JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Существует нехватка значительной донорской печени, и были расширены критерии для печени доноров. Нормотермических ex vivo печени перфузии (NEVLP) был разработан для оценки и изменения функции органа. Это исследование демонстрирует модель крыса NEVLP и проверяет способность Пегилированный каталазы, для уменьшения травмы печени сохранения.

Аннотация

Существует значительный дефицит печени аллотрансплантация тканей для трансплантации, а в ответ были расширены критерии доноров. В результате была введена нормотермических ex vivo печени перфузии (NEVLP) как метод для оценки и изменения функции органа. NEVLP имеет много преимуществ по сравнению с гипотермического и subnormothermic перфузии включая снижение сохранения травмы, восстановление нормальной орган функции в физиологических условиях, оценки производительности орган и как платформа для ремонта орган , ремонт и модификации. Были описаны мышиных и свиные NEVLP модели. Мы продемонстрировать мышиной модели NEVLP и использовать эту модель, чтобы показать один из его важных приложений — использование терапевтические молекулы, добавлен в печени perfusate. Каталаза является мусорщик эндогенного реактивнооксигенных видов (ров) и продемонстрировал снижение ишемии реперфузии в глаз, головного мозга и легких. Было показано, что ПЭГилирование целевой каталазы эндотелия. Здесь, мы добавили Пегилированный каталазы (PEG-CAT) в базу perfusate и продемонстрировала свою способность смягчения травмы печени сохранения. Преимуществом нашей грызунов NEVLP модели является недорогой по сравнению с более крупных животных моделей. Ограничение этого исследования является, что она не включает в настоящее время пересадки печени после перфузии. Таким образом прогнозирование функции после пересадки нельзя сделать с уверенностью. Однако модель трансплантации печени крысы хорошо известна и безусловно могут быть использованы в сочетании с этой моделью. В заключение мы продемонстрировали недорогой, простой, легко воспроизводимые NEVLP модель, с помощью крыс. Применение этой модели может включать тестирование Роман перфузатов и perfusate добавки, тестирования программного обеспечения, предназначенного для оценки орган и экспериментов, предназначенные для ремонта органов.

Введение

Есть 14,578 больных в листе ожидания для трансплантации печени и приблизительно 7.000 пересадки выполняются за год1,2. В ответ на этой нехватки доноров расширили критерии для печени доноров; они часто называют маргинальных органов или расширенные критерии доноров и, как ожидается, для выполнения менее хорошо после трансплантации, чем стандартные критерии аллотрансплантантов, с более высокими ставками первичных трансплантата дисфункции и задержки трансплантата функция3, 4,5,6. В результате NEVLP была введена как метод для оценки и изменения функции органа6,7. Мы разработали модель крыса NEVLP и использовал эту модель для демонстрации одной из ее важных потенциальных – тестирование приложений Роман молекулы добавок к печени perfusate.

NEVLP был оценен как Мурина (Крыса), так и свинину модели, а также в брошенные человеческие органы6,8,9. Результаты первого испытания на человеке NEVLP были также недавно опубликованный10. Хотя явно гипотермического машина перфузии стал стандартом для сохранения почек, температура, при которой печени машина должна происходить перфузии остается спорным. NEVLP имеет много предлагаемые преимущества по сравнению с гипотермического и subnormothermic перфузии. К ним относятся сокращение сохранения травмы, восстановление нормальной орган функции в физиологических условиях, возможность оценить производительность орган и как платформа для органа ремонта, реконструкции и модификации7,11, 12,13,14,,1516,17.

Значительное количество исследований были завершены с использованием свиных NEVLP моделей. Хотя эти модели являются сравнительно недорогой, при рассмотрении модели с помощью органов человека или клинические испытания на человеке, они являются очень дорогими по сравнению с нашей небольшой животных NEVLP модели. Важным компонентом в эксперимент стоит perfusate. Мы в состоянии выполнить 4 h перфузии с 300 мл perfusate при относительно низких затратах. Кроме того стоимость мелких животных, включая крысы является очень низким по сравнению со стоимостью свиней.

По сравнению с других моделей NEVLP в крыса модель, представленная здесь относительно прост в реализации и имеет широкий спектр применения. Перфузии цепи можно увидеть на рисунке 1. Perfusate начинается в perfusate водохранилище (1), который является контейнером с рубашкой воды. Perfusate вытащил из водохранилища с помощью валика насоса (2) и толкнул в windkessel (3), а затем Оксигенатор (4). Оксигенатор устанавливается противоточный газа и perfusate потока для обеспечения максимальной газообмена. Perfusate затем приступает к Отопление катушки (5) внутри камеры перфузии для обеспечения его физиологического температуре, и Пузырь ловушки (6) для предотвращения перфузии пузырьков воздуха там до органа (7) и после органа (8) образца порты, которые позволяют perfusate быть пробы. Perfusate затем поступает через канюлю воротной вены печени. Канюля воротной вены прилагается к давление монитор, что диаграммы значения на программное обеспечение сбора данных. Perfusate затем выходит из печени через канюлю МКВ и впадает в блоке эквалайзер давления (9). Наконец perfusate вытащил из блока давления обратно через насос ролик и опорожняется в водохранилище. Эта модель включает в себя непрерывное перфузии в воротной вены и оставляет пульсирующего поток печеночной артерии и диализа, используемых в некоторых других моделей, каждая из которых требует отдельного и дополнительного цепи, но показали, ранее, чтобы не быть необходимые9,13.

Чтобы исследовать дополнение Роман терапевтические молекулы perfusate, мы выбрали фермента каталазы. Каталаза является эндогенного мусорщик ROS, которая является частью клетки внутренней обороны механизма для смягчения последствий ROS18. Каталаза выражение увеличение печени ишемии реперфузионных повреждений19. Для уменьшения ишемии реперфузии в глаз, головного мозга и легких20,21,22,,2324была продемонстрирована экспериментальная дополнением каталазы. Было показано, что ПЭГилирование целевой каталазы в эндотелия и помощь в освоении каталазы в эндотелиальных клеток25. ПЭГ-CAT находится под управлением системно, с ограниченной эффективности в снижении печеночная ишемии реперфузии травмы; Однако мы предположили, что добавление PEG-CAT к цепи перфузии изолированной органа приведет к улучшению результатов26,27,28. Здесь, мы добавляем PEG-CAT для нашей базы perfusate и продемонстрировать его способности смягчить травмы печени сохранения.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все процедуры были выполнены согласно указаниям институциональный уход животных и Национальный исследовательский совет руководство для гуманного ухода и использования лабораторных животных (IACUC) и претерпела утверждения IACUC университета Огайо государственного комитета.

1. Начальная настройка

  1. Приготовляют раствор перфузии, объединяя следующие: 86 мл 25% альбумина, 184 мл Уильямс средств массовой информации, 30 мл пенициллина/стрептомицина (10 ед/мл пенициллин и 0,01 мг/мл стрептомицина), инсулин (50 U/L), гепарином (0.01 ед/мл), L-глютамин (0,292 г/Л), и гидрокортизон (0,010 г/Л) в суммарный объем 300 мл. Базовый perfusate, ПЭГ-CAT группы и добавьте 625 ед/мл PEG-Cat.
    1. Буферного раствора perfusate, с помощью трис (гидроксиметил) aminomethane (THAM) до рН 7,4. Используете машину газов артериальной крови для подтверждения perfusate рН.
  2. Настройка цепи (рис. 1).
    1. Включите теплую ванну водой и установите его в 37 ° C. Позвольте камере орган для разминки.
    2. Вылить смешанные и буферизации perfusate в водохранилище и начать распространение.
      Примечание: Perfusate, упомянутых в этом шаге был подготовлен на шаге 1.1.1.
    3. Включите кислородом газ (95% кислорода и 5% двуокиси углерода) в счетчик потока через Оксигенатор в линии.
    4. Включите программное обеспечение сбора данных и нажмите кнопку «Пуск», чтобы записать в течение всего эксперимента.
  3. Настройка хирургический микроскоп и операционной комнате (рис. 2).
    1. Включите все оборудование, включая Совет потепления, электрокоагуляции, анестезии и жизненно важные признаки (сердца и кислорода насыщения) мониторинг оборудования.
      Примечание: Микроскоп параметры будут зависеть от Микроскоп используется и может быть скорректирована для комфорта пользователя.
    2. Заполните шприц 10 мл анестезии с 10 мл жидкой изофлюрановая для ингаляции (молекулярная масса 184.5 г/моль) и место в группе анестезии.
    3. Поместите шприц 0,5 мл гепарина (50 ед), хирургические инструменты, 4-0 и 7-0 Шелковый шов, стерильные ватные тампоны и 4 x 4 см нетканый марлевые губки надлежащим образом (рис. 2).
  4. Подготовьте изофлюрановая камеры.

2. индукции анестезии

  1. Носить следующие средства индивидуальной защиты (СИЗ): хирургические маски, хирургические перчатки, одноразовые платье.
  2. Взвешивание крыс.
    Примечание: Мы используем крысах Sprague-Dawley между 250-350 г.
  3. Включите компрессор кислорода и изофлюрановая. Поместите крыса, после весил, в изофлюрановая камеру и закрепите крышку. Вызвать обезболивание с помощью 6% изофлюрановая поставляется с 2 Л/мин кислорода.
    Примечание: Точное изофлюрановая дозы, используемой будет зависеть от используемой системы конкретных анестезии.
  4. Использование электронных Клипперс обрезать волосы животного брюшной.
  5. Замените животного в изофлюрановая камере.
  6. Включите блок анестезии, расположенный в операционной комнате.
  7. Удаление крысы из изофлюрановая камеры при анестезии полностью индуцируется. Подтвердите глубины анестезии с помощью щепотку мыс.

3. закупки процедура

  1. Подготовьте 16 G портала манжеты (рис. 3).
    1. Начинаются с 16 G angiocatheter. Вырежьте часть трубы 7 мм. Определить середину секции 7 мм, измеряя 3,5 мм. Incise на середину и снимите переднюю половину трубы.
    2. Используйте зажим для раздавить это теперь плоская часть. Используйте зажигалку таять на другом конце angiocatheter для создания губ. Место кончике непосредственно в пламени или он будет воспламеняться.
  2. Подготовьте канюля желчных протоков.
    1. Возьмите angiocath 27 G и отрезали инъекционным портом, оставив только катетер. Подключите это 10 см раздел 27 G cannular труб.
  3. Позиция Крыса с его носом в анестезии носовой конус и ее четыре конечности прикол. Контролировать жизненно важные признаки подключив монитор к левой задние конечности. Выполните щепотку мыс, чтобы подтвердить соответствующие глубины анестезии. Продолжить анестезии на 4% изофлюрановая (для животных, которые весят > 250 g).
  4. Spray животного живота с 70% изопропиловый спирт. Дайте высохнуть. Место стерильным драпировка над животным.
  5. Сделайте срединной разрез от мечевидного лобка с помощью острых ножниц и проходящий через кожу (рис. 4). Осторожно введите брюшины и надрезать мышцы. Позаботьтесь, чтобы избежать повреждения мочевого пузыря в нижней аспект этого разреза и печени в Улучшенный аспект этого разреза.
  6. Расширить разрез сбоку слева и справа в форме креста на уровне нижней границы печени.
  7. Поверните анестезии до 2% (для животных весом > 250 g).
  8. Отказаться от мечевидного отростка, с использованием хомут изогнутые комаров и ребра, используя ребро ретракторы (рис. 5).
  9. Вырезать серповидной, диафрагмальный и gastrohepatic связки с острыми ножницами.
  10. Найдите и галстук офф диафрагмальный вен с 7-0 шва как недалеко от его происхождения, как можно предотвратить протечки.
  11. Потрошение крыса, используя аппликатор наконечник стерильным хлопка смоченной и завернуть в марлю, смоченную 0,9% нормальное saline кишечника. Будьте осторожны чтобы не растянуть сосудистую тонкой кишки.
  12. Вскрыть над нижней полой вены (IVC), чтобы удалить излишки ткани. Вскрыть за просто превосходит бифуркации МКВ и пройти цикл 4-0 Шелкового шва для последующего использования (рис. 6).
  13. Убрать правой почки оказывать воздействия на право надпочечниковой Вены. Убрать правой доли печени сверху марлей. Галстук с право надпочечниковой Вены с Шелковый шов 7-0, как можно ближе к IVC как можно скорее и прижечь через его дистальнее галстук (рис. 7).
  14. Тщательно анализировать, селезеночной вены, связать его с помощью двух 7-0 шелковыми швами и пересекают его между двумя швами.
  15. Галстук с и перевязать дополнительные вен с помощью 7-0 Шелковый шов для дополнительной длины на воротной вены, при необходимости.
    Примечание: Иногда существуют мелкие ветви infrahepatic IVC между правом надпочечниковой Вены и уступает печени.
  16. Вскрыть вокруг гастродуоденальной артерии, галстук с гастродуоденальной артерии с Шелковый шов 7-0 и перевязать гастродуоденальной артерии.
  17. Вскрыть вокруг печеночной артерии и затем поместите 7-0 Шелковый шов галстук вокруг него (рис. 8).
  18. Вскрыть из желчных протоков.
    1. Проверьте длину желчных протоков. Галстук с желчных протоков на дистальном конце с помощью 7-0 Шелковый шов. Место в цикле 7-0 Шелкового шва вокруг желчных протоков проксимально как можно скорее.
    2. Вырезать отверстие, что составляет половину диаметра протоков малых ножницами и 27 G катетер в желчных протоков проксимально. Галстук катетер на месте с помощью римские сандалии галстук шов (рис. 9).
  19. Inject 0,5 мл гепарина (50 ед) в Вену полового члена или IVC животного, с помощью иглы 27 G.
    Примечание: 27 G шприц инсулина может также использоваться вместо.
  20. Зажим и галстук с мкВ, используя ранее установленный Шелковый шов 4-0.
  21. Галстук с печеночной артерии, используя ранее установленный Шелковый шов 7-0.
  22. Зажим от воротной вены, с использованием микрохирургической клип. Иглу воротной вены, используя 22 G angiocatheter. Флеш воротной вены с 60 мл холодного физиологический 0,9% с 1 мл раствора гепарина (100 ед) до печени бланша (Рисунок 10).
    Примечание: Если печень не бланшировать сразу же он может массируют с аппликаторами наконечник стерильным хлопка.
  23. Подвергать suprahepatic МКВ и вырезать через его как высокий в грудь как можно скорее.
  24. Выполняйте гепатектомии. Вырезать вокруг диафрагмы, вырезать печеночной артерии, вырезать мкВ, вырезать воротной вены, вырезать любых дополнительных связок и вынуть печень. Место печени в лед холодной 0.9% нормальное saline (Рисунок 11).
  25. Место 16 G сосудистого манжете в воротной вены (Рисунок 12). Место печени на контуре ex vivo нормотермических печени перфузии.

4. Ex Vivo нормотермических печени перфузии

Примечание: Perfusate, здесь был подготовлен протокол шаге 1.1.1.

  1. Поместите канюля воротной вены в манжетами воротной вены (рис. 13).
  2. Во время размещения канюля воротной вены поддерживать поток perfusate через цепь в 2 мл/мин для начала. Смотреть монитор для любой шипы в портальной Вене давления; Это может указывать на судно стали закрыта и репозиционирования канюлю необходима.
  3. Шовный материал в IVC канюля для возвращаемого потока perfusate, с помощью 7-0 Шелковый шов.
  4. Как только оба канюли в место, начните, поднимая потока в 1 мл/мин до достижения физиологической давления в диапазоне 10 – 16 КМЗ2O.
  5. Возьмите 1 мл образца от до и после портов на 0, 30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 и 240 мин перфузии. 1 мл капель делят на две пробы 0,5 мл.
    Примечание: 0,5 мл это будет использоваться в протоколе шаг 4.5.1 и 0,5 мл будет использоваться протокол шаге 4.5.2.
    1. Оснастки заморозить 0,5 мл данного образца в криогенных трубы в жидком азоте.
    2. Выполните анализ газов артериальной крови с помощью оставшиеся 0,5 мл perfusate.
    3. После запуска анализ газа крови в каждый момент времени (0, 30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 и 240 мин) изучения уровня pH и буфера perfusate при необходимости вернуться к рН 7,4.
  6. В конце 4 h перфузии отключите печени от цепи перфузии. Разделите 0,5 g сегментов печени. Оснастки заморозить ткани печени в криогенных трубы в жидком азоте.

5. после эксперимента анализ

  1. Определите Аланинаминотрансфераза (АЛТ) (ALT) уровень в perfusate на 0, 30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 и 240 мин, с использованием коммерческих колориметрические пробирного комплекта.
    1. Короче говоря, инкубировать perfusate с реакция смеси реагентов при 37 ° C 60 мин измерения оптической плотности значений на 570 Нм, используя Считыватель микропланшетов.
  2. Однородный 0,5 г с 100 мкл буфера lysis ткани печени и анализировать ткани lysate аденозинтрифосфатом (АТФ), глутатион (GSH) и диальдёгида (MDA).
    1. Короче говоря Измерьте уровни ATP с использованием коммерческих пробирного комплекта образцов ткани печени. Смешать образца с буфером реакции и инкубации при комнатной температуре за 30 мин измерения оптической плотности в 570 Нм, используя Считыватель микропланшетов.
    2. Измерения уровней GSH с использованием коммерческих пробирного комплекта образцов ткани печени. Смешайте образцы тканей с Пробирной коктейль. Измерение оптической плотности значений на 405-414 Нм.
    3. Измерения уровней MDA с использованием коммерческих пробирного комплекта образцов ткани печени. Смешать образцы с ТБА и тепла до 95 ° C 60 мин центрифуги реагент и передать плиту 96-луночных супернатант. Измеряют оптическую плотность на 532 нм.
  3. Однородный 0,5 г с 100 мкл буфера lysis ткани печени и анализировать lysate для Относительная активность каспазы-3/7, используя набор коммерческих пробирного ткани.
    1. Смешать lysate ткани с буфером пробирного каспазы-3-7 реагента и инкубации при комнатной температуре за 30 мин.
    2. Измерьте уровень флюоресценции в каждой хорошо с помощью Считыватель микропланшетов.
  4. Определите уровень apoptotic клеток в образцах тканей печени, используя набор коммерческих в месте обнаружения смерти.
    1. Предварительно обработать 0,5 g ткани разделы с 10 U/mL протеиназы K 10 мин и затем инкубации с реакционной смеси при 37 ° C 60 мин выполнять анализ, используя флуоресцентный Микроскоп.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Размер выборки три крыс каждой группы был использован. ALT была измерена на 0, 30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 и 240 мин перфузии. Мы использовали студента t-тесты для сравнения результатов между базовой perfusate и базовый perfusate плюс PEG-CAT групп на каждом этапе. Сравнивая базовый perfusate и ба...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Существует значительный дефицит печени аллотрансплантация тканей для трансплантации, и в ответ критерии доноров были Расширенный1,2,3,4,5. В результате нехватки доноров была введена NEVLP как метод для...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Все авторы сообщают, что у них нет соответствующей информации.

Благодарности

Эта работа была поддержана низ T32AI 106704-01A1 и т. показатель удобочитаемости Flesch фонд для трансплантации, перфузии, инженерные и регенерации в университете штата Огайо.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Perfusate
8% AlbuminCLS Behring, King of Prussia, PA0053-7680-32
Williams MediaSigma Aldrich, St. Louis, MOW1878
Penicillin/StreptomycinSigma Aldrich, St. Louis, MOP4333
InsulinEli Lilly, Indianapolis, IL0002-8215-91
HeparinFresnius Lab, Lake Zurich, ILC504701
L-glutamineSigma Aldrich, St. Louis, MOG3126
HydrocortisoneSigma Aldrich, St. Louis, MOH0888
THAMHospira, Inc,0409-1593-04
Polyethylene Glycol - CatalaseSigma AldrichS9549 SIGMA
Personal Protective Equipment
Surgical MaskGenericN/A
Protective GownGenericN/A
Surgical GlovesGenericN/A
Liver Procurement
Sprague-Dawley RatHarlan Sprague Dawley Inc.250 -350 grams
Surgical MicroscopeLeicaM500-N w/ OHS
Charcoal CanistersKent ScientificSOMNO-2001-8
IsofluranePiramal HealthcareN/A
Pressure-Lok Precision Analytical Syringe Valco Instruments Co, Inc.SOMNO-10ML
Electrosurgical UnitMacanMV-7A
Warming PadBraintree ScientificHHP2
SomnoSuite Small Animal Anesthesia SystemKent ScientificSS-MVG-Module
PhysioSuiteKent ScientificPS-MSTAT-RT
Isoflurane chamberKent ScientificSOMNO-0530LG
SurgiVetIsotecCDS 9000 Tabletop
OxygenPraxair98015
Rib retractorsKent ScientificINS600240
GenieTouchKent ScientificGenieTouch
Normal SalineBaxterNDC 0338-0048-04
4x4 Non-Woven SpongesCriterion104-2411
Sterile Q-TipsHenry Schein Animal Health1009175
U-100 27 Gauge Insulin SyringeTerumo22-272328
5mL SyringeBDREF 309603
4-0 Braided Silk SutureDeknatel, Inc.198737LP
7-0 Braided Silk SutureTeleflex MedicalREF 103-S
16 gauge CathetersBBraun Introcan Safety4252586-02
14 gauge CathetersBBraun Introcan Safety4251717-02
Bile Duct Cannular TubingAltec01-96-1727       
Liver Perfusion Circuit Components
Water Bath WarmerLauda Ecoline StareditionE103
Data Collection SoftwareADInstruments Labchart 7
Liver Perfusion CircuitHarvard Apparatus73-2901
Membrane OxygenatorMediac SPAM03069
Roller PumpIsmatecISM827B
Gas (95% oxygen and 5% carbon dioxide)Praxair98015
Organ ChamberHarvard ApparatusILP-2
1.8 mL Arcticle Cryogenic TubeUSA Scientific1418-7410
MucasolSigma-AldrichZ637181
Microsurgical Instruments
Small ScissorsRobozRS-5610
Large ScissorsS&TSAA-15
Forceps - Large AngledS&TJFCL-7
Forceps - Small AngledS&TFRAS-15 RM-8
Clip ApplierROBOZRS-5440
Scissors - non microFST 14958-1114958-11
Forceps - Straight TipS&TFRS-15 RM8TC
Large Microsurgical ClipFine Scientific Tools18055-01
Small Microsurgical ClipFine Scientific Tools18055-01
Small Microsurgical ClipFine Scientific Tools18055-02
Small Microsurgical ClipFine Scientific Tools18055-03
Small Mosquito ClampsGenericN/A
Post-Experiment Analysis
Alanine Aminotransferase (ALT) Activity Colorimetric/Fluorometric Assay KitBioVisionK752
Adenosine Triphosphate (ATP) Colorimetric/Fluorometric Assay KitBioVisionK354
Glutathione Assay KitCayman Chemical703002
Lipid Peroxidation (MDA) Assay KitAbcamab118970
Caspase-Glo 3/7 Assay SystemsPromegaG8090
POLARstar OMEGA Microplate ReaderBMG LABTECHN/A

Ссылки

  1. Network, O. P. aT. National Data. Overall by Organ. Current U.S. Waiting List. Based on OPTN data as of October 19, 2017. , Available from: https://optn.transplant.hrsa.gov/data/view-data-reports/national-data/# (2017).
  2. OPTN, O. P. aT. N. National Data, Transplants by Donor Type, U.S. Transplants Performed January 1, 1988 - December 31, 2016, For Organ = Liver. , Available from: https://optn.transplant.hrsa.gov/data/view-data-reports/national-data/# (2017).
  3. Nemes, B., et al. Extended criteria donors in liver transplantation Part I: reviewing the impact of determining factors. Expert Rev Gastroenterol Hepatol. 10 (7), 827-839 (2016).
  4. Nemes, B., et al. Extended-criteria donors in liver transplantation Part II: reviewing the impact of extended-criteria donors on the complications and outcomes of liver transplantation. Expert Rev Gastroenterol Hepatol. 10 (7), 841-859 (2016).
  5. Pezzati, D., Ghinolfi, D., De Simone, P., Balzano, E., Filipponi, F. Strategies to optimize the use of marginal donors in liver transplantation. World J Hepatol. 7 (26), 2636-2647 (2015).
  6. Marecki, H., et al. Liver ex situ machine perfusion preservation: A review of the methodology and results of large animal studies and clinical trials. Liver Transpl. 23 (5), 679-695 (2017).
  7. Barbas, A. S., Knechtle, S. J. Expanding the Donor Pool With Normothermic Ex Vivo Liver Perfusion: The Future Is Now. Am J Transplant. 16 (11), 3075-3076 (2016).
  8. Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am J Transplant. 13 (5), 1327-1335 (2013).
  9. Westerkamp, A. C., et al. End-ischemic machine perfusion reduces bile duct injury in donation after circulatory death rat donor livers independent of the machine perfusion temperature. Liver Transpl. 21 (10), 1300-1311 (2015).
  10. Selzner, M., et al. Normothermic ex vivo liver perfusion using steen solution as perfusate for human liver transplantation: First North American results. Liver Transpl. 22 (11), 1501-1508 (2016).
  11. Whitson, B. A., Black, S. M. Organ assessment and repair centers: The future of transplantation is near. World J Transplant. 4 (2), 40-42 (2014).
  12. Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20°C and 30°C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).
  13. Nagrath, D., et al. Metabolic preconditioning of donor organs: defatting fatty livers by normothermic perfusion ex vivo. Metab Eng. 11 (4-5), 274-283 (2009).
  14. Boehnert, M. U., et al. Normothermic acellular ex vivo liver perfusion reduces liver and bile duct injury of pig livers retrieved after cardiac death. Am J Transplant. 13 (6), 1441-1449 (2013).
  15. Schön, M. R., et al. Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion. Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).
  16. Reddy, S., et al. Non-heart-beating donor porcine livers: the adverse effect of cooling. Liver Transpl. 11 (1), 35-38 (2005).
  17. Banan, B., et al. Novel strategy to decrease reperfusion injuries and improve function of cold-preserved livers using normothermic ex vivo liver perfusion machine. Liver Transpl. 22 (3), 333-343 (2016).
  18. Held, P. An Introduction to Reactive Oxygen Species: Measurement of ROS in Cells. , BioTek Instruments, Inc. Vinooski, Vermont. 1-14 (2012).
  19. Chen, C. F., et al. Reperfusion liver injury-induced superoxide dismutase and catalase expressions and the protective effects of N-acetyl cysteine. Transplant Proc. 39 (4), 858-860 (2007).
  20. Chen, B., Tang, L. Protective effects of catalase on retinal ischemia/reperfusion injury in rats. Exp Eye Res. 93 (5), 599-606 (2011).
  21. He, Y. Y., Hsu, C. Y., Ezrin, A. M., Miller, M. S. Polyethylene glycol-conjugated superoxide dismutase in focal cerebral ischemia-reperfusion. Am J Physiol. 265 (1 Pt 2), H252-H256 (1993).
  22. Işlekel, S., Işlekel, H., Güner, G., Ozdamar, N. Alterations in superoxide dismutase, glutathione peroxidase and catalase activities in experimental cerebral ischemia-reperfusion. Res Exp Med (Berl). 199 (3), 167-176 (1999).
  23. Li, G., Chen, Y., Saari, J. T., Kang, Y. J. Catalase-overexpressing transgenic mouse heart is resistant to ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol. 273 (3 Pt 2), H1090-H1095 (1997).
  24. Nowak, K., et al. Immunotargeting of catalase to lung endothelium via anti-angiotensin-converting enzyme antibodies attenuates ischemia-reperfusion injury of the lung in vivo. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 293 (1), L162-L169 (2007).
  25. Beckman, J. S., et al. Superoxide dismutase and catalase conjugated to polyethylene glycol increases endothelial enzyme activity and oxidant resistance. J Biol Chem. 263 (14), 6884-6892 (1988).
  26. Yabe, Y., Nishikawa, M., Tamada, A., Takakura, Y., Hashida, M. Targeted delivery and improved therapeutic potential of catalase by chemical modification: combination with superoxide dismutase derivatives. J Pharmacol Exp Ther. 289 (2), 1176-1184 (1999).
  27. Yabe, Y., et al. Prevention of neutrophil-mediated hepatic ischemia/reperfusion injury by superoxide dismutase and catalase derivatives. J Pharmacol Exp Ther. 298 (3), 894-899 (2001).
  28. Ushitora, M., et al. Prevention of hepatic ischemia-reperfusion injury by pre-administration of catalase-expressing adenovirus vectors. J Control Release. 142 (3), 431-437 (2010).
  29. Kakizaki, Y., et al. The Effects of Short-Term Subnormothermic Perfusion after Cold Preservation on Liver Grafts from Donors after Cardiac Death: An Ex Vivo Rat Model. Transplantation. , (2018).
  30. Kumar, R., Chung, W. Y., Dennison, A. R., Garcea, G. Ex Vivo Porcine Organ Perfusion Models as a Suitable Platform for Translational Transplant Research. Artif Organs. , (2017).
  31. Nativ, N. I., et al. Liver defatting: an alternative approach to enable steatotic liver transplantation. Am J Transplant. 12 (12), 3176-3183 (2012).
  32. Yeung, J. C., et al. Ex vivo adenoviral vector gene delivery results in decreased vector-associated inflammation pre- and post-lung transplantation in the pig. Mol Ther. 20 (6), 1204-1211 (2012).
  33. Goldaracena, N., et al. Inducing Hepatitis C Virus Resistance After Pig Liver Transplantation-A Proof of Concept of Liver Graft Modification Using Warm Ex Vivo Perfusion. Am J Transplant. 17 (4), 970-978 (2017).
  34. Van Raemdonck, D., Neyrinck, A., Rega, F., Devos, T., Pirenne, J. Machine perfusion in organ transplantation: a tool for ex vivo graft conditioning with mesenchymal stem cells? Curr Opin Organ Transplant. 18 (1), 24-33 (2013).
  35. Pratschke, S., et al. Results of the TOP Study: Prospectively Randomized Multicenter Trial of an Ex Vivo Tacrolimus Rinse Before Transplantation in EDC Livers. Transplant Direct. 2 (6), e76(2016).
  36. Pratschke, S., et al. Protocol TOP-Study (tacrolimus organ perfusion): a prospective randomized multicenter trial to reduce ischemia reperfusion injury in transplantation of marginal liver grafts with an ex vivo tacrolimus perfusion. Transplant Res. 2 (1), 3(2013).
  37. Nativ, N. I., et al. Elevated sensitivity of macrosteatotic hepatocytes to hypoxia/reoxygenation stress is reversed by a novel defatting protocol. Liver Transpl. 20 (8), 1000-1011 (2014).
  38. Lonze, B. E., et al. In vitro and ex vivo delivery of short hairpin RNAs for control of hepatitis C viral transcript expression. Arch Surg. 147 (4), 384-387 (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

136ex vivoNEVLP

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены