JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تقدم هذه المخطوطة بروتوكولاً للحث على التهاب الدماغ المناعي الذاتي التجريبي النشط (EAE) في الفئران. كما يتم تقديم طريقة لعزل وتوصيف الخلايا الليمفاوية المتسللة في الجهاز العصبي المركزي (CNS) لإظهار كيفية مشاركة الخلايا الليمفاوية في تطور مرض المناعة الذاتية للجهاز العصبي المركزي.

Abstract

التصلب المتعدد (MS) هو مرض المناعة الذاتية للجهاز العصبي المركزي (CNS) الناجم عن مزيج من العوامل البيئية والخلفية الوراثية المعرضة للخطر. التهاب الدماغ المناعي الذاتي التجريبي (EAE) هو نموذج مرض نموذجي من التصلب المتعدد يستخدم على نطاق واسع للتحقيق في التسبب في الأمراض التي تائية الخلايا الليمفاوية محددة لمستضدات المايلين بدء تفاعل التهابي في الجهاز العصبي المركزي. من المهم جدا لتقييم كيفية الخلايا الليمفاوية في الجهاز العصبي المركزي تنظيم تطور المرض. ومع ذلك ، فإن نهج قياس كمية ونوعية الخلايا الليمفاوية المخترقة في الجهاز العصبي المركزي محدودة للغاية بسبب الصعوبات في عزل واكتشاف الخلايا الليمفاوية المتسللة من الدماغ. تقدم هذه المخطوطة بروتوكولاً يفيد في عزل الخلايا اللمفاوية المخترقة من الجهاز العصبي المركزي وتحديدها وتوصيفها، وستكون مفيدة لفهمنا لكيفية مشاركة الخلايا اللمفاوية في تطوير مرض المناعة الذاتية التابع لل CNS.

Introduction

كما مرض مزمن إزالة الغموض من الجهاز العصبي المركزي, التصلب المتعدد يؤثر على حوالي 2.5 مليون شخص في جميع أنحاء العالم، ويفتقر إلى العلاجات العلاجية1. كما يعتبر مرض المناعة الذاتية, التي مستضد الميالين محددة T اللمفاويات بدء رد فعل التهابي ويؤدي إلى إزالة الغموض وإصابة محورية في الجهاز العصبي المركزي2. وقد استخدمت على نطاق واسع اختبارية المناعة الذاتية التهاب الدماغ (EAE) للتحقيق في الآليات المسببة للأمراض من مرض التصلب العصبي المتعدد كنموذج كلاسيكي لمرض المناعة الذاتية في الجهاز العصبي المركزي3. هناك طريقتان للحث EAE: واحدة هو حث EAE بنشاط عن طريق تحصين الحيوانات مع مكونات الميالين، وآخر هو نقل بالتبني عن طريق نقل الخلايا التائية الدماغية إلى مستقبلات2،4،5. وssceptibilities إلى EAE مختلفة في سلالات الحيوانات المختلفة6. في C57BL/6 الفئران، myelin oligodendrocyte الجليكوبروتين (MOG) 35-55 التحدي يدفع مرض أحادي الطور مع إزالة الغموض واسعة والتهاب في الجهاز العصبي المركزي، والذي يستخدم في كثير من الأحيان في التجارب مع الفئران الجينات المستهدفة7.

مطلوب توليد خلايا T التفاعلية الخاصة بالميلين لحدوث المرض وتطوره في EAE وهو علامة مناعية لكل من EAE وMS. الخلايا الليمفاوية التائية النشطة تلقائيًا عبر حاجز الدم في الدماغ (BBB) في الجهاز العصبي المركزي الصحي وبدء مرض EAE. عندما واجهت MOG 35-55 Ag, هذه الخلايا الليمفاوية T الحث التهاب وتجنيد الخلايا في الجهاز العصبي المركزي, مما أدى إلى إزالة الغموض وتدمير محور عصبي8,9. في نموذج EAE ، هناك أدلة وافرة على أن الخلايا CD4+ T الخاصة بـ neuroantigen يمكن أن تبدأ وتحافظ على التهاب الأعصاب وعلم الأمراض3،10. اعتمادا على السيتوكينات الرئيسية المنتجة، تم تصنيف CD4+ T الخلايا الليمفاوية في مجموعات فرعية مختلفة: Th1 (تتميز بإنتاج الإنترفيرون-γ)، Th2 (تتميز بإنتاج إنترلوكين 4)، و Th17 (تتميز بإنتاج إنترلوكين 17). ويعتقد أن تفعيل Th1 وTh17 الخلايا تسهم في الاستقراء والصيانة والتنظيم من إزالة الغموض الالتهابي في EAE وMS عن طريق إفراز المنشطات cytokines IFN-γ و IL-17، والتي هي قادرة على تفعيل الضامة وتجنيد العدلات للمواقع الالتهابية لتسريع الآفات11.

لأن الخلايا التائية T عبور BBB في الجهاز العصبي المركزي والحث على تطور المرض في مرض التصلب العصبي المتعدد وEAE، من المهم جدا لتحليل الخلايا التائية في الجهاز العصبي المركزي. ومع ذلك، هناك عدد قليل جدا من البروتوكولات المنشأة لعزل الخلايا الليمفاوية من الجهاز العصبي المركزي12. لذلك، تم تطوير طريقة محسنة لعزل الخلايا أحادية النوى من الدماغ وتحليل الخلايا الليمفاوية T مع علامات CD45، CD11b، CD3، CD4، INF-g، و IL-17 للمعالجة الخلية تدفق. تستخدم هذه الطريقة MOG35-55 adjuvant Mycobacterium Tuberculoss H37 Ra و Pertussis التكسين حل العمل (PTX) للحث على نموذج التمنيع النشط من EAE في الفئران. ثم يتم استخدام طرق الطرد المركزي للانفصال الميكانيكي والكثافة لعزل خلايا النوى الأحادية في الجهاز العصبي المركزي. وأخيراً، يتم استخدام استراتيجية جسور جسور للخلايا تدفق الأمثل لتحديد الخلايا الليمفاوية T و المجموعات الفرعية من الدماغ عن طريق تلطيخ علامات متعددة.

Protocol

وقد وافقت لجنة الحيوان التابعة لكلية العلوم الطبية الاساسية بجامعة شانغهاى جياو تونغ على جميع الاساليب الموصوفة هنا .

1- إعداد المواد

  1. استخدم تسلسل MEVGWYRSPFSRVVHLYRNGK MOG35-55 للحصول على الببتيد المنضب من المصادر التجارية. تأكد من أن نقاء الببتيد هو > 95٪. إعداد 10 ملغ / مل MOG حل المخزون في محلول الفوسفات المخزنة (PBS) وتخزينها في -20 درجة مئوية.
  2. إعداد 4 ملغ / مل حل المخزون من M. السل H37 رع عن طريق وضع واحد 100 ملغ أنبوب من مرض السل H37 رع في 25 مل من أكمل فرويند 'sDjuvant (CFA) والاختلاط. تخزين حل الأسهم في -20 درجة مئوية.
  3. إعداد 1 نانوغرام /μL Pertussis حل عمل التكسين (PTX) عن طريق إضافة 50 ميكروغرام من PTX إلى 50 مل من برنامج تلفزيوني. تخزين حل العمل في -20 درجة مئوية.
  4. تخزين جميع الأجسام المضادة (أي، FITC المضادة للماوس CD3، PE/Cy7 المضادة للماوس CD4، PerCP/Cy5.5 المضادة للماوس CD11b، اليكسا Fluor700 المضادة للماوس CD45.2، PE المضادة للماوس IL-17A، وAPC المضادة للماوس IFN-γ) في 4 درجة مئوية.
  5. جعل تدفق الخلايا التلطين (FCS) العازلة عن طريق إضافة 2 mM اثيلين ديامين حمض رباعية (EDTA) و 1٪ مصل الأبقار الجنين (FBS) إلى 500 مل من برنامج تلفزيوني.

2- إسكان فئران C57BL/6

  1. استخدام الفئران C57BL/6 الإناث في 8-12 أسابيع من العمر.
  2. فئران C57BL/6J المتأقلمة لمدة 7 أيام على الأقل قبل الحقن.
  3. فئران المنزل في منشأة حيوانية في ظل ظروف خالية من مسببات الأمراض في درجة حرارة ثابتة والرطوبة في دورة 12 ساعة خفيفة / داكنة وتوفر حرية الوصول إلى الماء والغذاء بيليه القياسية.

3- تحصين فئران C57BL/6

  1. اترك جميع حلول الأسهم لمدة 15 دقيقة في درجة حرارة الغرفة (RT) لضمان الإماهة الكاملة.
  2. تمييع 300 ميكرولتر من MOG-ببتيد حل الأسهم مع 700 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني لإعداد 3 ملغ / مل حل العمل.
  3. وضع 1 مل من M. السل H37 حل الأسهم رع و 1 مل من MOG35-55 الببتيدات حل العمل في الحقن 10 مل منفصلة, ثم استخدام الديك وقف رباعية للاستفادة من 10 دقيقة على الأقل. ضمان مستحلب كامل قبل الحقن.
  4. تخدير الفئران في ذروة EAE مع حقن داخل الرحم من 1٪ بينتوباربيتال الصوديوم (50 ملغ / كجم).
  5. مع حقنة 1 مل، حقن الفئران تحت الجلد مع 100 ميكرولتر من مستحلب MOG 35-55/CFA (300 ميكروغرام/200 ميكرولتر) في موقعين، وكلاهما في الجزء الخلفي بالقرب من الرقبة. حقن تحت الجلد الفئران التحكم مع 200 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني.
  6. في نفس اليوم (اليوم 0) وفي اليوم 2 بعد التحصين (PI)، Intraperitoneally حقن الفئران مع 200 ميكرولتر من 1 نانوغرام /ميكرولتر PTX حل العمل. Intraperitoneally حقن الفئران التحكم مع 200 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني.
  7. نقل الفئران إلى قفص وطنهم مع وسادة الاحترار.
  8. فحص و تصنيف جميع الفئران كل يوم بعد الحقن بطريقة عمياء للعلامات العصبية الموضحة في الجدول 1 1111,13. القتل الرحيم الحيوانات إذا كانت الدرجات أسوأ من الصف 4.
  9. سجل التغيرات في الوزن خلال دورة المرض. هذا هو مقياس إضافي قيمة لنشاط المرض في EAE نموذج11،13.
  10. إضافة اليوم الأول من علامات سريرية للفئران الفردية وتقسيمها على عدد الفئران في المجموعة; والنتيجة هي البداية. إضافة اليوم الأول من درجة EAE القصوى للماوس الفردية والقسمة على عدد الفئران في المجموعة؛ والنتيجة هي الذروة.

4. إعداد تعليق وحيد الخلية من الدماغ

  1. تخفيف كثافة التدرج المتوسط في نسبة 9:1 مع برنامج تلفزيوني في أنبوب مخروطي 15 مل لتسفر عن حل نهائي 100٪.
  2. تخدير الفئران في ذروة EAE مع حقن داخل الصفاق من 1٪ بينتوباربيتال الصوديوم (50 ملغ / كجم) و perfuse intracardially مع 20 مل من الجليد الباردة العقيمة PBS. تحقيق هذا عن طريق حقن ببطء وباطراد برنامج تلفزيوني في البطين الأيسر للقلب باستخدام حقنة 20 مل وفتح الأذين الأيمن.
  3. قطع الجمجمة بعناية من الأنف إلى الرقبة، ثم إزالة الدماغ من مربع الجمجمة إلى 10 مل من دورة في الدقيقة في أنابيب مخروطية 50 مل. تخلط جيدا لإزالة خلايا الدم الحمراء الملتزم بها. ثم إزالة المتوسطة عن طريق الطموح وإضافة 10 مل من RPMI.
  4. وضع العقل والمتوسطة في طبق 100 مم. ختم ناعما مع شفرة حلاقة.
  5. نقل 6 مل من الطبق إلى الجليد الباردة 7 مل المجانسة الزجاج الملتكز مع ماصة نظيفة. تجنب ترك كميات كبيرة من الأنسجة في الماصات. كمية صغيرة لا مفر منها.
  6. طحن الدماغ باستخدام "فضفاضة" المكبس من الآفات الأولى، ثم استخدام "ضيق" المكبس حتى تعليق متجانسة، وتصب في أنبوب مخروطي 15 مل والاحتفاظ بها على الجليد.
  7. بعد أن يتم تجانس كافة العينات، قم بتقدير وحدة التخزين. اضبط مستوى الصوت باستخدام RPMI إلى 7 مل. ثم ضع 3 مل من الجليد الباردة 100٪ مصفوفة غشاء الطابق السفلي في أنبوب مركزي مخروطي 15 مل مخروطية المبردة وإضافة 7 مل من تجانس الدماغ لتسفر عن 30٪ كثافة النهائي الانحدار المتوسطة. مزيج من قبل عكس بضع مرات. لا دوامة.
  8. لضمان واجهة حادة، بعناية وببطء إضافة 1 مل من 70٪ تحت كثافة المتوسطة في دورة في الدقيقة مع ماصة 3 مل.
  9. جهاز طرد مركزي عند 800 x ز فقط 20 دقيقة عند 4 درجة مئوية. تعيين التسارع إلى 1 والتباطؤ إلى 0. بعد الطرد المركزي، والتعرق تقريبا كل من المرحلة العليا، مع الحرص على إزالة تماما myelin في الجزء العلوي (الشكل 1).
  10. قم بإزالة الواجهة إلى أنبوب جديد من أجهزة الطرد المركزي 15. اضبط مستوى الصوت إلى 10 مل مع RPMI.
  11. جهاز طرد مركزي في 500 × ز لمدة 10 دقيقة. بعد الطرد المركزي، استلهموا المغرور. Resuspend بيليه في ~ 200 ميكرولتر من تدفق التلطخ cytometry (FSC) العازلة. الكريات ثم جاهزة لطخة لFACS.

5. تدفق تحليل القياس للخلايا المفردة من الدماغ

  1. استخدم مقياس الدم والمجهر لحساب الخلايا. إضافة 10 ميكرولتر من الخلايا إلى 10 ميكرولتر من الأزرق trypan، مزيج جيدا، ووضع 10 ميكرولتر على مقياس الهيموسيتلت لحساب الخلايا. ثم حساب عدد الخلايا الحية لكل ميكرولتر تحت مجهر مقلوب (على سبيل المثال، مجهر أوليمبوس المقلوب).
  2. Aliquot تقريبا 2 × 106 من الخلايا في RPMI في بئر واحد من 96 بئر.
  3. إضافة 500x كوكتيل تحفيز الخلايا بالإضافة إلى مثبطات نقل البروتين إلى الآبار.
  4. احتضان لوحة في الحاضنة في 37 درجة مئوية لمدة 4 ساعات.
  5. الطرد المركزي الخلايا في 400 × ز لمدة 5 دقائق في RT. تجاهل فائقة وإعادة تعليق الخلايا في 100 μL من FCS العازلة.
  6. Preincubate الخلايا مع المضادة للماوس CD16/CD32 FC كتلة (1:33) لمدة 10 دقائق في 4 درجة مئوية قبل تلطيخ لمنع التفاعلات غير محددة Fc بوساطة.
  7. علامات سطح الخلية وصمة عار دون غسل. إضافة مضادة للماوس CD45.2 (1:200) ، المضادة للماوس CD11b (1:200) ، المضادة للماوس CD3 (1:200) ، ومكافحة الماوس CD4 (1:200) المضادة الأجسام المضادة.
    ملاحظة: لتحديد البوابات الإيجابية والسلبية، يجب أن تكون ملطّخة الفلوريسنس ناقص واحد (FMO) لكل لون و أي جسم مضاد تحكم isotype.
  8. احتضان لوحة لمدة 30 دقيقة على الأقل في 4 درجة مئوية أو على الجليد. حماية من الضوء.
  9. اغسل الخلايا عن طريق إضافة المخزن المؤقت FCS. استخدام 200 μL / جيدا للوحات microtiter. الطرد المركزي في 400 × ز لمدة 5 دقائق في RT. تخلص من فائقة.
  10. أضف 200 ميكرولتر من حاجز التثبيت داخل الخلايا (IC) إلى كل بئر لإصلاح الخلايا. تأكد من أن الخلايا يتم إعادة تعليقها بالكامل في الحل.
  11. احتضان 30-60 دقيقة في RT. حماية من الضوء.
  12. الطرد المركزي العينات في 400 س ز في RT لمدة 5 دقائق. تجاهل المُندفع.
  13. إضافة 200 ميكرولتر من 1x عازلة permeabilization لكل بئر والطرد المركزي العينات في 400 × ز في RT لمدة 5 دقائق. تجاهل المُندفع.
  14. إعادة بناء بيليه في حجم المتبقية وضبط حجم لحوالي 100 μL مع 1x عازلة permeabilization.
  15. إضافة المضادة للماوس IL-17A (1:200) ومكافحة الماوس IFN ز (1:200) الأجسام المضادة للكشف عن مستضدات داخل الخلايا إلى الخلايا.
  16. احتضان لمدة 30 دقيقة على الأقل عند 4 درجة مئوية. حماية من الضوء.
  17. إضافة 100 ميكرولتر من 1x عازلة permeabilization لكل بئر والطرد المركزي العينات في 400 × ز في RT لمدة 5 دقائق. تجاهل المُندفع.
  18. Resuspend الخلايا الملطخة في 100 ميكرولتر من تدفق الخلايا التلطخ العازلة.
  19. تحليل بواسطة تدفق عملية استئصال الدراجات.
    ملاحظة: يتم ضبط إعدادات الليزر والتعويض على مقياس التدفق، ويتم وضع العينات على مقياس السيتا، ويتم تسجيل جميع الأحداث وفقًا لتوصيات الشركة المصنعة.

6 - تحليل البيانات

  1. النافردات بوابة باستخدام FSC-A مقابل FSC-H وSSC-A مقابل SSC-H.
  2. بوابة الخلايا الحية باستخدام FSC-A وSSC-A على أساس الحجم.
  3. بعد ذلك ، حدد الكريات البيض ، باستثناء أحاديات البيض ، عن طريق ال gating على CD45+ CD11b- الخلايا.
  4. ثم، تحديد الخلايا الليمفاوية CD4 T عن طريق الغاء على خلايا CD3 + CD4+ .
  5. وأخيرا، تحديد المجموعات الفرعية Th1 و Th17 عن طريق الغاء على خلايا IFN-γ + والخلايا IL-17 + بشكل منفصل، وتحديد المجموعات السكانية الإيجابية والسلبية باستخدام عناصر تحكم isotype و FMO.

النتائج

بعد تطعيم فئران C57BL/6، تم وزن جميع الفئران وفحصها وتدّينها يوميًا بحثًا عن العلامات العصبية. وينبغي أن يؤدي الدورة السريرية ممثل EAE في منحنى المرض كما هو معروض في الشكل 2A وتغيير وزن الجسم في الماوس كما هو معروض في الشكل 2B. C57BL/6 الفئران المحصنة مع MOG35-55 بدأت عاد?...

Discussion

تقدم هذه الدراسة بروتوكولًا للحث على EAE ومراقبته باستخدام MOG35-55 في فئران C57BL/6 ، والتي تعتبر نموذجًا تجريبيًا نموذجيًا لحيوانات الـ MS. EAE يمكن أن يسببه اختلاف سلالات الفئران أو نوع البروتين المستخدم للحث وفقًا لغرض الدراسة. على سبيل المثال، يمكن استخدام PLP139-151 الببتيد في الفئران SJL الحث على د?...

Disclosures

ولا يوجد لدى أصحاب البلاغ أي تضارب في المصالح ليعلنوا عنه.

Acknowledgements

وقد تم دعم هذا البحث من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين منحة (31570921 إلى ZJ، 81571533 إلى LS)، لجنة شنغهاي البلدية للصحة، وتنظيم الأسرة (201540206 إلى ZJ)، Ruijin مستشفى الشمال منحة البحوث (2017ZX01 إلى ZJ).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Alexa Fluor700 anti-mouse CD45.2eBioscience56-0454-82
Anti-Mouse CD16/CD32 Fc blockBioLegend101302
APC anti-mouse IFN-geBioscience17-7311-82
BD LSRFortessa X-20BD
Dounce homogenizerWheaton353107542
eBioscience Cell Stimulation Cocktail (plus protein transport inhibitors) (500X)eBioscience00-4975-03
eBioscience Intracellular Fixation & Permeabilization Buffer SeteBioscience88-8824-00
FITC anti-mouse CD3BioLegend100203
FITC Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl AntibodyBioLegend400605
Freund's Adjuvant Complete (CFA)Sigma-AldrichF5881
Mouse IgG2a kappa Isotype Control (eBM2a), Alexa Fluor 700, eBioscienceeBioscience56-4724-80
Mycobacterium tuberculosis H37 RaDifco Laboratories231141
PE anti-mouse IL-17AeBioscience12-7177-81
PE/Cy7 anti-mouse CD4BioLegend100422
PE/Cy7 Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl AntibodyBioLegend400617
PercollGE17-0891-01
PerCP/Cy5.5 anti-mouse CD11bBioLegend101228
PerCP/Cy5.5 Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl AntibodyBioLegend400631
pertussis toxin (PTX)Sigma-AldrichP-2980
Rat IgG1 kappa Isotype Control (eBRG1), APC, eBioscienceeBioscience17-4301-82
Rat IgG2a kappa Isotype Control (eBR2a), PE, eBioscienceeBioscience12-4321-80
Rat MOG35–55 peptidesBiosynth InternationalMEVGWYRSPFSRVVHLYRNGK

References

  1. Milo, R., Kahana, E. Multiple sclerosis: geoepidemiology, genetics and the environment. Autoimmunity Reviews. 9, 387-394 (2010).
  2. Gold, R., Linington, C., Lassmann, H. Understanding pathogenesis and therapy of multiple sclerosis via animal models: 70 years of merits and culprits in experimental autoimmune encephalomyelitis research. Brain : A Journal of Neurology. 129, 1953-1971 (2006).
  3. Simmons, S. B., Pierson, E. R., Lee, S. Y., Goverman, J. M. Modeling the heterogeneity of multiple sclerosis in animals. Trends in Immunology. 34 (8), 410-422 (2013).
  4. Lassmann, H., Wisniewski, H. M. Chronic relapsing experimental allergic encephalomyelitis: clinicopathological comparison with multiple sclerosis. Archives of Neurology. 36, 490-497 (1979).
  5. Bernard, C. C., Leydon, J., Mackay, I. R. T cell necessity in the pathogenesis of experimental autoimmune encephalomyelitis in mice. European Journal of Immunology. 6, 655-660 (1976).
  6. Yasuda, T., Tsumita, T., Nagai, Y., Mitsuzawa, E., Ohtani, S. Experimental allergic encephalomyelitis (EAE) in mice. I. Induction of EAE with mouse spinal cord homogenate and myelin basic protein. Japanese Journal of Experimental Medicine. 45, 423-427 (1975).
  7. Mendel, I., Kerlero de Rosbo, N., Ben-Nun, A. A myelin oligodendrocyte glycoprotein peptide induces typical chronic experimental autoimmune encephalomyelitis in H-2b mice: fine specificity and T cell receptor V beta expression of encephalitogenic T cells. European Journal of Immunology. 25, 1951-1959 (1995).
  8. Bramow, S., et al. Demyelination versus remyelination in progressive multiple sclerosis. Brain. 133, 2983-2998 (2010).
  9. Sospedra, M., Martin, R. Immunology of multiple sclerosis. Annual Reviews in Immunology. 23, 683-747 (2005).
  10. McGinley, A. M., Edwards, S. C., Raverdeau, M., Mills, K. H. G. Th17 cells, gammadelta T cells and their interplay in EAE and multiple sclerosis. Journal of Autoimmunity. 20 (14), 3394 (2018).
  11. Ji, Z., et al. Thiamine deficiency promotes T cell infiltration in experimental autoimmune encephalomyelitis: the involvement of CCL2. Journal of Immunology. 193, 2157-2167 (2014).
  12. Manglani, M., Gossa, S., McGavern, D. B. Leukocyte Isolation from Brain, Spinal Cord, and Meninges for Flow Cytometric Analysis. Current Protocols in Immunology. 121, 44 (2018).
  13. Ji, Z., et al. Obesity promotes EAE through IL-6 and MCP-1-mediated T cells infiltration. Frontiers in Immunology. 10, 1881 (2019).
  14. Reiseter, B. S., Miller, G. T., Happ, M. P., Kasaian, M. T. Treatment of murine experimental autoimmune encephalomyelitis with a myelin basic protein peptide analog alters the cellular composition of leukocytes infiltrating the cerebrospinal fluid. Journal of Neuroimmunology. 91, 156-170 (1998).
  15. Bittner, S., Afzali, A. M., Wiendl, H., Meuth, S. G. Myelin oligodendrocyte glycoprotein (MOG35-55) induced experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in C57BL/6 mice. Journal of Visualized Experiments. (86), e51275 (2014).
  16. Miller, S. D., Karpus, W. J. Experimental autoimmune encephalomyelitis in the mouse. Current Protocols in Immunology. , 11 (2007).
  17. Tietz, S. M., Engelhardt, B. Visualizing Impairment of the Endothelial and Glial Barriers of the Neurovascular Unit during Experimental Autoimmune Encephalomyelitis In Vivo. Journal of Visualized Experiments. (145), e59249 (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

165 EAE CNS T

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved