsa.gov/data/view-data-reports/national-data/ (2017)
  3. Nemes, B., et al. Extended criteria donors in liver transplantation Part I: reviewing the impact of determining factors. Expert Rev Gastroenterol Hepatol. 10 (7), 827-839 (2016).
  4. Nemes, B., et al. Extended-criteria donors in liver transplantation Part II: reviewing the impact of extended-criteria donors on the complications and outcomes of liver transplantation. Expert Rev Gastroenterol Hepatol. 10 (7), 841-859 (2016).
  5. Pezzati, D., Ghinolfi, D., De Simone, P., Balzano, E., Filipponi, F. Strategies to optimize the use of marginal donors in liver transplantation. World J Hepatol. 7 (26), 2636-2647 (2015).
  6. Marecki, H., et al. Liver ex situ machine perfusion preservation: A review of the methodology and results of large animal studies and clinical trials. Liver Transpl. 23 (5), 679-695 (2017).
  7. Barbas, A. S., Knechtle, S. J. Expanding the Donor Pool With Normothermic Ex Vivo Liver Perfusion: The Future Is Now. Am J Transplant. 16 (11), 3075-3076 (2016).
  8. Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am J Transplant. 13 (5), 1327-1335 (2013).
  9. Westerkamp, A. C., et al. End-ischemic machine perfusion reduces bile duct injury in donation after circulatory death rat donor livers independent of the machine perfusion temperature. Liver Transpl. 21 (10), 1300-1311 (2015).
  10. Selzner, M., et al. Normothermic ex vivo liver perfusion using steen solution as perfusate for human liver transplantation: First North American results. Liver Transpl. 22 (11), 1501-1508 (2016).
  11. Whitson, B. A., Black, S. M. Organ assessment and repair centers: The future of transplantation is near. World J Transplant. 4 (2), 40-42 (2014).
  12. Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20°C and 30°C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).
  13. Nagrath, D., et al. Metabolic preconditioning of donor organs: defatting fatty livers by normothermic perfusion ex vivo. Metab Eng. 11 (4-5), 274-283 (2009).
  14. Boehnert, M. U., et al. Normothermic acellular ex vivo liver perfusion reduces liver and bile duct injury of pig livers retrieved after cardiac death. Am J Transplant. 13 (6), 1441-1449 (2013).
  15. Schön, M. R., et al. Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion. Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).
  16. Reddy, S., et al. Non-heart-beating donor porcine livers: the adverse effect of cooling. Liver Transpl. 11 (1), 35-38 (2005).
  17. Banan, B., et al. Novel strategy to decrease reperfusion injuries and improve function of cold-preserved livers using normothermic ex vivo liver perfusion machine. Liver Transpl. 22 (3), 333-343 (2016).
  18. Held, P. . An Introduction to Reactive Oxygen Species: Measurement of ROS in Cells. , 1-14 (2012).
  19. Chen, C. F., et al. Reperfusion liver injury-induced superoxide dismutase and catalase expressions and the protective effects of N-acetyl cysteine. Transplant Proc. 39 (4), 858-860 (2007).
  20. Chen, B., Tang, L. Protective effects of catalase on retinal ischemia/reperfusion injury in rats. Exp Eye Res. 93 (5), 599-606 (2011).
  21. He, Y. Y., Hsu, C. Y., Ezrin, A. M., Miller, M. S. Polyethylene glycol-conjugated superoxide dismutase in focal cerebral ischemia-reperfusion. Am J Physiol. 265 (1 Pt 2), H252-H256 (1993).
  22. Işlekel, S., Işlekel, H., Güner, G., Ozdamar, N. Alterations in superoxide dismutase, glutathione peroxidase and catalase activities in experimental cerebral ischemia-reperfusion. Res Exp Med (Berl). 199 (3), 167-176 (1999).
  23. Li, G., Chen, Y., Saari, J. T., Kang, Y. J. Catalase-overexpressing transgenic mouse heart is resistant to ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol. 273 (3 Pt 2), H1090-H1095 (1997).
  24. Nowak, K., et al. Immunotargeting of catalase to lung endothelium via anti-angiotensin-converting enzyme antibodies attenuates ischemia-reperfusion injury of the lung in vivo. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 293 (1), L162-L169 (2007).
  25. Beckman, J. S., et al. Superoxide dismutase and catalase conjugated to polyethylene glycol increases endothelial enzyme activity and oxidant resistance. J Biol Chem. 263 (14), 6884-6892 (1988).
  26. Yabe, Y., Nishikawa, M., Tamada, A., Takakura, Y., Hashida, M. Targeted delivery and improved therapeutic potential of catalase by chemical modification: combination with superoxide dismutase derivatives. J Pharmacol Exp Ther. 289 (2), 1176-1184 (1999).
  27. Yabe, Y., et al. Prevention of neutrophil-mediated hepatic ischemia/reperfusion injury by superoxide dismutase and catalase derivatives. J Pharmacol Exp Ther. 298 (3), 894-899 (2001).
  28. Ushitora, M., et al. Prevention of hepatic ischemia-reperfusion injury by pre-administration of catalase-expressing adenovirus vectors. J Control Release. 142 (3), 431-437 (2010).
  29. Kakizaki, Y., et al. The Effects of Short-Term Subnormothermic Perfusion after Cold Preservation on Liver Grafts from Donors after Cardiac Death: An Ex Vivo Rat Model. Transplantation. , (2018).
  30. Kumar, R., Chung, W. Y., Dennison, A. R., Garcea, G. Ex Vivo Porcine Organ Perfusion Models as a Suitable Platform for Translational Transplant Research. Artif Organs. , (2017).
  31. Nativ, N. I., et al. Liver defatting: an alternative approach to enable steatotic liver transplantation. Am J Transplant. 12 (12), 3176-3183 (2012).
  32. Yeung, J. C., et al. Ex vivo adenoviral vector gene delivery results in decreased vector-associated inflammation pre- and post-lung transplantation in the pig. Mol Ther. 20 (6), 1204-1211 (2012).
  33. Goldaracena, N., et al. Inducing Hepatitis C Virus Resistance After Pig Liver Transplantation-A Proof of Concept of Liver Graft Modification Using Warm Ex Vivo Perfusion. Am J Transplant. 17 (4), 970-978 (2017).
  34. Van Raemdonck, D., Neyrinck, A., Rega, F., Devos, T., Pirenne, J. Machine perfusion in organ transplantation: a tool for ex vivo graft conditioning with mesenchymal stem cells?. Curr Opin Organ Transplant. 18 (1), 24-33 (2013).
  35. Pratschke, S., et al. Results of the TOP Study: Prospectively Randomized Multicenter Trial of an Ex Vivo Tacrolimus Rinse Before Transplantation in EDC Livers. Transplant Direct. 2 (6), e76 (2016).
  36. Pratschke, S., et al. Protocol TOP-Study (tacrolimus organ perfusion): a prospective randomized multicenter trial to reduce ischemia reperfusion injury in transplantation of marginal liver grafts with an ex vivo tacrolimus perfusion. Transplant Res. 2 (1), 3 (2013).
  37. Nativ, N. I., et al. Elevated sensitivity of macrosteatotic hepatocytes to hypoxia/reoxygenation stress is reversed by a novel defatting protocol. Liver Transpl. 20 (8), 1000-1011 (2014).
  38. Lonze, B. E., et al. In vitro and ex vivo delivery of short hairpin RNAs for control of hepatitis C viral transcript expression. Arch Surg. 147 (4), 384-387 (2012).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

136

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved