JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Целью данного метода является визуализация легочных артериальных сетей ранних послеродовых и взрослых мышей путем инфляции легких и инъекции радиопрозрачного полимерного соединения через легочную артерию. Обсуждаются также потенциальные заявки на литые ткани.

Аннотация

Кровеносные сосуды образуют сложные сети в трехмерном пространстве. Следовательно, трудно визуально оценить, как сосудистые сети взаимодействуют и ведут себя, наблюдая за поверхностью ткани. Этот метод обеспечивает средство визуализации сложной трехмерной сосудистой архитектуры легких.

Для этого в легочную артерию вводится катетер, и сосуд одновременно смывается из крови и химически расширяется, чтобы ограничить сопротивление. Легкие затем надуваются через трахею при стандартном давлении и полимерное соединение вливается в сосудистое ложе со стандартной скоростью потока. После того, как вся артериальная сеть заполнена и разрешена к лечению, сосуды легких могут быть визуализированы непосредственно или изображены на микро-КТ (КТ) сканер.

При успешном исполнении, можно оценить легочной артериальной сети у мышей, начиная от раннего послеродового возраста для взрослых. Кроме того, в то время как попродемонстрировано в легочной артериальной кровати, этот метод может быть применен к любой сосудистой кровати с оптимизированным размещением катетера и конечных точек.

Введение

Основное внимание в этой технике уделяется визуализации легочной артериальной архитектуры с использованием полимерного соединения у мышей. В то время как обширная работа была проведена на системных сосудистых кроватях, таких как мозг, сердце и почки1,,2,,3,,4,,5,меньше информации о подготовке и заполнении легочной артериальной сети. Цель этого исследования, таким образом, заключается в расширении напредыдущей работе 6,7 ,8ипредоставить подробную письменную и визуальную ссылку, что исследователи могут легко следовать производить изображения высокого разрешения легочной артерии дерева.

Хотя существуют многочисленные методы для маркировки и визуализации сосудов легких, таких как магнитно-резонансная томография, эхокардиография, или КТангиографии 9,10, многие из этих методов не в состоянии адекватно заполнить и / или захватить мелкие сосуды, ограничивая масштабы того, что может быть изучено. Такие методы, как серийная секция и реконструкция обеспечивают высокое разрешение, но время /трудоемкий 11,12,13. Окружающая целостность мягких тканей скомпрометирована в традиционномкоррозионной литье 10,,13,,14,,15,,16. Даже возраст и размер животных становятся факторами при попытке ввести катетер или, разрешение не хватает. Техника инъекций полимера, с другой стороны, заполняет артерии до уровня капилляров и в сочетании с КТ, позволяет беспрецедентноеразрешение 5. Образцы из легких мыши в возрасте послеродового дня 14 были успешноотлиты 8 и обработаны в течение нескольких часов. Они могут быть rescanned на неопределенный срок, или даже отправлены на гистологическую подготовку / электронная микроскопия (EM) без ущерба для существующихмягких тканей 17. Основными ограничениями этого метода являются первоначальная стоимость КТ-оборудования/программного обеспечения, проблемы с точным мониторингом внутрисосудистого давления и невозможность продольно приобретать данные у одного и того же животного.

Эта статья основывается на существующей работе по дальнейшей оптимизации техники инъекций легочной артерии и раздвигать возрастные/размерные границы вплоть до послеродового дня 1 (P1), чтобы дать поразительные результаты. Это наиболее полезно для команд, которые хотят изучать артериальные сосудистые сети. Соответственно, мы предоставляем новые рекомендации по размещению/стабилизации катетера, усилению контроля над скоростью заполнения/объемом и подчеркиваем заметные подводные камни для повышения успеха литья. Полученные слепки могут быть использованы для будущей характеристики и морфологического анализа. Возможно, что еще более важно, это первая визуальная демонстрация, насколько нам известно, что прогулки пользователя через эту сложную процедуру.

протокол

Все методы, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными (ACUC) Национального института легких и крови сердца.

1. Подготовка

  1. Ввишайте мышь интраперитонально с гепарином (1 единица/г массы тела мыши) и дайте ему амбулировать в течение 2 минут.
  2. Усытворяйте животное в камере CO2.
  3. Упорядочить мышь в положении на спине на хирургической доске и обеспечить все четыре конечности на доске с лентой. Используйте увеличение для тонкого вскрытия.

