Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

والهدف من هذه التقنية هو تصور الجسم الحي السابق لشبكات الشرايين الرئوية للفئران المبكرة بعد الولادة والفئران البالغة من خلال تضخم الرئة وحقن مركب قائم على البوليمرات غير الشفافة لاسلكيًا عبر الشريان الرئوي. كما تناقش التطبيقات المحتملة للأنسجة المصبوبة.

Abstract

تشكل الأوعية الدموية شبكات معقدة في الفضاء ثلاثي الأبعاد. وبالتالي، من الصعب أن نقدر بصريا كيف تتفاعل الشبكات الوعائية والتصرف من خلال مراقبة سطح الأنسجة. توفر هذه الطريقة وسيلة لتصور بنية الأوعية الدموية ثلاثية الأبعاد المعقدة للرئة.

لتحقيق ذلك، يتم إدخال قسطرة في الشريان الرئوي ويتم في وقت واحد مسح الأوعية الدموية من الدم ومتوسع كيميائيا للحد من المقاومة. ثم يتم تضخيم الرئتين من خلال القصبة الهوائية في ضغط قياسي ويتم غرس مركب البوليمر في سرير الأوعية الدموية بمعدل تدفق قياسي. بمجرد ملء الشبكة الشريانية بأكملها والسماح للعلاج ، يمكن تصور الأوعية الدموية الرئة مباشرة أو صورة على ماسح ضوئي ميكرو CT (μCT).

عند تنفيذها بنجاح، يمكن للمرء أن نقدر شبكة الشرايين الرئوية في الفئران تتراوح بين أوائل سن ما بعد الولادة للبالغين. بالإضافة إلى ذلك، في حين أظهرت في السرير الشرياني الرئوي، يمكن تطبيق هذه الطريقة على أي سرير الأوعية الدموية مع وضع القسطرة الأمثل ونقاط النهاية.

Introduction

التركيز من هذه التقنية هو تصور بنية الشرايين الرئوية باستخدام مركب البوليمر القائم في الفئران. في حين تم تنفيذ أعمال واسعة النطاق على الأسرة الأوعية الدموية الجهازية مثل الدماغ والقلب والكلى1،2،3،4،5، تتوفر معلومات أقل فيما يتعلق بإعداد وملء شبكة الشرايين الرئوية. الهدف من هذه الدراسة، لذلك، هو التوسع في العمل السابق6،,7،,8 وتقديم مرجع مفصل مكتوب وبصري يمكن للمحققين متابعته بسهولة لإنتاج صور عالية الدقة لشجرة الشرايين الرئوية.

في حين توجد العديد من الطرق لوضع العلامات وتصوير الأوعية الدموية الرئة, مثل التصوير بالرنين المغناطيسي, صدى القلب, أو CT angiography9,10, العديد من هذه الطرائق تفشل في ملء و / أو التقاط الأوعية الصغيرة بشكل كاف, الحد من نطاق ما يمكن دراسته. توفر أساليب مثل اقسام المسلسل وإعادة الاعمار دقة عالية ولكن الوقت / العمالة الكثيفة11،12،13. سلامة الأنسجة اللينة المحيطة للخطر في صب التآكل التقليدية10،13،14،15،16. حتى عمر الحيوان وحجمه يصبحان عاملين عند محاولة إدخال قسطرة أو عدم وجود القرار. تقنية حقن البوليمر، من ناحية أخرى، يملأ الشرايين إلى مستوى الشعيرات الدموية وعندما يقترن μCT، ويسمح لقرار لا مثيل لها5. وقد تم بنجاح إلقاء عينات من الرئتين الماوس لا تتجاوز سن 14 يوم بعد الولادةومعالجتها في غضون ساعات. ويمكن إعادة النظر في هذه إلى أجل غير مسمى، أو حتى إرسالها لإعداد الأنسجة النسيجية / المجهر الإلكتروني (EM) دون المساس الأنسجة الرخوة الموجودة17. القيود الرئيسية لهذا الأسلوب هي التكلفة مقدما من معدات / برامج CT، والتحديات مع مراقبة بدقة الضغط داخل الأوعية الدموية، وعدم القدرة على الحصول على البيانات طوليا في نفس الحيوان.

هذه الورقة يبني على العمل القائم لتحسين تقنية حقن الشريان الرئوي ودفع العمر / حجم الحدود ذات الصلة وصولا الى اليوم بعد الولادة 1 (P1) لتحقيق نتائج مذهلة. وهو مفيد للغاية للفرق التي ترغب في دراسة شبكات الأوعية الدموية الشريانية. وبناءً على ذلك، فإننا نقدم إرشادات جديدة لوضع القسطرة/تثبيتها، وزيادة التحكم في معدل التعبئة/الحجم، وتسليط الضوء على المزالق البارزة لزيادة نجاح الصب. ثم يمكن استخدام اللقيم الناتجة عن ذلك في التوصيف والتحليل المورفولوجي في المستقبل. ولعل الأهم من ذلك، أن هذا هو أول مظاهرة بصرية، على حد علمنا، التي تسير في المستخدم من خلال هذا الإجراء المعقد.

Protocol

وقد تمت الموافقة على جميع الأساليب المذكورة هنا من قبل لجنة رعاية الحيوان واستخدامه (ACUC) من المعهد الوطني للرئة القلب والدم.

1- الإعداد

  1. حقن intraperitoneally الماوس مع الهيبارين (1 وحدة / ز وزن الجسم الماوس) والسماح لها ambulate لمدة 2 دقيقة.
  2. القتل الرحيم الحيوان في غرفة CO2.
  3. ترتيب الماوس في موقف supine على لوحة جراحية وتأمين جميع الأطراف الأربعة إلى المجلس مع الشريط. استخدام التكبير لتشريح غرامة.

2. تعريض الرئتين والقصبة الهوائية

  1. رش الجانب البطني من الماوس مع الإيثانول 70٪ لتقليل تداخل الشعر.
  2. فهم جلد البطن مع ملقط وجعل شق صغير مع مقص في المنطقة السرّية. حرك نصائح المقص إلى الطبقة الفاتية بين عضلات البطن والجلد والبدء في فصل الطبقتين. العمل على نحو مُجَرّد، وإزالة الجلد من البطن، والقفص الصدري، والرقبة.
  3. افتح عضلات البطن بمقص وقطع بشكل جانبي على كلا الجانبين حتى يتعرض الحجاب الحاجز.
  4. فهم بلطف عملية xiphoid ورفع قليلا القفص الصدري تعظيم وجهة نظر الرئتين السد من خلال الحجاب الحاجز رقيقة وشبه شفافة. بعناية إجراء شق صغير في الحجاب الحاجز فقط تحت عملية xiphoid. ستنهار الرئة وتتراجع عن الحجاب الحاجز. تشريح الحجاب الحاجز بعيدا عن القفص الصدري، مع الحرص على عدم parenchyma الرئة.
  5. تحديد مكان وقطع الكافا السفلية (IVC) والمريء حيث تمر من خلال الحجاب الحاجز. استخدم الشاش لتنظيف أي دم متجمع في تجويف الصدر، وتجنب ملامسة الرئتين.
  6. فهم xiphoid مرة أخرى ورفع بلطف. قطع القفص الصدري ثنائيا (تقريبا في خط منتصف الساكس) تجنب الاتصال مع الرئتين. إزالة القفص الصدري الأمامي تماما، مما يجعل قطع النهائي على طول زاوية القصية قبل مانوبيوم.
  7. باستخدام حقنة مملوءة مسبقا، الرطب بتحرر الرئتين مع المالحة الفوسفات المخزنة (PBS، 7.4 pH) لمنع الجفاف. متابعة هذا الروتين خلال الإجراء.
  8. باستخدام ملقط، فهم مانوبيوم ورفع بلطف بعيدا عن الجسم. باستخدام مقص، وقطع 1-2 ملم الجانبي إلى مانوبيوم، وقطع الترقوة، وإزالة. هذا سيكشف الغدة الصعترية تحتها
  9. فهم كل فص من الغدة الصعترية، وسحب بعيدا، وإزالة. كرر هذا الإجراء مع الغدة دون المهاوية. وأخيراً، قم بإزالة الأنسجة العضلية التي تتراكب على القصبة الهوائية.
    ملاحظة: بعد تشريح, القلب, الشريان الأورطي التصاعدي (AA), جذع الشريان الرئوي (بات), وينبغي أن تكون الرغامية مرئية. ضمان فروع الشرايين الأولية قبالة الجذع لا تنقسم أو المصابين.

3. السلطة الفلسطينية القسطرة وضخ الدم

  1. لتجميع الوحدة 1، خيط 15 سم من أنابيب PE-10 على محور إبرة 30 G وإرفاقها بحقنة 1 مل مملوءة مسبقاً بـ 10-4 M نيتروسروسسايد صوديوم (SNP) في PBS. رئيس الأنابيب عن طريق النهوض المكبس حتى يتم تطهير كل الهواء من هذه الوحدة ( الشكل 1).
    تنبيه: SNP سام إذا ابتلع. تجنب ملامسة الجلد والعينين. غسل الجلد جيدا بعد المناولة. ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة.
    1. بدلا من ذلك، تجميع وحدة 2. بالنسبة للفئران بعد الولادة اليوم 7 (P7) والأصغر سنا، واستخدام الهيموستات لفصل إضافية 30 غ إبرة من محورها والخيط الإبرة على الطرف المفتوح من أنابيب الوحدة 1(الشكل 1).
  2. بدلاً من إبرة، استخدم ملقطًا حادًا منحنيًا لفهم أحد طرفي طول 10 سم من 7-0 حرير. اختراق قمة القلب دخول من جانب واحد وتمرير نصائح من ملقط من خلال العضلات والخروج من الجانب الآخر. فهم الحرير مع مجموعة أخرى من ملقط وسحب ما يقرب من 2 سم من خلال طول وربطة عنق قبالة. اتخاذ ما تبقى من نهاية 8 سم من خياطة، التجاذبات القلب caudally، وشريط نهاية المجلس الجراحي.
    ملاحظة: هذا سيخلق التوتر، وزيادة تعريض الأوعية العظيمة وربط القلب في مكان، مما يسمح لوضع أسهل من القسطرة في الشريان الرئوي.
  3. ربط نصائح من ملقط منحني تحت كل من AA وبات. سحب طول 3 سم من الحرير 7-0 مرة أخرى من خلال فتح وخلق خياطة فضفاضة رمية واحدة.
  4. باستخدام مقص جعل شق 1-2 ملم نحو قمة القلب، واختراق البطين الأيمن رقيقة الجدران (RV)، للسماح لإدراج القسطرة (الوحدة 1). قبل الإدراج، تأكد من عدم وجود هواء في النظام. أدخل الأنابيب المُجهزة في البطين الأيمن وتقدم بلطف إلى بات الرقيق شبه الشفاف.
    1. تحقق بصرياً من أن القسطرة لم تتقدم إلى أي من الفروع الرئوية اليسرى أو اليمنى ولا تُثبِت نقطة الشريان الرئوي الفرعية. باستخدام الشريط، وتأمين الجزء من أنابيب إلى المجلس الجراحي.
      ملاحظة: لتحديد RV، استخدم ملقط لقرص الجانب الأيمن من القلب. على عكس البطين الأيسر، وينبغي أن يتم بسهولة استيعاب الجدار الحر رقيقة نسبيا من RV.
    2. بالنسبة للفئران الأصغر من P7 ، قم بإرفاق الوحدة 2 بمترجم دقيق وإدخال نهاية الإبرة للوحدة في بات كما هو موضح أعلاه باستخدام المتلاعب.
  5. تشديد بلطف خياطة فضفاضة حول كل من السفن كبيرة وقطع طول 8 سم من خياطة التي تم إنشاؤها في الخطوة 3.2 لإعادة القلب إلى وضعية الراحة الطبيعية. القسطرة الآن مؤمنة بقوة داخل بات.
  6. قص auricle الأيسر من القلب للسماح perfusate للخروج من النظام.
  7. آمنة SNP التي تحتوي على حقنة (وحدة 1 أو وحدة 2، حجم تعتمد) في مضخة الحقنة و perfuse الحل بمعدل 0.05 مل / دقيقة لطرد الدم وتمدد الأوعية الدموية إلى أقصى حد. سوف يخرج الدم / perfusate عن طريق auricle قص. استمر في التسريب حتى يتم اضحة perfusate (~ 200 ميكرولتر في فأرة الكبار، أقل للحيوانات الأصغر سنا).
    ملاحظة: عند الضخ اللزوجة المنخفضة PBS/SNP، تم استخدام معدل ضخ أعلى نسبيًا في مصلحة توفير الوقت. يتم غرس مركب البوليمر الأكثر لزوجة بمعدل أبطأ لمنع الملء الزائد والتمزق وتعظيم السيطرة على نقاط النهاية البعيدة.

4- غرم القصبة الهوائية وتضخم الرئة

  1. بناء وحدة تضخم الرئة(الشكل 2).
    1. توصيل البلاستيك مرنة 24 G الوريدي (IV) قسطرة (إبرة إزالة) / فراشة ضخ مجموعة إلى stopcock، تعلق على حقنة مفتوحة 50 مل (لا المكبس). اعلّق الحقنة من منصة للحلقة
    2. إضافة 10% buffered formalin إلى الحقنة. فتح stopcock، مما يسمح formalin لدخول أنابيب وتطهير جميع الهواء من النظام. أغلق الـ stopcock وارفع الحقنة حتى يكون الغضروف المفصلي 20 سم فوق القصبة الهوائية8.
      تنبيه: الـ"أوفورمين" قابل للاشتعال، مسرطنة، سامّة بشكل حاد عند تناولها، ويسبّب تهيج الجلد، وتلفاً خطيراً للعين، وحساسية الجلد، وطفرات الخلايا الجرثومية. تجنب الابتلاع والاتصال مع الجلد والعينين. تجنب استنشاق البخار أو الضباب. الابتعاد عن مصادر الاشتعال. ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة.
  2. وضع اثنين من الغرز فضفاضة أدنى من الغضروف cricoid 2-4 مم عن بعضها البعض.
  3. باستخدام مقص، وجعل شق صغير في الرباط cricothyroid متفوقة على الغرز.
  4. أدخل القسطرة IV في الفتحة وتقدم الطرف وراء الغرزين الفضفاضين.
  5. تشديد الغرز حول القصبة الهوائية وفتح stopcock. السماح للفورمين لدخول الرئتين عن طريق الجاذبية والانتظار لمدة 5 دقائق الرئتين لتضخيم تماما. إذا كانت الرئتين تلتزم القفص الصدري أثناء التضخم، فهم خارج القفص الصدري مع ملقط مقلمة والتحرك في جميع الاتجاهات للمساعدة في تحرير الفصوص. لا تقم بالاتصال المباشر مع الرئتين.
  6. بعد 5 دقائق، والعودة القسطرة الرابع وراء خياطة الأولى وligate. كرر للخياطة الثانية. الرئتان الآن متضخمتان في حالة مغلقة مضغوطة.

5. صب الأوعية الدموية

  1. في أنبوب 1.5 مل، إعداد 1 مل من 8:1:1 حل8 من البوليمر: diluent:وكيل المعالجة وعكس بلطف عدة مرات لضمان خلط جيد.
  2. إزالة المكبس من حقنة 1 سم مكعب، وتغطية الطرف المقابل بإصبع قفاز، وصب مركب البوليمر في الحقنة. إعادة إدخالها بعناية المكبس، عكس، وتقدم المكبس لإزالة كل الهواء وتشكيل الغضروف المفصلي في غيض من الحقنة.
  3. إزالة حقنة SNP / برنامج تلفزيوني من محور الإبرة والتنقيط برنامج تلفزيوني إضافي في المحور لإنشاء الغضروف المفصلي. تحقق بعناية من محور الهواء المحاصرين، طرد إذا لزم الأمر، وإصلاح الغضروف المفصلي. الانضمام إلى مركز للحقنة مليئة مركب البوليمر.
    ملاحظة: إنشاء الغضروف المفصلي على كلا الطرفين يقلل بشكل كبير من فرصة دخول الهواء إلى النظام.
  4. إرفاق مركب البوليمر شغل حقنة إلى مضخة حقنة وضخ في 0.02 مل / دقيقة.
    ملاحظة: بالنسبة للرئتين الأصغر، يمكن أن يكون معدل أبطأ مفيدًا لمنع الملء الزائد، ولكن ليس ضروريًا.
  5. مراقبة المجمع كما يتحرك بحرية أسفل أنابيب PE ولاحظ حجم الحقنة كما يدخل بات. استمر في ملء حتى يتم ملء جميع الفصوص تماما وصولا الى مستوى الشعيرات الدموية ووقف ضخ الحقنة. تحقق من حجم الحقنة مرة أخرى.
    ملاحظة: بعد عدة أشواط، يمكن استخدام وحدة تخزين مقدرة لقياس نقطة نهاية تقريبية (~ 35 ميكرولتر للماوس البالغ و5 ميكرولتر تقريبًا لجرو P1). بعد توقف المضخة، سوف يستمر الضغط المتبقي في النظام لدفع مركب البوليمر في الشرايين الرئوية. وينبغي ملء جميع فصوص الرئة بمعدل مماثل.
  6. تغطية الرئتين مع مسح تنظيف الألياف البصرية، وتطبيق برنامج تلفزيوني بتحرر، والسماح للذبيحة للجلوس دون عائق لمدة 30-40 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. خلال هذه الفترة، فإن مركب البوليمر علاج وتصلب.
  7. إزالة القسطرة، وقطع الذراعين / النصف السفلي من الماوس، ووضع الرأس / الصدر في 50 مل مخروطية مليئة 10٪ buffered formalin بين عشية وضحاها.
  8. بعد التثبيت، فهم القصبة الهوائية وفصل بلطف وحدة القلب / الرئة من القفص الصدري المتبقية والصدر. وضع كتلة القلب / الرئة في قارورة متألقة مملوءة. تجاهل الباقي.

6- أسرّة الأوعية الدموية البديلة للصب (الجدول 1)

ملاحظة: قد يتطلب كل سرير من الأوعية الدموية الهدف مواضع مختلفة من القسطرة، ومعدلات التسريب، وأوقات التعبئة المثلى. وبالتالي، سوف يكون من الضروري أن يلقي عدة.

  1. بالنسبة للأسرّة الوعائية النظامية الأعلى أو الأدنى من الحجاب الحاجز اتبع الخطوات 1.1-2.5 كما هو أعلى. انظر ملاحظات إضافية على نظام البوابة والحجاب الحاجز (الجدول 1).
  2. فهم عملية xiphoid مع الهيموستات وقطع القفص الصدري ثنائيا (تقريبا في خط منتصف الساكس) قبل الشرايين الصدرية الداخلية.
  3. أضعاف القفص الصدري لا يزال متصلا على هذا النحو أنه يستريح على عنق الحيوان / الرأس، وفضح تماما تجويف الصدر.
  4. اتبع الخطوة 3.1 أعلاه، ثم إزالة الرئتين. مرة واحدة في الشريان الأورطي الصدري (TA) مرئيا، ربط نصائح من ملقط منحنية تحته، ~ 10 مم متفوقة على الحجاب الحاجز. استوعب 3 سم طول 7-0 حرير، اسحبها من خلال الفتحة تحت TA، وأنشئ خياطة فضفاضة من رمية واحدة. كرر هذا الإجراء ~ 8 مم فوق الحجاب الحاجز.
  5. للهياكل متفوقة على الحجاب الحاجز، استخدم مقص الربيع لخلق ثقب صغير (~ 30٪ من محيط مجموع) على الجزء البطني من TA، ~ 2 مم أدنى من خياطة فضفاضة وضعت في الخطوة 6.4.
    1. للهياكل أدنى من الحجاب الحاجز، بدلا من ذلك، إنشاء ثقب صغير ~ 2 مم متفوقة على الغرز فضفاضة.
  6. اعتمادا على حجم الحيوان، أدخل الوحدة 1 أو 2 في السفينة، تقدم وراء الغرز فضفاضة، وligate بلطف السفينة.
  7. اتبع الخطوة 3.7، ووضع مضخة حقنة بمعدل 1.0 مل / دقيقة وضخ ما لا يقل عن 5 مل. سيتم الخروج Perfusate عبر IVC.
  8. اتبع الخطوات 5.1 - 5.4 ضبط معدل التسريب إلى 0.05 مل / دقيقة، ورصد بصريا الأنسجة المستهدفة في الوقت الحقيقي.
    ملاحظة: سيكون حجم التسريب من عمر العضو والحيوان محددًا. يمكن أن يكون حجم أكثر محدودية من قبل ربط فروع الشرايين مما يؤدي إلى الأسرة الوعائية غير المستهدفة (أي الدماغ والكبد والكلى والأمعاء).
  9. اتبع 5.6 ثم إزالة الأنسجة المستهدفة ومكان في formalin.

7. عينة جبل، والمسح الضوئي، وإعادة الإعمار لmicro-CT

  1. باستخدام فيلم البارافين، إنشاء سطح مستو على السرير المسح ومركز العينة الرطبة على هذا السطح (الشكل 3A).
    ملاحظة: إذا تم الكشف عن الحركة أثرية، قد تتطلب العينة المزيد من التثبيت.
  2. خيمة طفيفة / عينة تغطية مع فيلم البارافين إضافية لمنع الجفاف. خذ عناية خاصة بعدم بقية فيلم البارافين على العينة مما تسبب في تشوه الأنسجة (الشكل 3B).
  3. مسح العينة باستخدام الإعدادات الموضحة في الجدول 2 وتوحيد هذه المعلمات ضمن تجربة معينة.
    ملاحظة: هذا هو التجربة/نقطة النهاية التابعة. توحيد المعلمات المختارة لسهولة المقارنة بين العينات.
  4. نقل عمليات المسح المعاد بناؤها للمعالجة والتحليل اللاحق.

النتائج

سوف يلقي ناجحة يحمل ملء موحدة من شبكة الشرايين الرئوية بأكملها. ونحن نبرهن على ذلك في الفئران C57Bl/6J تتراوح في العمر: P90 يوم ما بعد الولادة (الشكل 4A) ، P30 (الشكل 4B) P7 (الشكل 4C) ، P1 (الشكل 4D). من خلال التحكم في معدل ال...

Discussion

يتم تنفيذ هذه الطريقة بشكل صحيح ، وتسفر عن صور مذهلة لشبكات الشرايين الرئوية ، مما يسمح بالمقارنة والتجريب في نماذج القوارض. العديد من الخطوات الحاسمة على طول الطريق ضمان النجاح. أولاً، يجب على المحققين تهشيع الحيوان في المرحلة التحضيرية لمنع جلطات الدم من التشكل في الأوعية الدموية الرئو...

Disclosures

أصحاب البلاغ ليس لديهم ما يكشفونه

Acknowledgements

وقد تم دعم هذا البحث جزئيا من قبل برنامج البحوث داخل الثقافات (DIR HL-006247). نود أن نشكر مرفق التصوير بالماوس NIH على التوجيه في الحصول على الصور وتحليلها.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1cc syringeBecton Dickinson309659
20ml Glass Scintillation VialsFisher03-340-25P
30G NeedleBecton Dickinson305106
50mL conical tubesCornin352098For sample Storage and scanning
60cc syringeBecton Dickinson309653
7-0 silk sutureTeleflex103-S
Analyze 12.0 SoftwareAnalyzeDirect Inc.N/APrimary Software
Amira 6.7 SoftwareThermo ScientificN/AAlternative Sofware
CeramaCut Scissors 9cmFine Science tools14958-09
Ceramic Coated Curved ForcepsFine Science tools11272-50
CO2 TankRobert's Oxygen Co.n/a
Dual syringe pumpCole ParmerEW-74900-10
Dumont Mini-ForcepsFine Science tools11200-14
EthanolPharmco111000200
FormalinSigma - Life SciencesHT501128
GauzeCovidien441215
HemostatFine Science tools13013-14
Heparin (1000USP Units/ml)HospiraNDC 0409-2720-01
Horos SoftwareHoros ProjectN/AAlternative Sofware
induction chambern/an/a
KimwipeFisher06-666fiber optic cleaning wipe
Labelling TapeFisher15966
Magnetic BaseKanetecN/A
Micro-CT systemSkyScan 1172
Microfil (Polymer Compound)Flowech Inc.Kit B - MV-1228 oz. of MV compound; 8 oz. of diluent; MV-Curing Agent
MicromanipulatorStoelting56131
Monoject 1/2 ml Insulin SyringeCovidien1188528012
Octagon Forceps Straight TeethFine Science tools11042-08
ParafilmBemis company, Inc.#PM999
PE-10 tubingInstechBTPE-10
Phospahte buffered SalineBioRad#161-0780
Ring StandFisherS13747Height 24in.
Sodium Nitroprussidesigma71778-25G
Steel PlateN/AN/A16 x 16 in. area, 1/16 in thick
Straight Spring ScissorsFine Science tools15000-08
SURFLO 24G Teflon I.V. CatheterSanta Cruz Biotechnology360103
Surgical BoardFisher12-587-20This is a converted slide holder
Universal 3-prong clampFisherS24280
Winged Inf. Set 25X3/4, 12" TubingNiproPR25G19
Zeiss Stemi-508 Dissection ScopeZeissn/a

References

  1. Vasquez, S. X., et al. Optimization of microCT imaging and blood vessel diameter quantitation of preclinical specimen vasculature with radiopaque polymer injection medium. PLoS One. 6 (4), 19099 (2011).
  2. Hong, S. H., et al. Development of barium-based low viscosity contrast agents for micro CT vascular casting: Application to 3D visualization of the adult mouse cerebrovasculature. Journal of Neuroscience Research. 98 (2), 312-324 (2019).
  3. Perrien, D. S., et al. Novel methods for microCT-based analyses of vasculature in the renal cortex reveal a loss of perfusable arterioles and glomeruli in eNOS-/- mice. BMC Nephrology. 17, 24 (2016).
  4. Weyers, J. J., Carlson, D. D., Murry, C. E., Schwartz, S. M., Mahoney, W. M. Retrograde perfusion and filling of mouse coronary vasculature as preparation for micro computed tomography imaging. Journal of Visualized Experiments. (60), e3740 (2012).
  5. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2(+) bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).
  6. Kim, B. G., et al. CXCL12-CXCR4 signalling plays an essential role in proper patterning of aortic arch and pulmonary arteries. Cardiovascular Research. 113 (13), 1677-1687 (2017).
  7. Counter, W. B., Wang, I. Q., Farncombe, T. H., Labiris, N. R. Airway and pulmonary vascular measurements using contrast-enhanced micro-CT in rodents. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 304 (12), 831-843 (2013).
  8. Phillips, M. R., et al. A method for evaluating the murine pulmonary vasculature using micro-computed tomography. Journal of Surgical Research. 207, 115-122 (2017).
  9. Schuster, D. P., Kovacs, A., Garbow, J., Piwnica-Worms, D. Recent advances in imaging the lungs of intact small animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 30 (2), 129-138 (2004).
  10. Samarage, C. R., et al. Technical Note: Contrast free angiography of the pulmonary vasculature in live mice using a laboratory x-ray source. Medical Physics. 43 (11), 6017 (2016).
  11. Grothausmann, R., Knudsen, L., Ochs, M., Muhlfeld, C. Digital 3D reconstructions using histological serial sections of lung tissue including the alveolar capillary network. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 312 (2), 243-257 (2017).
  12. Hayworth, K. J., et al. Imaging ATUM ultrathin section libraries with WaferMapper: a multi-scale approach to EM reconstruction of neural circuits. Front Neural Circuits. 8, 68 (2014).
  13. Bussolati, G., Marchio, C., Volante, M. Tissue arrays as fiducial markers for section alignment in 3-D reconstruction technology. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 9 (2), 438-445 (2005).
  14. Preissner, M., et al. Application of a novel in vivo imaging approach to measure pulmonary vascular responses in mice. Physiological Reports. 6 (19), 13875 (2018).
  15. Junaid, T. O., Bradley, R. S., Lewis, R. M., Aplin, J. D., Johnstone, E. D. Whole organ vascular casting and microCT examination of the human placental vascular tree reveals novel alterations associated with pregnancy disease. Scientific Reports. 7 (1), 4144 (2017).
  16. Bolender, R. P., Hyde, D. M., Dehoff, R. T. Lung morphometry: a new generation of tools and experiments for organ, tissue, cell, and molecular biology. American Journal of Physiology. 265 (6), 521-548 (1993).
  17. Savai, R., et al. Evaluation of angiogenesis using micro-computed tomography in a xenograft mouse model of lung cancer. Neoplasia. 11 (1), 48-56 (2009).
  18. Ehling, J., et al. Micro-CT imaging of tumor angiogenesis: quantitative measures describing micromorphology and vascularization. American Journal of Pathology. 184 (2), 431-441 (2014).
  19. Sueyoshi, R., Ralls, M. W., Teitelbaum, D. H. Glucagon-like peptide 2 increases efficacy of distraction enterogenesis. Journal of Surgical Research. 184 (1), 365-373 (2013).
  20. Zhang, H., Jin, B., Faber, J. E. Mouse models of Alzheimer's disease cause rarefaction of pial collaterals and increased severity of ischemic stroke. Angiogenesis. 22 (2), 263-279 (2019).
  21. Faight, E. M., et al. MicroCT analysis of vascular morphometry: a comparison of right lung lobes in the SUGEN/hypoxic rat model of pulmonary arterial hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (2), 522-530 (2017).
  22. Fisher, S., Burgess, W. L., Hines, K. D., Mason, G. L., Owiny, J. R. Interstrain Differences in CO2-Induced Pulmonary Hemorrhage in Mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (6), 811-815 (2016).
  23. Munce, N. R., et al. Intravascular and extravascular microvessel formation in chronic total occlusions a micro-CT imaging study. JACC Cardiovascular Imaging. 3 (8), 797-805 (2010).
  24. Shifren, A., Durmowicz, A. G., Knutsen, R. H., Faury, G., Mecham, R. P. Elastin insufficiency predisposes to elevated pulmonary circulatory pressures through changes in elastic artery structure. Journal of Applied Physiology. 105 (5), 1610-1619 (2008).
  25. Sonobe, T., et al. Imaging of the closed-chest mouse pulmonary circulation using synchrotron radiation microangiography. Journal of Applied Physiology (1985). 111 (1), 75-80 (2011).
  26. Ritman, E. L. Micro-computed tomography of the lungs and pulmonary-vascular system. Proceedings of the American Thoracic Society. 2 (6), 477-480 (2005).
  27. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  28. Ashton, J. R., West, J. L., Badea, C. T. In vivo small animal micro-CT using nanoparticle contrast agents. Frontiers in Pharmacology. 6, 256 (2015).
  29. Ford, N. L., Thornton, M. M., Holdsworth, D. W. Fundamental image quality limits for microcomputed tomography in small animals. Medical Physics. 30 (11), 2869-2877 (2003).
  30. Boone, J. M., Velazquez, O., Cherry, S. R. Small-animal X-ray dose from micro-CT. Molecular Imaging. 3 (3), 149-158 (2004).
  31. Giuvarasteanu, I. Scanning electron microscopy of vascular corrosion casts--standard method for studying microvessels. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 48 (3), 257-261 (2007).
  32. Polguj, M., et al. Quality and quantity comparison study of corrosion casts of bovine testis made using two synthetic kits: Plastogen G and Batson no 17. Folia Morphologica (Warsz). 78 (3), 487-493 (2019).
  33. Verli, F. D., Rossi-Schneider, T. R., Schneider, F. L., Yurgel, L. S., de Souza, M. A. Vascular corrosion casting technique steps. Scanning. 29 (3), 128-132 (2007).
  34. Azaripour, A., et al. A survey of clearing techniques for 3D imaging of tissues with special reference to connective tissue. Progress in Histochemistry and Cytochemistry. 51 (2), 9-23 (2016).
  35. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  36. Albers, J., Markus, M. A., Alves, F., Dullin, C. X-ray based virtual histology allows guided sectioning of heavy ion stained murine lungs for histological analysis. Scientific Reports. 8 (1), 7712 (2018).
  37. Katsamenis, O. L., et al. X-ray Micro-Computed Tomography for Nondestructive Three-Dimensional (3D) X-ray Histology. American Journal of Pathology. 189 (8), 1608-1620 (2019).
  38. Morales, A. G., et al. Micro-CT scouting for transmission electron microscopy of human tissue specimens. Journal of Microscopy. 263 (1), 113-117 (2016).
  39. Wen, H., et al. Correlative Detection of Isolated Single and Multi-Cellular Calcifications in the Internal Elastic Lamina of Human Coronary Artery Samples. Scientific Reports. 8 (1), 10978 (2018).
  40. Zamir, A., et al. Robust phase retrieval for high resolution edge illumination x-ray phase-contrast computed tomography in non-ideal environments. Scientific Reports. 6, 31197 (2016).
  41. Yu, B., et al. Evaluation of phase retrieval approaches in magnified X-ray phase nano computerized tomography applied to bone tissue. Optics Express. 26 (9), 11110-11124 (2018).
  42. Bidola, P., et al. Application of sensitive, high-resolution imaging at a commercial lab-based X-ray micro-CT system using propagation-based phase retrieval. Journal of Microscopy. 266 (2), 211-220 (2017).
  43. Norvik, C., et al. Synchrotron-based phase-contrast micro-CT as a tool for understanding pulmonary vascular pathobiology and the 3-D microanatomy of alveolar capillary dysplasia. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (1), 65-75 (2020).
  44. Weibel, E. R. Lung morphometry: the link between structure and function. Cell and Tissue Research. 367 (3), 413-426 (2017).
  45. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).
  46. Sarhaddi, D., et al. Validation of Histologic Bone Analysis Following Microfil Vessel Perfusion. Journal of Histotechnology. 35 (4), 180-183 (2012).
  47. Ehling, J., et al. Quantitative Micro-Computed Tomography Imaging of Vascular Dysfunction in Progressive Kidney Diseases. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (2), 520-532 (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

160

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved