تقييم السلوكيات التركيبية الضوئية من خلال القياسات المتزامنة لانعكاس الأوراق وتحليلات الفلورة الكلوروفيل

Kaori Kohzuma

doi:10.3791/59838

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

Summary

نحن نصف نهج تقني جديد لدراسة الاستجابات التركيبية الضوئية في النباتات العليا التي تنطوي على قياسات متزامنة من الكلوروفيل الفلورة وانعكاس ورقة باستخدام PAM ومقياس إشعاعي طيفي للكشف عن إشارات من نفس منطقة الورق في أرابيدوبوبس.

Abstract

الكلوروفيل تحليل الفلورة يستخدم على نطاق واسع لقياس السلوكيات الضوئية في النباتات سليمة، وأدى إلى تطوير العديد من المعلمات التي تقيس بكفاءة التمثيل الضوئي. يوفر تحليل انعكاس الأوراق العديد من مؤشرات الغطاء النباتي في البيئة والزراعة، بما في ذلك مؤشر الانعكاس الكيميائي الضوئي (PRI)، الذي يمكن استخدامه كمؤشر لتبديد الطاقة الحرارية أثناء التمثيل الضوئي لأنه يرتبط بـ التبريد غير الكيميائي الضوئي (NPQ). ومع ذلك، بما أن NPQ معلمة مركبة، فإن التحقق من الصحة الخاص به مطلوب لفهم طبيعة المعلمة PRI. للحصول على الأدلة الفسيولوجية لتقييم المعلمة PRI، قمنا في وقت واحد بقياس الفلورة الكلوروفيل وانعكاس ورقة في دورة xanthophyll متحولة معيبة(npq1)والنباتات البرية من نوع أرابيدوبوبس. بالإضافة إلى ذلك، تم استخراج المعلمة qZ، التي تعكس على الأرجح دورة xanthophyll، من نتائج تحليل الفلورة الكلوروفيل عن طريق رصد حركية الاسترخاء من NPQ بعد إيقاف تشغيل الضوء. وقد أجريت هذه القياسات المتزامنة باستخدام مقياس فلورول الكلوروفيل المنوّج لسعة النبض ومقياس إشعاعي طيفي. تم وضع تحقيقات الألياف من كلا الصكين على مقربة من بعضها البعض للكشف عن إشارات من نفس موقف ورقة. وقد استُخدم مصدر ضوء خارجي لتنشيط التمثيل الضوئي، وتم توفير أضواء القياس والضوء المشبعة من أداة PAM. هذا النظام التجريبي مكننا من رصد PRI تعتمد على الضوء في مصنع سليمة وكشف أن التغيرات تعتمد على الضوء في PRI تختلف اختلافا كبيرا بين نوع البرية ومتحولة npq1. وعلاوة على ذلك، كانت PRI مرتبطة بقوة مع qZ، وهذا يعني أن qZ يعكس دورة xanthophyll. وقد أظهرت هذه القياسات مجتمعة أن القياس المتزامن لانعكاس الأوراق وفلورة الكلوروفيل هو نهج صالح لتقييم المعلمات.

Introduction

يستخدم انعكاس ورقة لاستشعار مؤشرات النباتات عن بعد التي تعكس التمثيل الضوئي أو الصفات في النباتات¹^،². مؤشر الغطاء النباتي الفرق تطبيع (NDVI)، الذي يستند إلى إشارات انعكاس الأشعة تحت الحمراء، هو واحد من مؤشرات النباتات الأكثر شهرة للكشف عن الخصائص ذات الصلة الكلوروفيل، ويستخدم في علم البيئة والعلوم الزراعية باعتبارها مؤشر الاستجابات البيئية في الأشجار أو المحاصيل³. وفي الدراسات الميدانية، وعلى الرغم من أن العديد من البارامترات (مثل مؤشر الكلوروفيل، ومؤشر المياه، وما إلى ذلك) قد وضعت واستخدمت، فإن عمليات التحقق المفصلة القليلة مما اكتشفته هذه البارامترات بصورة مباشرة (أو غير مباشرة) قد أجريت باستخدام المتحولين.

تحليل تعديل السعة النبضية (PAM) لفلورة الكلوروفيل هو طريقة فعالة لقياس ردود الفعل الضوئيةوالعمليات التي ينطوي عليها النظام الضوئي الثاني (PSII) 4. يمكن الكشف عن الفلورة الكلوروفيل مع كاميرا واستخدامهالفحص المسوخ التمثيل الضوئي 5. ومع ذلك، فإن الكشف عن الفلورة الكلوروفيل بالكاميرا يتطلب بروتوكولات معقدة مثل المعالجة المظلمة أو نبضات تشبع الضوء، والتي يصعب تنفيذها في الدراسات الميدانية.

يتم استهلاك ورقة الطاقة الشمسية الخفيفة استيعابها أساسا من قبل ردود الفعل الضوئية. وعلى النقيض من ذلك، فإن امتصاص الطاقة الخفيفة الزائدة يمكن أن يولد أنواع الأكسجين التفاعلية، مما يسبب ضررا للجزيئات الاصطناعية الضوئية. يجب تبديد الطاقة الخفيفة الزائدة مع الحرارة من خلال آليات التبريدغير الكيميائي (NPQ) 6. ويستمد مؤشر انعكاس الانعكاس الكيميائي الضوئي (PRI)، الذي يعكس التغيرات المعتمدة على الضوء في معلمات انعكاس الأوراق، من انعكاس ضيق النطاق عند 531 و570 نانومتر (الطول الموجي المرجعي)⁷و8. وتفيد التقارير أن يرتبط مع NPQ في تحليلالفلورة الكلوروفيل 9. ومع ذلك، بما أن NPQ هو معلمة مركبة تتضمن دورة xanthophyll، وتقاليد الدولة، وتثبيط الضوء، مطلوب التحقق من صحة مفصلة لفهم ما يقيس المعلمة PRI. لقد ركزنا على دورة xanthophyll، ونظام تبديد الحرارية التي تنطوي على إزالة الأكسدة من أصباغ xanthophyll (violaxanthin إلى antheraxanthin وzeaxanthin) ومكون رئيسي من NPQ لأن الارتباطات بين PRI وتحويل هذه وقد تم الإبلاغ عن أصباغ في الدراسات السابقة⁸.

تم عزل العديد من المتحولين المرتبطين بالتمثيل الضوئي وتحديدهويتهم في أرابيدوبسي. لا تتراكم متحولة npq1 زياكسانثين لأنه يحمل طفرة في فيولاإكسانثين دي epoxidase (VDE)، الذي يحفز تحويل violaxanthin إلى زياكسانثين¹⁰. لتحديد ما إذا كان PRI يكشف فقط عن التغيرات في أصباغ xanthophyll، ونحن في وقت واحد قياس PRI والكلوروفيل الفلورة في نفس منطقة ورقة في npq1 والبرية من نوع ثم تشريح NPQ في جداول زمنية متفاوتة من الاسترخاء الظلام لاستخراج المكون المتعلق بـ xanthophyll¹¹. وتوفر هذه القياسات المتزامنة تقنية قيِّمة في تخصيص مؤشرات الغطاء النباتي. وعلاوة على ذلك، وبما أن PRI ترتبط بالإنتاجية الأولية الإجمالية، فإن القدرة على تعيين PRI على وجه التحديد إلى عنصر واحد لها تطبيقات هامة في علم البيئة¹².

Protocol

1- زراعة النباتات العربية

نقع بذور الثاليانا أرابيدوبسي في الماء منزوع الأيونات المعقمة في أنبوب صغير، وحضانة لمدة 2 أيام في 4 درجة مئوية في الظلام.
ضع ما يقرب من أربعة من البذور المعالجة بالباردة على سطح التربة باستخدام الميكرومابيت. احتضان الأواني المزروعة في غرفة النمو مع ضوء 16 ساعة (120 ميكرومول الفوتونات م^-2 ق^-1)و 8 ح فترة مظلمة في 22 درجة مئوية و 20 درجة مئوية، على التوالي.
تنمو نبات واحد لكل وعاء عن طريق ترقق الشتلات الأخرى بعد الإنبات. إعداد ما لا يقل عن خمسة الأواني. احتضان النباتات في غرفة النمو لمدة 4 أسابيع إضافية. وتستخدم ثلاثة مصانع للتجارب.
استخدام أصغر، مفتوحة بالكامل ورقة ناضجة لقياسات التمثيل الضوئي.

2. إعداد مرحلة العينة، والأدوات الضوئية، ومصدر الضوء

ملاحظة: لهذا البروتوكول، تم استخدام مرحلة عينة مصممة خصيصًا لإصلاح الأوراق وتحقيقات الكشف (الشكل1).

إرفاق لوحة الصلب 10 سم² مع ثقب قطرها 1 سم على مرحلة عينة حسب الطلب. يمكن تغيير حجم حفرة في هذه اللوحة لاستيعاب عينات ورقة مختلفة أو أنواع النباتات. المرحلة لديها مقطع لإصلاح تحقيقات الكشف والضابط لضبط المسافة بين تحقيقات وعينة ورقة.
إعداد تحقيقات الألياف رقيقة لقياس الفلورة الكلوروفيل وانعكاس ورقة. سيتم وضع هذه المسبارات الألياف رقيقة عن كثب بحيث أنها قياس إشارات من نفس موقف ورقة.
ملاحظة: تم تكييف مقياس فلورول كلوروفيل بام ومقياس إشعاعي طيفي للكشف عن إشارة الكلوروفيل الفلورة وانعكاس الأوراق، على التوالي. كلا الصكين استخدام تحقيقات الألياف رقيقة مع أقطار 1 مم و 2 مم، على التوالي.
تناسب هذه تحقيقات اثنين بإحكام معا والتفاف لهم مع الشريط البلاستيك.
قم بقص المسبارات المسجلة على مرحلة العينة باستخدام حامل عدسة محورية (انظر الشكل1)، ووضعها عموديًا على سطح الورقة.
ملاحظة: مجال رؤية كابل الألياف البصرية في المقياس الإشعاعي الطيفي هو α = 25 درجة. في هذه الطريقة، المسافة بين نصائح التحقيق الألياف وسطح ورقة أقصر من 1 سم. ولذلك، فإن منطقة ورقة قياس تقريبا نفس تلك التي من الألياف.
إرفاق دليل ضوء biforked مصنوعة من الألياف الزجاجية إلى مصدر ضوء الهالوجين وتشعع مرحلة العينة من كلا الاتجاهين في زوايا من حوالي 45 درجة.
ملاحظة: يتم استخدام مصباح الهالوجين، الذي هو قريب من توزيع الطول الموجي لأشعة الشمس الطبيعية، كضوء actinic لتحفيز التمثيل الضوئي. تم تكييف مصدر ضوء الهالوجين مع مرشح الباردة المدمج في، الذي يزيل الأطوال الموجية الطويلة من الأشعة تحت الحمراء القريبة، لمنع الزيادات في درجة حرارة سطح ورقة (= 400 إلى 800 نانومتر).
ضبط مصدر الضوء بحيث يضيء الضوء بشكل موحد مرحلة العينة دون صب الظلال.

3 - إعداد قياسات متزامنة لانعكاس الأوراق وفلورة الكلوروفيل

ملاحظة: يتم تنفيذ كافة الخطوات في الغرفة المظلمة لتجنب الكشف عن الضوء غير الضوء الأكتينيك. وينبغي إيقاف تشغيل الضوء الأخضر الضعيف (مثل الضوء الأخضر السيلوفان) قبل القياسات الفعلية.

قياس المسافة بين عينة ورقة وتحقيقات على مرحلة العينة.
1. وضع ورقة اختبار على حامل ورقة من مرحلة العينة في الظلام. اضغط على ورقة ضد لوحة من الصلب على خشبة المسرح (مربع أسود في الشكل1).
2. تشغيل PAM وتشعع عينة ورقة مع ضوء قياس. يتم تأكيد قيم كثافة الفلورة الكلوروفيل باستخدام برنامج التحكم PAM (انظر جدولالمواد).
3. تحريك الضابط بحيث قياس كثافة الفلورة حوالي 100. قياس المسافة بين التحقيق وورقة. إصلاح الضابط، وتسجيل قيمة المسافة على الضابط.
4. أطفئ ضوء القياس قم بإزالة ورقة الاختبار.
قياس كثافة الإشعاع للضوء الأكتينيك
ملاحظة: لمراقبة السلوكيات التركيبية الضوئية المعتمدة على الضوء، يتم استخدام الضوء الأكتينيك من شدة متفاوتة لتشعيع عينة الأوراق.
1. تعيين متر الكم الخفيفة في الموقف حيث سيتم وضع ورقة عينة.
2. تشعيع الضوء من مصدر ضوء الهالوجين وقياس كثافة.
3. تحديد مواضع الطلب المصدر الضوءي التي تولد كثافات 30 و60 و120 و240 و480 ميكرومول فوتونات m^-2 s^-1.
  ملاحظة: تزرع نباتات أرابيدوبسي تحت 120 ميكرومول فوتونات م^-2 ثانية^-1؛ لذلك، يتم اختيار كثافة الإشعاع من الضوء الأكتينيك لتوفير مجموعة من الكثافات الصغيرة والكبيرة.
4. وضع علامة على كل كثافة الإشعاع على الطلب.
قياس معيار انعكاس.
ملاحظة: مطلوب معيار انعكاس لحساب نسبة انعكاس ورقة في كل كثافة الإشعاع.
1. ضع طبقًا أبيض كمعيار انعكاس في موضع عينة الأوراق.
2. قم بتشغيل مقياس إشعاعي طيفي. وتظهر إشارة الانعكاس بواسطة برنامج التحكم في المقياس الإشعاعي الطيفي. في هذا الوقت، لا توجد بيانات طيفية لأنه لا يوجد ضوء مشع.
3. قم بتشغيل مصباح الهالوجين للتشعيع باستخدام 480 ميكرومول فوتونات m^-2 s^-1،وهي أعلى كثافة اشعة في هذا الاختبار.
4. ضبط قوة الكشف عن مقياس الإشعاع لتجنب التشبع.
5. انعكاس طيفي قياسي بين 450-850 نانومتر على فترات 1 نانومتر تحت الإضاءة مع 30 و60 و120 و240 و480 ميكرومول فوتونات m^-2 s^-1.
  ملاحظة: يتم تصحيح إشارة كهربائية خط الأساس (التيار المظلم) وطرحها في كل قياس طيفي.

4 - القياسات المتزامنة لانعكاس الأوراق والكلوروفيل الفلورة، وحساب البارامترات التركيبية الضوئية

تعيين مصنع في موقف عينة ورقة.
1. نقل مصنع أرابيدوبس من غرفة نمت إلى الغرفة المظلمة التي تسيطر عليها مع نفس درجة الحرارة والرطوبة كما أن من غرفة النمو.
2. احتضان النبات لمدة 1 ساعة في الظلام في 22 درجة مئوية لتبديد الإلكترونات من مركز رد الفعل PSII والاسترخاء من التبريد غير الكيميائية الضوئية.
3. وضع النبات كله الظلام تكييفها على جاك مختبرتحت مرحلة العينة (الشكل 1).
4. إصلاح ورقة العينة إلى حامل ورقة بحيث سطح ورقة عمودي على تحقيقات الكشف.
قياس أقصى عائد الكم من PSII.
1. قم بتشغيل PAM وابدأ في تسجيل المنحنى. تسمى هذه القيمة 0.
2. تشغيل ضوء القياس، والانتظار ما يقرب من 30 s للمنحنى للرد. تسمى هذه القيمة F₀.
3. إعطاء نبض مشبعة من 4000 ميكرومول الفوتونات م^-2 ثانية^-1 ل0.8 ثانية من PAM.
4. الحصول على أعلى قيمة من ارتفاع في منحنى مع زيادة كثافة الفلورة. تسمى هذه القيمة F_M.
5. حساب أقصى عائد الكم من PSII في الظلام (F_V/ F_M)،باستخدام المعادلة التالية.
  F_V/ F_M = (F_M – F₀₎/ F_M
قياس السلوكيات التركيبية الضوئية في حالة ثابتة.
1. قم بتشغيل مصباح الهالوجين كمصدر للضوء الخارجي مع ضوء القياس بعد تسجيل F_M (انظر 4.2.4). أولاً، تشعيع عينة الأوراق بأضعف ضوء (30 ميكرومول فوتونات م^-2 ثانية^-1).
2. قم بتشغيل المقياس الإشعاعي الطيفي في نفس الوقت لمراقبة انعكاس الأوراق.
3. انتظر لمدة 20 دقيقة أو أكثر لرد الفعل الضوئي للوصول إلى حالة ثابتة في ظل ظروف الضوء. وتسمى شدة الفلورة من حالة ثابتة Fs.
4. توفير نبضة مشبعة على فترات من 1 دقيقة أثناء الإضاءة مع الضوء الأكتينيك. دعات ال [فلورسنس] قصوى قيمة يحقّق تحت ال ينبض ضوء [ف]_[م]′.
5. تسجيل البيانات من F_M′ في 20 دقيقة بعد تشغيل الضوء الأكتينيك.
6. خذ بيانات انعكاس الورق ة عن طريق متوسط 10 عمليات مسح في وقت تكامل محسّن، مع طرح حالي داكن.
حساب المعلمات الضوئية في حالة ثابتة.
1. حساب الغلة الكمية للكيمياء الضوئية PSII (Φ_PSII)،والتي يمكن تقديرها عن طريق الإشعاع مع النبضات المشبعة تحت الضوء الأكتينيك، وذلك باستخدام المعادلة التالية.
  Φ_PSII = (F_M′- F_S) / F_M′
2. تقدير تدفق الإلكترون الخطي (LEF) من مركز رد الفعل PSII على النحو التالي ⁴.
  LEF = شدة الإشعاع للضوء الأكتيني × Φ_PSII × 0.5 × 0.84
3. حساب NPQ، والتي يمكن التعبير عن تبديد الحرارية، وذلك باستخدام المعادلة التالية.
  [نبق] =([[ف] [م] - [ف]_[م]′) / [ف] _[م]′
  ملاحظة: يتم استهلاك الطاقة الخفيفة في المقام الأول عن طريق ردود الفعل التمثيل الضوئي. ومع ذلك، عندما تمتص النباتات طاقة خفيفة أكثر من الطاقة المستهلكة عن طريق التمثيل الضوئي، يتم حث آليات التبديد الحراري لتجنب الطاقة الزائدة.
4. وباستخدام البيانات الطيفية التي تم الحصول عليها باستخدام مقياس الإشعاع في ظل ظروف الضوء نفسه، احسب نسبة انعكاس الأوراق على النحو التالي.
  نسبة انعكاس =_{R ورقة} / R_{القياسية}
5. حساب PRI من 531 نانومتر و 570 نانومتر كما يلي. يتم استخراج هذين الطولين من نسبة الانعكاس.
  PRI =_{(R 531}-R₅₇₀₎/ (R₅₃₁+R₅₇₀)
  ملاحظة: R انعكاس.
قياس حركية الاسترخاء من التبريد غير الكيميائي الضوئي.
1. إيقاف الضوء الأكتينيك بعد الحصول على Fs وانعكاس ورقة.
2. مراقبة الفلورة الكلوروفيل من قبل PAM لمدة 10 دقيقة بعد إيقاف تشغيل الضوء.
3. توفير نبضة مشبعة على فترات من 1 دقيقة خلال الاسترخاء الظلام. وتسمى القيمة القصوى للفلورة الناجمة عن نبض التشبع تحت الظلام F_M′′′. الحصول على عشرة من F_M′′ في اختبار واحد.
4. حفظ البيانات من F_M′′ في 2 دقيقة و 10 دقيقة بعد إيقاف تشغيل الضوء الأكتينيك.
5. قم بتشغيل الضوء الأكتينيك على مجموعة إلى كثافة الإشعاع التالية، 60 ميكرو مول الفوتونات م^-2 ق^-1.
6. كرر التكيف الخفيف لمدة 20 دقيقة والاسترخاء المظلم لمدة 10 دقائق مع ضوء التشبع النابض على فترات 1 دقيقة. كرر جميع الخطوات والقياسات باستخدام التشعيع في 120، 240، و 480 ميكرو مول الفوتونات م^-2 ثانية^-1.
حساب المعلمات من التبريد غير الضوئية الكيميائية من حركية الاسترخاء.
ملاحظة: يتم تخفيف الحث تعتمد على الضوء من NPQ عن طريق إيقاف مصدر الضوء¹³. من الممكن تجزئة كل دالة NPQ عن طريق ضبط الجداول الزمنية للاسترخاء.
1. تقدير qE (التبريد تعتمد على الطاقة) كسر باستخدام F_M′′ بعد 2 دقيقة التكيف الظلام.
  [ف] = ([[ف]_[م2م]′′€ [ف] [م]′) / [ف]_[م]′
  ملاحظة: يتم عكس كسر qE بسرعة في غضون 1-2 دقيقة. ويشمل هذا الكسر أساسا protonation PsbS وجزء من تحويل xanthophyll، والتي تعتمد على ΔpH الناجمة عن الضوء عبر غشاء thylakoid¹³. كلاهما قابل للعكس على انهيار التدرج.
2. حساب qZ (زياكسانثين تعتمد على التبريد) كسر باستخدام F_M′′ بعد التكيف الظلام 10 دقيقة.
  [كز] = ([[ف]_[م10م]′′] [ف][م]′)/ [ف]_[م]′
  ملاحظة: حركية الاسترخاء من NPQ في حوالي 10 دقيقة بعد ضوء الأكتينيك قبالة يعكس دورة xanthophyll¹⁴. عكس معظم تحويل xanthophyll في جداول زمنية أطول من حوالي 10 دقيقة (qZ) لأن التحويل يتطلب VDE (violaxanthin de-epoxidase) رد فعل الأنزيمية. كما يتم تخفيف الكسر عن طريق انهيار ΔpH عبر غشاء thylakoid.
3. حساب qI (حالة مثبط ة ضوئية) كما يلي.
  qI = (F_M–F_M10m′′′) / F_M′
  ملاحظة: يعتبر أبطأ استرداد بين كسور NPQ أن يكون التلف الضوئي PSII (تشير إلى دوران D1). هذا الجزء من حالة مثبطة للضوء (qI)، والتي لا تسترد من قبل 10 دقيقة¹⁵.

النتائج

ويعرض الشكل 1 رسماً تخطيطياً للإعداد التجريبي لقياس الفلورة الكلوروفيل وانعكاس الأوراق في آن واحد. تم تعيين تحقيقات الألياف من PAM ومقياس الإشعاع الطيفي عموديا على سطح ورقة في حامل ورقة على مرحلة عينة حسب الطلب، واستخدمت مصباح الهالوجين للتشعيع الضوء الأ?...

Discussion

في هذه الدراسة، حصلنا على أدلة إضافية لإظهار أن PRI يمثل أصباغ xanthophyll عن طريق قياس الفلورة الكلوروفيل وانعكاس ورقة في وقت واحد.

تم تكييف ضوء الهالوجين، الذي يحتوي على أطوال موجية مشابهة لأشعة الشمس، للاستخدام كمصدر للضوء الأكتيني لتنشيط التمثيل الضوئي. استخدمنا في البداية م?...

Disclosures

وليس لدى صاحب البلاغ ما يكشف عنه.

Acknowledgements

ونحن ممتنون للدكتور كوكي هيكوساكا (جامعة توهوكو) على حفز المناقشات، والمساعدة في مجال العمل، وأدوات التجارب. وقد تم دعم العمل جزئيا من قبل KAKENHI [أرقام المنح 18K05592، 18J40098] ومؤسسة نايتو.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Halogen light source	OptoSigma	SHLA-150
Light quantum meter	LI-COR	LI-1000
PAM chlorophyll fluorometer	Walz	JUNIOR-PAM
PAM controliing software	Walz	WinControl-3.27
Reflectance standard	Labsphere, Inc.	SRT-99-050
Spectral radiometer	ADS Inc.	Field Spec3
Spectral radiometer controlling software	ADS Inc.	RS³

References

Xue, J., Su, B. Significant remote sensing vegetation indices: A review of developments and applications. Journal of Sensors. 1353691, (2017).
Cotrozzi, L., Townsend, P. A., Pellegrini, E., Nali, C., Couture, J. J. Reflectance spectroscopy: a novel approach to better understand and monitor the impact of air pollution on Mediterranean plants. Environmental Science and Pollution Research. 25 (9), 8249-8267 (2018).
Han, L., Yang, G., Yang, H., Xu, B., Li, Z., Yang, X. Clustering Field-Based Maize Phenotyping of Plant-Height Growth and Canopy Spectral Dynamics Using a UAV Remote-Sensing Approach. Frontiers in Plant Science. 9, 1638 (2018).
Baker, N. R. Chlorophyll Fluorescence: A Probe of Photosynthesis In. Vivo. Annual Review of Plant Biology. 59 (1), 89-113 (2008).
Cruz, J. A., et al. Dynamic Environmental Photosynthetic Imaging Reveals Emergent Phenotypes. Cell Systems. 2 (6), 365-377 (2016).
Ruban, A. V. Quantifying the efficiency of photoprotection. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 372 (1730), 20160393 (2017).
Gamon, J. A., et al. Remote sensing of the xanthophyll cycle and chlorophyll fluorescence in sunflower leaves and canopies. Oecologia. 85 (1), 1-7 (1990).
Gamon, J. A., Peñuelas, J., Field, C. B. A narrow-waveband spectral index that tracks diurnal changes in photosynthetic efficiency. Remote Sensing of Environment. 41 (1), 35-44 (1992).
Rahimzadeh-Bajgiran, P., Munehiro, M., Omasa, K. Relationships between the photochemical reflectance index (PRI) and chlorophyll fluorescence parameters and plant pigment indices at different leaf growth stages. Photosynthesis Research. 113 (1-3), 261-271 (2012).
Niyogi, K. K., Grossman, A. R., Björkman, O. Arabidopsis mutants define a central role for the xanthophyll cycle in the regulation of photosynthetic energy conversion. Plant Cell. 10 (7), 1121-1134 (1998).
Kohzuma, K., Hikosaka, K. Physiological validation of photochemical reflectance index (PRI) as a photosynthetic parameter using Arabidopsis thaliana mutants. Biochemical and Biophysical Research Communications. 498, 52-57 (2018).
Hikosaka, K., Noda, H. M. Modeling leaf CO2 assimilation and Photosystem II photochemistry from chlorophyll fluorescence and the photochemical reflectance index. Plant, Cell and Environment. 42 (2), 730-739 (2019).
Brooks, M. D., Sylak-Glassman, E. J., Fleming, G. R., Niyogi, K. K. A thioredoxin-like/β-propeller protein maintains the efficiency of light harvesting in Arabidopsis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (29), E2733-E2740 (2013).
Nilkens, M., et al. Identification of a slowly inducible zeaxanthin-dependent component of non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence generated under steady-state conditions in Arabidopsis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1797 (4), 466-475 (2010).
Davis, G. A., et al. Limitations to photosynthesis by proton motive force-induced photosystem II photodamage. Elife. 5, 16921 (2016).
Wong, C. Y. S., Gamon, J. A. The photochemical reflectance index provides an optical indicator of spring photosynthetic activation in evergreen conifers. New Phytologist. 206 (1), 196-208 (2015).
Miyake, C., Amako, K., Shiraishi, N., Sugimoto, T. Acclimation of Tobacco Leaves to High Light Intensity Drives the Plastoquinone Oxidation System—Relationship Among the Fraction of Open PSII Centers, Non-Photochemical Quenching of Chl Fluorescence and the Maximum Quantum Yield of PSII in the Dark. Plant and Cell Physiology. 50 (4), 730-743 (2009).
Munekage, Y., et al. Cyclic electron flow around photosystem I is essential for photosynthesis. Nature. 429 (6991), 579-582 (2004).
Tubuxin, B., Rahimzadeh-Bajgiran, P., Ginnan, Y., Hosoi, F., Omasa, K. Estimating chlorophyll content and photochemical yield of photosystem II (ΦPSII) using solar-induced chlorophyll fluorescence measurements at different growing stages of attached leaves. Journal of Experimental Botany. 66 (18), 5595-5603 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

150 PRI NPQ

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated:

Method Article