2. Разоблачение легких и трахеи

  1. Спрей брюшной стороне мыши с 70% этанола, чтобы свести к минимуму вмешательства волос.
  2. Возьмите брюшную кожу с типсами и сделайте небольшой разрез ножницами в пупочной области. Сдвиньте кончики ножниц в фасциальный слой между брюшной мускулатурой и кожей и начните разделять два слоя. Работая rostrally, удаление кожи из живота, грудной клетки и шеи.
  3. Откройте брюшную мускулатуру ножницами и вырезать боковой с обеих сторон, пока диафрагма подвергается.
  4. Аккуратно понять процесс xiphoid и слегка поднять грудную клетку максимизации зрения каудальных легких через тонкий, полупрозрачный диафрагмы. Тщательно сделайте небольшой разрез в диафрагме прямо под процессом xiphoid. Легкие будут разрушаться и отходить от диафрагмы. Вскрыть диафрагму от грудной клетки, заботясь, чтобы не ник легких parenchyma.
  5. Найдите и разъединяете нижняя кава вены (IVC) и пищевод, где они проходят через диафрагму. Используйте марлю, чтобы очистить любое объединение крови в грудной полости, избегая контакта с легкими.
  6. Возьмите xiphoid еще раз и осторожно поднимите. Отрежьте грудную клетку на двусторонней основе (примерно на средней линии) избегая контакта с легкими. Удалите переднюю грудную клетку полностью, что делает окончательный разрез вдоль кормового угла незадолго до манубриума.
  7. Используя предварительно заполненный шприц, либерально влажные легкие с фосфатно-буферным солевым раствором (PBS, pH 7.4) для предотвращения высыхания. Продолжайте эту рутину на протяжении всей процедуры.
  8. Используя миппы, схватите манубриум и аккуратно поднимитесь от тела. Используя ножницы, вырезать 1-2 мм боковой манубрия, разрыв ключицы, и удалить. Это будет подвергать тимуса под.
  9. Возьмитесь за каждую долей тимуса, разъехать и удалить. Повторите эту процедуру с подумнибулярной железой. Наконец, удалить мышечной ткани наложения трахеи.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После вскрытия, сердце, восходящая аорта (АА), легочный артериальный ствол (PAT), и трахея должны быть видны. Убедитесь, что первичные артериальные ветви от ствола не разделены или повреждены.

3. Катетеризация ПА и перфузия крови

  1. Для сборки блока 1, нить 15 см PE-10 трубки на концентратор 30 G иглы и прикрепить к 1 мл шприц предварительно заполнены с 10-4 M нитропрусид натрия (SNP) в PBS. Премьер трубки путем продвижения поршень, пока весь воздух очищается от этого устройства ( Рисунок 1).
    ВНИМАНИЕ: SNP является токсичным, если проглотить. Избегайте контакта с кожей и глазами. Вымойте кожу тщательно после обработки. Носите соответствующее средства индивидуальной защиты.
    1. Кроме того, соберите блок 2. Для мышей послеродовой день 7 (P7) и моложе, используйте гемостат, чтобы отделить дополнительные 30 G иглы от его концентратора и нить иглы на открытом конце трубки блока 1 (Рисунок 1).
  2. Вместо иглы используйте изогнутые острые типсы, чтобы схватить один конец шелка длиной 10 см. Проникнете в вершину сердца, входящая с одной стороны и передавая кончики типсов через мышцы и с другой стороны. Возьмите шелк с другим набором типсов и вытяните примерно 2 см длины до конца и связать. Возьмите оставшиеся 8 см конце шва, дергая сердце caudally, и ленты конец хирургической доске.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это создаст напряжение, дальнейшее разоблачение больших сосудов и привязывая сердце на месте, что позволяет легче размещения катетера в легочной артерии.
  3. Крюк кончики изогнутых тибры под оба АА и PAT. Вытяните 3 см длиной 7-0 шелка обратно через отверстие и создать один бросок свободный шов.
  4. С помощью ножниц сделать 1-2 мм разрез к вершине сердца, проникая тонкостенный правый желудочек (RV), чтобы обеспечить вставку катетера (Unit 1). Перед вставкой подтвердите, что в системе нет воздуха. Введи загрунтовку труб в правый желудочек и осторожно заранее в полупрозрачный тонкостенный PAT.
    1. Визуально убедитесь, что катетер не продвинулся ни в левую, ни в правую легочные ветви и не примыкает к ветке легочной артерии. Используя ленту, закрените дисттальную часть трубки к хирургической доске.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для идентификации Р.В., использовать щипы, чтобы ущипнуть правую сторону сердца. В отличие от левого желудочка, относительно тонкая свободная стена Р.В. должна быть легко схвачена.
    2. Для мышей моложе P7, приложите блок 2 к микроманипулятору и ввемите конец иглы блока в PAT, как описано выше, используя манипулятор.
  5. Аккуратно затяните свободный шов вокруг обоих больших сосудов и разрежьте 8 см длиной шва, созданного в шаге 3.2, чтобы вернуть сердце в естественное положение покоя. Катетер теперь надежно закреплен в PAT.
  6. Клип левой асикулы сердца, чтобы перфусировать выйти из системы.
  7. Безопасный шприц, содержащий SNP (Unit 1 или Unit 2, размер зависит) в шприц-насосе и пронизывает раствор со скоростью 0,05 мл/мин, чтобы промыть кровь и максимально расширить сосуды. Кровь/перфусат будет выходить через обрезанную асикулу. Продолжайте перфузию до тех пор, пока перфусировать работает ясно (200 йл во взрослой мыши, меньше для молодых животных).
    ПРИМЕЧАНИЕ: При запутывании низкой вязкости PBS/SNP, относительно более высокая скорость вливания была использована в интересах экономии времени. Более вязкое полимерное соединение проливается медленнее, чтобы предотвратить переполняние, разрыв и максимальный контроль над дистальных конечных точек.

4. Трахеостомия и инфляция легких

  1. Построить блок инфляции легких(рисунок 2).
    1. Подключите гибкий пластиковый катетер 24 G intravenous (IV) (иголка удалена)/настой бабочки к стоп-стопку, прикрепленный к открытому шприцу 50 мл (без поршеня). Повесьте шприц с кольцевой подохи.
    2. Добавьте 10% буферного формалина в шприц. Откройте стопкок, позволяя формалину войти в трубы и очистить весь воздух от системы. Закройте стопкок и поднимите шприц до тех пор, пока мениска не будет на 20 см выше трахеи8.
      ВНИМАНИЕ: Формалин легковоспламеняющийся, канцерогенный, остро токсичный при приеме внутрь, и вызывает раздражение кожи, серьезное повреждение глаз, сенсибилизацию кожи и мутагенность зародышевых клеток. Избегайте приема пищи и контакта с кожей и глазами. Избегайте вдыхания пара или тумана. Держитесь подальше от источников зажигания. Носите соответствующее средства индивидуальной защиты.
  2. Поместите два свободных шва уступает крикоидного хряща 2-4 мм друг от друга.
  3. Используя ножницы, сделайте небольшой разрез в крикотиреоидной связке, превосходящей швы.
  4. Вставьте IV катетер в отверстие и заранее кончик за два свободных швов.
  5. Затяните швы вокруг трахеи и откройте стопкок. Разрешить формалин, чтобы войти в легкие под действием силы тяжести и ждать 5 минут для легких, чтобы полностью надуть. Если легкие придерживаются грудной клетки во время инфляции, схватить внешнюю сторону грудной клетки с тупым наконечником типсов и двигаться во всех направлениях, чтобы помочь в освобождении долей. Не ввесяте напрямую с легкими.
  6. Через 5 минут, обратно IV катетер за первый шов и ligate. Повторите для второго шва. Легкие теперь надуваются в закрытом, под давлением состоянии.

5. Кастинг сосудов

  1. В трубке 1,5 мл, подготовить 1 мл 8:1:1 раствор8 полимера: разъедать: лечение агента и осторожно инвертировать несколько раз, чтобы обеспечить хорошее смешивание.
  2. Снимите поршень со шприца 1 см, накройте противоположный конец пальцем в перчатках и вылейте полимерный состав в шприц. Тщательно перезагрузить поршень, инвертировать и продвинуть поршень, чтобы удалить весь воздух и сформировать мениск на кончике шприца.
  3. Удалите шприц SNP/PBS из центра иглы и капайте дополнительный PBS в концентратор, чтобы создать мениска. Тщательно проверьте концентратор на наличие захваченного воздуха, выбить при необходимости и реформировать мениск. Присоединяйтесь к концентратору к шприцу, наполненному полимерным соединением.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Создание мениска на обоих концах значительно снижает вероятность входа воздуха в систему.
  4. Прикрепите полимерное соединение заполненного шприца к шприц-насосу и настаивайте на 0,02 мл/мин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для небольших легких, более медленный темп может быть полезным для предотвращения переполнения, но, не является существенным.
  5. Мониторинг соединения, как он свободно движется вниз PE трубки и обратите внимание на объем шприца, как он входит в PAT. Продолжить заполнение до тех пор, пока все доли заполнены полностью до уровня капилляров и остановить шприц насоса. Проверьте объем шприца еще раз.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После нескольких запусков предполагаемый объем может быть использован для оценки приблизительной конечной точки (35 йл для взрослой мыши и 5 йл для щенка P1). После того, как насос остановлен, остаточное давление в системе будет продолжать толкать полимерного соединения в легочных артериях. Все легочные доли должны заполняться с аналогичной скоростью.
  6. Обложка легких с волоконно-оптической очистки протрите, либерально применять PBS, и позволить туше сидеть спокойно в течение 30-40 минут при комнатной температуре. В течение этого периода полимерный состав вылечит и затвердеет.
  7. Удалите катетер, разорвать руки / нижнюю половину мыши, и поместите голову / грудную клетку в 50 мл конической заполнены 10% буферных формалин ночь.
  8. После фиксации, схватить трахею и осторожно отделить сердце / легкий блок от оставшейся грудной клетки и грудной клетки. Поместите блок сердца/легких в формалин, заполненный сцинтилляционным флаконом. Отбросьте все остальное.

6. Альтернативные сосудистые койки для литья (таблица 1)

ПРИМЕЧАНИЕ: Каждая целевая сосудистая кровать может потребовать различных размещений катетера, инфузионных ставок и оптимального времени заполнения. Таким образом, несколько животных будет необходимо бросить несколько органов.

  1. Для системных сосудистых коек выше или ниже диафрагмы следуйте шагам 1.1-2.5, как указано выше. Смотрите дополнительные заметки на портале системы и диафрагмы (Таблица 1).
  2. Возьмитесь за процесс кифоида с помощью гемостата и вырежьте грудную клетку на двусторонней основе (примерно в средней линии) непосредственно перед внутренними грудными артериями.
  3. Сложите еще связанную грудную клетку над такой, что она опирается на шею/голову животного, полностью обнажая грудную полость.
  4. Следуйте шаг 3.1 выше, а затем удалить легкие. После того, как торакальная аорта (TA) видна, зацепить кончики изогнутых типсов под ним, 10 мм превосходит диафрагму. Возьмитесь за 3 см длиной 7-0 шелка, отоймите отверстие под TA и создайте одноразовый свободный шов. Повторите эту процедуру на 8 мм выше диафрагмы.
  5. Для структур, превосходящих диафрагму, используйте пружинные ножницы, чтобы создать небольшое отверстие (30% от общей окружности) на брюшной части TA, на 2 мм ниже свободных швов, помещенных в шаг 6.4.
    1. Для структур, уступаемых диафрагме, вместо этого создайте небольшое отверстие размером 2 мм, превосходяе свободные швы.
  6. В зависимости от размера животного, ввимите блок 1 или 2 в сосуд, выйти за пределы свободных швов и аккуратно завять сосуд.
  7. Следуйте шагу 3.7, установив шприц-насос со скоростью 1,0 мл/мин и засовыв минимум 5 мл. Perfusate выйдет через IVC.
  8. Следуйте шагам 5.1 - 5.4, регулируя скорость вливания до 0,05 мл/мин, визуально отслеживая целевую ткань в режиме реального времени.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Объем инфузии будет органом и возрастом животных специфическим. Объем может быть дополнительно ограничен лигатированием артериальных ветвей, ведущих к нецелесотевой сосудистой кровати (т.е. мозгу, печени, почкам, кишечнику).
  9. Следуйте 5.6 затем удалить ткани-мишени и поместить в формалин.

7. Пример монтажа, сканирования и реконструкции микро-КТ

  1. Используя парафиновую пленку, создайте плоскую поверхность на сканирующей кровати и центр мокрого образца на этой поверхности(рисунок 3A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если артефакт движения обнаружен, образец может потребовать дальнейшей стабилизации.
  2. Слегка палатка / крышка образца с дополнительной парафиновой пленкой для предотвращения обезвоживания. Будьте особенно заботы, чтобы не отдохнуть парафиновой пленки на образец вызывает деформацию ткани (Рисунок 3B).
  3. Сканирование образца с помощью параметров, изложенных в таблице 2, и стандартизация этих параметров в рамках данного эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это зависит от эксперимента/конечной точки. Стандартизируйте выбранные параметры для простоты сравнения между образцами.
  4. Передача реконструированных сканирований для постобработки и анализа.

Результаты

Успешный актерский состав будет выставлен равномерной начинкой всей легочной артериальной сети. Мы демонстрируем это у мышей C57Bl/6J в возрасте: послеродовой день P90 (Рисунок 4A), P30 (Рисунок 4B), P7 (Рисунок 4C), и P1 (Ри...

Обсуждение

Выполненный должным образом, этот метод дает поразительные изображения легочных артериальных сетей, что позволяет для сравнения и экспериментов в моделях грызунов. Несколько важных шагов на этом пути обеспечивают успех. Во-первых, исследователи должны гепаринизировать животное на по...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать

Благодарности

Это исследование было частично поддержано интрамуральной исследовательской программой NHLBI (DIR HL-006247). Мы хотели бы поблагодарить NIH Mouse Imaging Facility за рекомендации по приобретению и анализу изображений.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1cc syringeBecton Dickinson309659
20ml Glass Scintillation VialsFisher03-340-25P
30G NeedleBecton Dickinson305106
50mL conical tubesCornin352098For sample Storage and scanning
60cc syringeBecton Dickinson309653
7-0 silk sutureTeleflex103-S
Analyze 12.0 SoftwareAnalyzeDirect Inc.N/APrimary Software
Amira 6.7 SoftwareThermo ScientificN/AAlternative Sofware
CeramaCut Scissors 9cmFine Science tools14958-09
Ceramic Coated Curved ForcepsFine Science tools11272-50
CO2 TankRobert's Oxygen Co.n/a
Dual syringe pumpCole ParmerEW-74900-10
Dumont Mini-ForcepsFine Science tools11200-14
EthanolPharmco111000200
FormalinSigma - Life SciencesHT501128
GauzeCovidien441215
HemostatFine Science tools13013-14
Heparin (1000USP Units/ml)HospiraNDC 0409-2720-01
Horos SoftwareHoros ProjectN/AAlternative Sofware
induction chambern/an/a
KimwipeFisher06-666fiber optic cleaning wipe
Labelling TapeFisher15966
Magnetic BaseKanetecN/A
Micro-CT systemPerkinElmerQuantum GX
Microfil (Polymer Compound)Flowech Inc.Kit B - MV-1228 oz. of MV compound; 8 oz. of diluent; MV-Curing Agent
MicromanipulatorStoelting56131
Monoject 1/2 ml Insulin SyringeCovidien1188528012
Octagon Forceps Straight TeethFine Science tools11042-08
ParafilmBemis company, Inc.#PM999
PE-10 tubingInstechBTPE-10
Phospahte buffered SalineBioRad#161-0780
Ring StandFisherS13747Height 24in.
Sodium Nitroprussidesigma71778-25G
Steel PlateN/AN/A16 x 16 in. area, 1/16 in thick
Straight Spring ScissorsFine Science tools15000-08
SURFLO 24G Teflon I.V. CatheterSanta Cruz Biotechnology360103
Surgical BoardFisher12-587-20This is a converted slide holder
Universal 3-prong clampFisherS24280
Winged Inf. Set 25X3/4, 12" TubingNiproPR25G19
Zeiss Stemi-508 Dissection ScopeZeissn/a

Ссылки

  1. Vasquez, S. X., et al. Optimization of microCT imaging and blood vessel diameter quantitation of preclinical specimen vasculature with radiopaque polymer injection medium. PLoS One. 6 (4), 19099 (2011).
  2. Hong, S. H., et al. Development of barium-based low viscosity contrast agents for micro CT vascular casting: Application to 3D visualization of the adult mouse cerebrovasculature. Journal of Neuroscience Research. 98 (2), 312-324 (2019).
  3. Perrien, D. S., et al. Novel methods for microCT-based analyses of vasculature in the renal cortex reveal a loss of perfusable arterioles and glomeruli in eNOS-/- mice. BMC Nephrology. 17, 24 (2016).
  4. Weyers, J. J., Carlson, D. D., Murry, C. E., Schwartz, S. M., Mahoney, W. M. Retrograde perfusion and filling of mouse coronary vasculature as preparation for micro computed tomography imaging. Journal of Visualized Experiments. (60), e3740 (2012).
  5. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2(+) bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).
  6. Kim, B. G., et al. CXCL12-CXCR4 signalling plays an essential role in proper patterning of aortic arch and pulmonary arteries. Cardiovascular Research. 113 (13), 1677-1687 (2017).
  7. Counter, W. B., Wang, I. Q., Farncombe, T. H., Labiris, N. R. Airway and pulmonary vascular measurements using contrast-enhanced micro-CT in rodents. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 304 (12), 831-843 (2013).
  8. Phillips, M. R., et al. A method for evaluating the murine pulmonary vasculature using micro-computed tomography. Journal of Surgical Research. 207, 115-122 (2017).
  9. Schuster, D. P., Kovacs, A., Garbow, J., Piwnica-Worms, D. Recent advances in imaging the lungs of intact small animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 30 (2), 129-138 (2004).
  10. Samarage, C. R., et al. Technical Note: Contrast free angiography of the pulmonary vasculature in live mice using a laboratory x-ray source. Medical Physics. 43 (11), 6017 (2016).
  11. Grothausmann, R., Knudsen, L., Ochs, M., Muhlfeld, C. Digital 3D reconstructions using histological serial sections of lung tissue including the alveolar capillary network. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 312 (2), 243-257 (2017).
  12. Hayworth, K. J., et al. Imaging ATUM ultrathin section libraries with WaferMapper: a multi-scale approach to EM reconstruction of neural circuits. Front Neural Circuits. 8, 68 (2014).
  13. Bussolati, G., Marchio, C., Volante, M. Tissue arrays as fiducial markers for section alignment in 3-D reconstruction technology. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 9 (2), 438-445 (2005).
  14. Preissner, M., et al. Application of a novel in vivo imaging approach to measure pulmonary vascular responses in mice. Physiological Reports. 6 (19), 13875 (2018).
  15. Junaid, T. O., Bradley, R. S., Lewis, R. M., Aplin, J. D., Johnstone, E. D. Whole organ vascular casting and microCT examination of the human placental vascular tree reveals novel alterations associated with pregnancy disease. Scientific Reports. 7 (1), 4144 (2017).
  16. Bolender, R. P., Hyde, D. M., Dehoff, R. T. Lung morphometry: a new generation of tools and experiments for organ, tissue, cell, and molecular biology. American Journal of Physiology. 265 (6), 521-548 (1993).
  17. Savai, R., et al. Evaluation of angiogenesis using micro-computed tomography in a xenograft mouse model of lung cancer. Neoplasia. 11 (1), 48-56 (2009).
  18. Ehling, J., et al. Micro-CT imaging of tumor angiogenesis: quantitative measures describing micromorphology and vascularization. American Journal of Pathology. 184 (2), 431-441 (2014).
  19. Sueyoshi, R., Ralls, M. W., Teitelbaum, D. H. Glucagon-like peptide 2 increases efficacy of distraction enterogenesis. Journal of Surgical Research. 184 (1), 365-373 (2013).
  20. Zhang, H., Jin, B., Faber, J. E. Mouse models of Alzheimer's disease cause rarefaction of pial collaterals and increased severity of ischemic stroke. Angiogenesis. 22 (2), 263-279 (2019).
  21. Faight, E. M., et al. MicroCT analysis of vascular morphometry: a comparison of right lung lobes in the SUGEN/hypoxic rat model of pulmonary arterial hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (2), 522-530 (2017).
  22. Fisher, S., Burgess, W. L., Hines, K. D., Mason, G. L., Owiny, J. R. Interstrain Differences in CO2-Induced Pulmonary Hemorrhage in Mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (6), 811-815 (2016).
  23. Munce, N. R., et al. Intravascular and extravascular microvessel formation in chronic total occlusions a micro-CT imaging study. JACC Cardiovascular Imaging. 3 (8), 797-805 (2010).
  24. Shifren, A., Durmowicz, A. G., Knutsen, R. H., Faury, G., Mecham, R. P. Elastin insufficiency predisposes to elevated pulmonary circulatory pressures through changes in elastic artery structure. Journal of Applied Physiology. 105 (5), 1610-1619 (2008).
  25. Sonobe, T., et al. Imaging of the closed-chest mouse pulmonary circulation using synchrotron radiation microangiography. Journal of Applied Physiology (1985). 111 (1), 75-80 (2011).
  26. Ritman, E. L. Micro-computed tomography of the lungs and pulmonary-vascular system. Proceedings of the American Thoracic Society. 2 (6), 477-480 (2005).
  27. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  28. Ashton, J. R., West, J. L., Badea, C. T. In vivo small animal micro-CT using nanoparticle contrast agents. Frontiers in Pharmacology. 6, 256 (2015).
  29. Ford, N. L., Thornton, M. M., Holdsworth, D. W. Fundamental image quality limits for microcomputed tomography in small animals. Medical Physics. 30 (11), 2869-2877 (2003).
  30. Boone, J. M., Velazquez, O., Cherry, S. R. Small-animal X-ray dose from micro-CT. Molecular Imaging. 3 (3), 149-158 (2004).
  31. Giuvarasteanu, I. Scanning electron microscopy of vascular corrosion casts--standard method for studying microvessels. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 48 (3), 257-261 (2007).
  32. Polguj, M., et al. Quality and quantity comparison study of corrosion casts of bovine testis made using two synthetic kits: Plastogen G and Batson no 17. Folia Morphologica (Warsz). 78 (3), 487-493 (2019).
  33. Verli, F. D., Rossi-Schneider, T. R., Schneider, F. L., Yurgel, L. S., de Souza, M. A. Vascular corrosion casting technique steps. Scanning. 29 (3), 128-132 (2007).
  34. Azaripour, A., et al. A survey of clearing techniques for 3D imaging of tissues with special reference to connective tissue. Progress in Histochemistry and Cytochemistry. 51 (2), 9-23 (2016).
  35. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  36. Albers, J., Markus, M. A., Alves, F., Dullin, C. X-ray based virtual histology allows guided sectioning of heavy ion stained murine lungs for histological analysis. Scientific Reports. 8 (1), 7712 (2018).
  37. Katsamenis, O. L., et al. X-ray Micro-Computed Tomography for Nondestructive Three-Dimensional (3D) X-ray Histology. American Journal of Pathology. 189 (8), 1608-1620 (2019).
  38. Morales, A. G., et al. Micro-CT scouting for transmission electron microscopy of human tissue specimens. Journal of Microscopy. 263 (1), 113-117 (2016).
  39. Wen, H., et al. Correlative Detection of Isolated Single and Multi-Cellular Calcifications in the Internal Elastic Lamina of Human Coronary Artery Samples. Scientific Reports. 8 (1), 10978 (2018).
  40. Zamir, A., et al. Robust phase retrieval for high resolution edge illumination x-ray phase-contrast computed tomography in non-ideal environments. Scientific Reports. 6, 31197 (2016).
  41. Yu, B., et al. Evaluation of phase retrieval approaches in magnified X-ray phase nano computerized tomography applied to bone tissue. Optics Express. 26 (9), 11110-11124 (2018).
  42. Bidola, P., et al. Application of sensitive, high-resolution imaging at a commercial lab-based X-ray micro-CT system using propagation-based phase retrieval. Journal of Microscopy. 266 (2), 211-220 (2017).
  43. Norvik, C., et al. Synchrotron-based phase-contrast micro-CT as a tool for understanding pulmonary vascular pathobiology and the 3-D microanatomy of alveolar capillary dysplasia. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (1), 65-75 (2020).
  44. Weibel, E. R. Lung morphometry: the link between structure and function. Cell and Tissue Research. 367 (3), 413-426 (2017).
  45. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).
  46. Sarhaddi, D., et al. Validation of Histologic Bone Analysis Following Microfil Vessel Perfusion. Journal of Histotechnology. 35 (4), 180-183 (2012).
  47. Ehling, J., et al. Quantitative Micro-Computed Tomography Imaging of Vascular Dysfunction in Progressive Kidney Diseases. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (2), 520-532 (2016).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

160

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены