JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نحن نصف نموذج فأر xenograft لورم خبيث في الدماغ لسرطان الثدي الناتج عن حقن الوريد الخلفي لخط خلايا سرطان الثدي الالتهابي المضخم HER2 داخليا.

Abstract

الانتشار النقيلي إلى الدماغ هو مظهر شائع ومدمر للعديد من أنواع السرطان. في الولايات المتحدة وحدها ، يتم تشخيص حوالي 200000 مريض بنقائل الدماغ كل عام. تم إحراز تقدم كبير في تحسين نتائج البقاء على قيد الحياة للمرضى الذين يعانون من سرطان الثدي الأولي والأورام الخبيثة الجهازية. ومع ذلك ، فإن التشخيص الكئيب للمرضى الذين يعانون من النقائل الدماغية السريرية يسلط الضوء على الحاجة الملحة لتطوير عوامل واستراتيجيات علاجية جديدة ضد هذا المرض الفتاك. كان عدم وجود نماذج تجريبية مناسبة أحد العقبات الرئيسية التي تعوق تقدم فهمنا لبيولوجيا ورم خبيث في الدماغ وعلاجه. هنا ، نصف نموذج فأر xenograft لورم خبيث في الدماغ تم إنشاؤه عن طريق حقن الوريد الخلفي لخط خلية مضخم داخليا HER2 مشتق من سرطان الثدي الالتهابي (IBC) ، وهو شكل نادر وعدواني من سرطان الثدي. تم تصنيف الخلايا باستخدام لوسيفيراز اليراع وبروتين مضان أخضر لمراقبة ورم خبيث في الدماغ ، وتقدير العبء النقيلي عن طريق التصوير الحيوي ، والمجهر المجسم الفلوري ، والتقييم النسيجي. تطور الفئران بقوة وثبات نقائل الدماغ ، مما يسمح بالتحقيق في الوسطاء الرئيسيين في العملية النقيلية وتطوير الاختبارات قبل السريرية لاستراتيجيات العلاج الجديدة.

Introduction

ورم خبيث في الدماغ هو أحد المضاعفات الشائعة والمميتة للأورام الخبيثة الجهازية. تنشأ معظم نقائل الدماغ من الأورام الأولية في الرئة أو الثدي أو الجلد ، والتي تمثل مجتمعة 67-80٪ من الحالات 1,2. تتراوح تقديرات حدوث ورم خبيث في الدماغ بين 100,000 إلى 240,000 حالة ، وقد تكون هذه الأرقام أقل من الواقع لأن تشريح الجثة نادر الحدوث للمرضى الذين ماتوا بسبب السرطان النقيلي3. المرضى الذين يعانون من النقائل الدماغية لديهم تشخيص أسوأ وانخفاض البقاء على قيد الحياة بشكل عام بالنسبة للمرضى الذين لا يعانون من النقائل الدماغية4. خيارات العلاج الحالية لنقائل الدماغ ملطفة إلى حد كبير وتفشل في تحسين نتائج البقاء على قيد الحياة لمعظم المرضى5. وبالتالي ، لا يزال ورم خبيث في الدماغ يمثل تحديا ، ولا تزال الحاجة ملحة لفهم آليات تطور ورم خبيث في الدماغ بشكل أفضل لتطوير علاجات أكثر فعالية.

قدم استخدام النماذج التجريبية رؤى مهمة حول آليات محددة لتطور سرطان الثدي النقيلي إلى الدماغ وسمح بتقييم فعالية الأساليب العلاجية المختلفة6،7،8،9،10،11،12،13،14،15،16. ومع ذلك ، يمكن لعدد قليل جدا من النماذج تلخيص تعقيدات تطور ورم خبيث في الدماغ بدقة وبشكل كامل. تم إنشاء العديد من النماذج التجريبية في الجسم الحي عن طريق تلقيح الخلايا السرطانية في الفئران بطرق مختلفة للإعطاء ، بما في ذلك تقويم العظام ، والوريد الذيلي ، داخل القلب ، والشرايين السباتية ، والحقن داخل المخ. كل تقنية لها مزايا وعيوب ، كما تمت مراجعته في مكان آخر3. ومع ذلك ، لا يمكن لأي من نماذج الفئران هذه تكرار التقدم السريري لورم خبيث في الدماغ بشكل كامل.

النقائل الدماغية شائعة بشكل خاص في المرضى الذين يعانون من سرطان الثدي الالتهابي (IBC) ، وهو نوع نادر ولكنه عدواني من سرطان الثدي الأولي. تمثل IBC 1٪ إلى 4٪ من حالات سرطان الثدي ، لكنها مسؤولة عن 10٪ غير متناسبة من الوفيات المرتبطة بسرطان الثدي في الولايات المتحدة17,18. من المعروف أن IBC ينتشر بسرعة. في الواقع ، يعاني ثلث مرضى IBC من ورم خبيث بعيد في وقت التشخيص19,20. خاصة بورم خبيث في الدماغ ، فإن المرضى الذين يعانون من IBC لديهم نسبة أعلى من ورم خبيث في الدماغ مقارنة بالمرضى الذين يعانون من غير IBC21. في الآونة الأخيرة ، أثبتنا أن خط خلايا MDA-IBC3 ، المشتق من سائل الانصباب الجنبي الخبيث لمريض مصاب ب ER / PR - / HER2 + IBC الذي يلخص خصائص IBC في الطعوم الخارجية للفئران ، لديه ميل محسن لتطوير نقائل الدماغ بدلا من نقائل الرئة في الفئران عند حقنها عن طريق الوريد الذيل ، مما يجعل خط الخلية هذا نموذجا جيدا لدراسة تطور ورم خبيث في الدماغ16.

هنا نصف إجراءات توليد ورم خبيث في الدماغ عن طريق حقن الوريد الخلفي لخلايا MDA-IBC3 وتقييم العبء النقيلي عن طريق الفحص المجهري الفلوري المجسم وتصوير لوسيفيراز. تم استخدام هذه الطريقة لاكتشاف الوسطاء الرئيسيين لورم خبيث لسرطان الثدي إلى الدماغ واختبار فعالية التدخلات العلاجية16،22،23. عيب هذه التقنية هو أنها لا تلخص جميع الخطوات في عملية النقيلي في الدماغ. ومع ذلك ، فإن مزاياه الرئيسية تشمل المتانة والتكاثر ، وإشراك بيولوجيا ورم خبيث ذات صلة من intravasation ، وعبور الرئتين وتسرب إلى الدماغ ، وبساطته النسبية من حيث التقنية.

Protocol

تمت الموافقة على الطريقة الموضحة هنا من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات (IACUC) التابعة لمركز إم دي أندرسون للسرطان وتتوافق مع إرشادات المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام المختبر. يتم تقديم سير العمل التخطيطي ، مع تضمين جميع الخطوات ، في الشكل 1.

1. إعداد الخلية

ملاحظة: تم تحويل خط الخلايا MDA-IBC3 (ER-/PR-/HER2+) ، الذي تم إنشاؤه في مختبر الدكتور وودوارد24 ، بثبات باستخدام بلازميد بروتين الفلورسنت الأخضر لوسيفيراز (Luc-GFP).

  1. الخلايا المستحثة في وسائط Ham F-12 مكملة بمصل بقري جنيني بنسبة 10٪ (FBS) ، و 1 ميكروغرام / مل هيدروكورتيزون ، و 5 ميكروغرام / مل من الأنسولين ، و 1٪ مضاد حيوي مضاد للقوم.
  2. صفيحة خلايا MDA-IBC3-Luc-GFP عند 37 درجة مئوية و 5٪ CO2 في قارورة T-75 حتى تتقارب. قم بتغيير الوسائط كل 3 أيام قبل أن تتلاقى الخلايا بدرجة كافية للمرور.
  3. حصاد الخلايا عن طريق إزالة الوسائط ، وغسل كل قارورة ب 10 مل من 1x Dulbecco (أي خالية من الكالسيوم والمغنيسيوم) محلول ملحي مخزن بالفوسفات (DPBS) ، وإضافة 2 مل من 0.25٪ حمض التربسين - إيثيلين ديامينيترايتيك (EDTA). احتضان لمدة 3-5 دقائق على 37 درجة مئوية حتى تنفصل الخلايا.
  4. أضف 5 مل من الوسائط الكاملة إلى القارورة لجمع الخلايا ونقل المحتويات بالكامل إلى أنبوب طرد مركزي سعة 15 مل (محسن إلى أنبوب طرد مركزي سعة 50 مل اعتمادا على العدد الإجمالي للخلايا المطلوبة). أجهزة الطرد المركزي في 290 × غرام لمدة 5 دقائق لخلايا بيليه.
    ملاحظة: الوسائط الكاملة هي وسائط Ham's F-12 المكملة بمصل بقري جنيني بنسبة 10٪ (FBS) ، و 1 ميكروغرام / مل هيدروكورتيزون ، و 5 ميكروغرام / مل من الأنسولين ، و 1٪ مضاد حيوي مضاد للقى.
  5. تخلص من المادة الطافية. ثم اغسل الخلايا ب 10 مل من 1x DPBS. جهاز طرد مركزي عند 290 × جم لمدة 5 دقائق لتكوير الخلايا والتخلص من المادة الطافية بعناية. أعد تعليق الخلايا ب 1 مل من 1x DPBS الطازج واخلطها جيدا عن طريق السحب لأعلى ولأسفل.
  6. لعمل معلقات أحادية الخلية ، قم بتصفية الخلايا من خلال مصافي الخلايا المعقمة 40 ميكرومتر.
  7. حساب كثافة الخلية باستخدام عداد خلية تلقائي.
    ملاحظة: لتقليل الأخطاء في العد ، قم بإنشاء تخفيفات خلايا مختلفة وعدها بشكل منفصل ، واحسب متوسط القيمة لتحديد تركيز الخلايا (عدد الخلايا / مل).
    1. اجمع 2 ميكرولتر من تعليق الخلية + 8 ميكرولتر من 1x DPBS لعمل عينة تخفيف 1: 5.
    2. اجمع 1 ميكرولتر من تعليق الخلية + 9 ميكرولتر من 1x DPBS لعمل عينة تخفيف 1:10.
    3. أضف 10 ميكرولتر من 0.4٪ صبغة تريبان الزرقاء. امزج خليط العينة جيدا عن طريق سحبه لأعلى ولأسفل عدة مرات.
    4. ماصة بلطف 10 ميكرولتر من العينة في منطقة تحميل العينة على شكل نصف قمر لشرائح غرفة العد. تأكد من عدم وجود فقاعات في الداخل ؛ انتظر لمدة 30 ثانية للسماح للخلايا بالاستقرار في الغرفة قبل العد.
  8. تمييع الخلايا مع 1x DPBS إلى كثافة 5 × 105 أو 1 × 106 خلايا لكل 100 ميكرولتر. نقل تعليق الخلية إلى أنابيب الطرد المركزي الدقيقة 1.7 مل لحقن الوريد الذيل. ضع الخلايا على الثلج حتى الحقن للحفاظ على صلاحيتها.

2. حقن الوريد الذيل

  1. استخدم أنثى الفئران SCID / البيج البالغة من العمر 4 إلى 6 أسابيع.
  2. تحضير حقنة 30 غرام لسحب 100 ميكرولتر من تعليق الخلية. قم بإزالة جميع فقاعات الهواء.
  3. ضع الماوس في مقيد القوارض (قطره حوالي 1 بوصة) لتسهيل حقن الوريد الخلفي ومنع الإصابات من الحركة أثناء عملية الحقن.
  4. استخدم ضمادات قطنية كحولية (مصنوعة من 70٪ إيثانول) لمسح ذيل الفأر برفق 3-4 مرات واستمر لمدة 5-10 ثوان لجعل وريد الذيل أكثر وضوحا.
  5. أدخل المحقنة في ذيل الماوس بزاوية 15-30 درجة. ادفع تعليق الخلية ببطء إلى الوريد الذيل.
  6. قم بإزالة المحقنة برفق واستخدم وسادة القطن لتثبيت الذيل لبضع ثوان للمساعدة في وقف أي نزيف.
  7. أعد الفئران إلى أقفاصها وافحصها بعد 2-4 ساعات من الحقن للتأكد من عدم حدوث أي آثار ضارة.

3. تقييم عبء ورم خبيث في الدماغ

  1. تحضير محلول D-luciferin المخفف.
    ملاحظة: تركيز المخزون هو 47.6 ملليمتر (15.15 ملغم/مل)، والتركيز للاستخدام هو 1.515 ملغم/مل.
    1. أضف 5 مل من 1x DPBS إلى زجاجة D-luciferin.
    2. ضع 2.5 mL من المحلول في كل من أنبوبين مخروطيين سعة 50 mL.
    3. أضف 5 مل أخرى من 1x DPBS إلى زجاجة D-luciferin مرة أخرى لشطفها. ضع 2.5 mL في كل أنبوب مخروطي 50 mL.
    4. ضع 5 مل أخرى من 1x DPBS في الزجاجة واشطفها مرة أخرى. كرر عملية الشطف مرتين.
    5. أضف 1x DPBS لكل أنبوب 50 مل إلى إجمالي 66 مل (حوالي 33 مل لكل أنبوب). يجب أن يكون هناك حوالي 33 مل من المحلول في كل أنبوب.
    6. امزج الأنابيب جيدا ثم ادمجها في وحدة ترشيح معقمة (مرشح PES سعة 150 مل 0.45 ميكرومتر).
    7. قم بتصفية المحلول ثم قم بقسمة المحلول المصفى إلى أنابيب دقيقة معقمة سعة 1.7 مل.
  2. الكشف عن النقائل الدماغية عن طريق التصوير لوسيفيراز.
    1. قم بإذابة D-luciferin عن طريق الاحتفاظ بالثلج ، والدوامة قبل الحقن في الفئران.
    2. نظف منطقة الحقن بضمادات قطنية كحولية وحقن 100 ميكرولتر من D-luciferin لكل فأر داخل الصفاق باستخدام حقنة أنسولين سعة 0.5 مل ، حقنة واحدة لكل قفص.
    3. بعد 10 دقائق ، قم بتخدير الفئران بالإيزوفلوران (2٪ O 2-2.5٪ isoflurane) لمدة 5 دقائق باستخدام المرذاذ البيطري المتصل بغرفة تحريض الحيوانات الصغيرة.
    4. قم بتشغيل نظام التصوير في الجسم الحي. بينما تكون الفئران من القفص الأول تحت التخدير ، قم بحقن D-luciferin في الفئران في القفص التالي.
    5. ضع الفئران في جهاز نظام التصوير في الجسم الحي واحصل على صور بطنية وظهرية. حدد وقت التعرض 2 دقيقة ، وفي عرض الحقل ، اختر الخيار E (الجسم كله). اضغط على اكتساب. بعد ذلك ، احفظ الصورة (الشكل 2).
      ملاحظة: إذا أظهرت الصورة تشبع التلألؤ، فقم بتقليل وقت التعرض.
  3. الكشف عن النقائل الدماغية عن طريق التصوير GFP.
    1. تحضير أنسجة المخ.
      1. حوالي 8-10 أسابيع بعد حقن الخلايا أو عندما تكون الفئران محتضرة بسبب عبء ورم خبيث في الدماغ ، القتل الرحيم للفئران عن طريق استنشاق جرعة زائدة من الأيزوفلوران تليها خلع عنق الرحم ، وفقا للبروتوكولات المعتمدة من قبل IACUC.
      2. بعد القتل الرحيم مع الأيزوفلوران متبوعا بخلع عنق الرحم ، قم برش الفئران بمحلول إيثانول بنسبة 70٪ وإزالة الفراء من منطقة الرأس والأذنين بالمقص. بعد ذلك ، قم بعمل قطع في منطقة عنق الرحم من الرقبة (احرص على عدم قطع رأس الماوس). قطع الجمجمة واسحبها للخارج. بعد ذلك ، قم بإزالة الدماغ بعناية.
      3. ضع الأدمغة التي تم جمعها في أشرطة الأنسجة.
      4. نقل الكاسيت إلى حاوية مع 1x DPBS الباردة.
        ملاحظة: لا ينبغي الاحتفاظ بعينات الدماغ في 1x DPBS لأكثر من 1 ساعة. إذا كان سيتم جمع عدة عينات من الدماغ في نفس الوقت ، فقم بالقتل الرحيم لعدد قليل من الفئران في المرة الواحدة (10 لكل جولة).
    2. التصوير المجهري المجسم.
      1. انقل الدماغ بالكامل إلى غطاء طبق مناديل 100 سم.
      2. قم بتشغيل المجهر المجسم وضوء الأشعة فوق البنفسجية ، في الموضع 3 مع عدسة 0.5x ، للسماح بتصور الدماغ بأكمله كما هو موضح في الشكل 3A (المربع الأحمر).
      3. اضغط على العرض المباشر (الشكل 3 أ ، المربع الأخضر).
      4. ركز المنظر بينما يكون الدماغ في الوضع البطني.
      5. حدد GFP (إذا كانت الخلايا تحمل علامة GFP) أو TXRED (إذا كانت الخلايا تحمل علامة RFP) (الشكل 3A ، المربع الأصفر) في البرنامج ، وحدد المرشح المناسب على المجهر ، والتقط صورة.
        ملاحظة: حافظ على إعداد مصدر ضوء SOLA عند حوالي 30٪ ؛ إذا كان GFP ساطعا جدا ، فقم بالتقليل حتى يتم ملاحظة الإشارة المناسبة.
      6. بدون تحريك العينة ، قم بتشغيل الضوء الساطع وحدد BF (الشكل 3A ، المربع الأصفر). التقط صورة.
      7. كرر الخطوات السابقة مع الدماغ في الوضع الظهري.
        ملاحظة: اعتمادا على الحجم ، يمكن أن تظهر نفس آفة ورم خبيث إيجابي في الدماغ GFP في كل من الوضعين البطني والظهري. في مثل هذه الحالة ، تجنب القياس الكمي المكرر لنفس الآفة. احفظ الصور بامتداد TIFF (الذي يحتفظ بجميع المعلومات في ملف الصورة).
      8. احفظ الصور بامتداد TIFF (الذي يحتفظ بجميع المعلومات في ملف الصورة).
      9. كرر الخطوات لجميع العينات.
      10. قم بتحويل صور TIFF إلى JPEG بحيث يمكن فتح الملفات مع أي جهاز كمبيوتر لم يتم تثبيت البرامج المرتبطة به (ملف | استيراد/تصدير | تحويل الملفات).
      11. لدمج صورة الفلورسنت مع صورة الحقل الساطع ، افتح كلتا الصورتين وانتقل إلى ملف | دمج القنوات. حدد المكونات المناسبة ، الأخضر ل GFP و brightfield ل BF ، واضغط على موافق. احفظ الصورة المدمجة.
      12. لتحديد منطقة ورم المخ ، استخدم صورة الفلورسنت. حدد قياس | القياس اليدوي | منطقة. حدد التحديد التلقائي (الشكل 3B ، المربع الأخضر) ، وانقل السهم إلى المنطقة الموجبة ل GFP وانقر لإنشاء تحديد تلقائيا. انقر مرة أخرى لتأكيد التحديد ثم ستظهر جميع القياسات (الشكل 3 ب ، المربع الأحمر). في حالة وجود أكثر من منطقة إيجابية ل GFP ، كرر الإجراء.
    3. بعد الحصول على صور الدماغ ، انتقل إلى بروتوكولات تثبيت الأنسجة الروتينية باستخدام الفورمالين المخزن المحايد بنسبة 10٪.
      1. بمجرد إصلاح الأدمغة ، انتقل إلى التقسيم النسيجي القياسي متبوعا بتلطيخ الهيماتوكسيلين ويوزين لتأكيد وجود ورم خبيث في الدماغ وتلطيخ كيميائي مناعي للكشف عن علامات مختارة.
        ملاحظة: تم إجراء الكيمياء الخلوية المناعية في المختبر الأساسي لعلم الأمراض في مركز UT MD Anderson للسرطان الذي يحتوي على بروتوكول موحد للتلطيخ المناعي الكيميائي للعلامات المعروفة.

النتائج

مع الأساس المنطقي القائل بأن الخلايا المصنفة تسهل مراقبة وتصور ورم خبيث في الدماغ في نماذج الفئران قبل السريرية ، قمنا بوضع علامة على خلايا MDA-IBC3 مع Luc ومع GFP لمراقبة نقائل الدماغ وتحديد العبء النقيلي باستخدام التصوير الحيوي والمجهر الفلوري الفراغي. أدى حقن خلايا MDA-IBC3 الموسومة في الأوردة ا...

Discussion

يتضمن البروتوكول عدة خطوات حاسمة. يجب أن تبقى الخلايا على الجليد لمدة لا تزيد عن 1 ساعة للحفاظ على البقاء. يجب استخدام ضمادات قطنية كحولية لمسح ذيول الفئران قبل الحقن ، مع الحرص على عدم المسح بشدة أو في كثير من الأحيان لتجنب إتلاف جلد الذيل. تأكد من عدم وجود فقاعات هواء في تعليق الخلية ، لمنع...

Disclosures

يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.

Acknowledgements

نشكر كريستين إف ووغان ، MS ، ELS ، من قسم MD Anderson لعلم الأورام الإشعاعي على التحرير العلمي للمخطوطة ، وكارول إم جونستون من قسم الأنسجة الجراحية في MD Anderson للمساعدة في تلطيخ الهيماتوكسيلين ويوزين. نحن ممتنون لمركز الطب البيطري والجراحة في MD Anderson لدعمهم للدراسات على الحيوانات. تم دعم هذا العمل من خلال المنح التالية: منحة Susan G. Komen Career Catalyst Research (CCR16377813 إلى BGD) ، ومنحة باحث أبحاث جمعية السرطان الأمريكية (RSG-19-126-01 إلى BGD) ، وبرنامج أبحاث سرطان الثدي النادر والعدواني في ولاية تكساس. مدعوم أيضا جزئيا من قبل دعم مركز السرطان (Core) Grant P30 CA016672 من المعهد الوطني للسرطان ، المعاهد الوطنية للصحة ، إلى مركز إم دي أندرسون للسرطان بجامعة تكساس.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Cell Culture
1000 µL pipette tip filteredGenesee Scientific23430
10 mL Serological PipetsGenesee Scientific12-112
Antibiotic-antimycotic Thermo Fisher Scientific152400621%
Centrifuge tubes 15 mL bulkGenesee Scientific28103 
Corning  500 mL Hams F-12 Medium [+] L-glutamineGIBICO Inc. USAMT10080CV
Countess II Automated Cell Counter (Invitrogen)Thermo Fisher ScientificAMQAX1000
1x DPBSThermo Fisher Scientific21-031-CV
Eppendorf centufuge 5810REppendorf 
Fetal bovine serum (FBS)GIBICO Inc. USA1600004410%
Fisherbrand  Sterile Cell Strainers (40 μm)Thermo Fisher Scientific22-363-547
HydrocortisoneSigma-AldrichH08881 µg/mL
Insulin Thermo Fisher Scientific125850145 µg/mL
Invitrogen Countess Cell Counting Chamber SlidesThermo Fisher ScientificC10228 
MDA-IBC3 cell linesMD Anderson Cancer CenterGenerated by Dr. Woodward's lab24
Luciferase–green fluorescent protein (Luc–GFP) plasmidSystem BiosciencesBLIV713PA-1
microtubes clear sterile 1.7 mLGenesee Scientific24282S
Olympus 10 µL Reach Barrier Tip, Low Binding, Racked, SterileGenesee Scientific23-401C 
TC Treated Flasks (T75), 250mL, VentGenesee Scientific25-209
Trypan Blue Stain (0.4%) for use with the Countess Automated Cell CounterThermo Fisher ScientificT10282
Trypsin-EDTA (0.25%), phenol redThermo Fisher Scientific25200114
Tail vein injection
C.B-17/IcrHsd-Prkdc scid Lyst bg-J - SCID/BeigeEnvigoSCID/beige mice
BD Insulin Syringe with the BD Ultra-Fine Needle 0.5mL 30Gx1/2" (12.7mm)BD328466
Plas Labs  Broome-Style Rodent RestrainersPlas Labs 551BSRR01-288-32AOrder fromThermo Fisher Scientific
Volu SolSupplier Diversity Partner Ethanol 95% SDA (190 Proof)Thermo Fisher Scientific5042087270 % used
Imaging
BD Lo-Dose  U-100 Insulin SyringesBD329461
Disposable PES Filter Units 0.45 µmFisherbrandFB12566501filter system to sterilize the D-luciferin
D-LuciferinBiosynthL8220-1gstock concentration = 47.6 mM (15.15 mg/mL); use concentration = 1.515 mg/mL
1.7 mL microtube amberGenesee Scientific24-282AM
IsofluranePatterson VeterinaryNDC-14043-704-06Liquid anesthetic for use in anesthetic vaporizer
IVIS 200 PerkinElmermachine for luciferase imaging, up to 5 mice imaging at the same time, with anesthesia machine
Plastic Containers with Lids Fisherbrand02-544-127
Tissue CassettesThermo Scientific1000957
Webcol Alcohol Prep Covidien6818
Stereomicroscope Imaging
Stereomicroscope AZ100 Nikonmodel AZ-STGEsoftware NIS-ELEMENT
Formalin 10%Fisher ChemicalSF100-4
TC treated dishes 100x20 mmGenesee Scientific25202

References

  1. Achrol, A. S., et al. Brain metastases. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 5 (2019).
  2. Nayak, L., Lee, E. Q., Wen, P. Y. Epidemiology of brain metastases. Current Oncology Report. 14 (1), 48-54 (2012).
  3. Lowery, F. J., Yu, D. Brain metastasis: Unique challenges and open opportunities. Biochimica et Biophysica Acta Review Cancer. 1867 (1), 49-57 (2017).
  4. Brufsky, A. M., et al. Central nervous system metastases in patients with HER2-positive metastatic breast cancer: incidence, treatment, and survival in patients from registHER. Clinical Cancer Research. 17 (14), 4834-4843 (2011).
  5. Valiente, M., et al. The evolving landscape of brain metastasis. Trends in Cancer. 4 (3), 176-196 (2018).
  6. Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459 (7249), 1005-1009 (2009).
  7. Woditschka, S., et al. DNA double-strand break repair genes and oxidative damage in brain metastasis of breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (7), (2014).
  8. Palmieri, D., et al. Vorinostat inhibits brain metastatic colonization in a model of triple-negative breast cancer and induces DNA double-strand breaks. Clinical Cancer Research. 15 (19), 6148-6157 (2009).
  9. Kim, S. J., et al. Astrocytes upregulate survival genes in tumor cells and induce protection from chemotherapy. Neoplasia. 13 (3), 286-298 (2011).
  10. Zhang, S., et al. SRC family kinases as novel therapeutic targets to treat breast cancer brain metastases. Cancer Research. 73 (18), 5764-5774 (2013).
  11. Valiente, M., et al. Serpins promote cancer cell survival and vascular co-option in brain metastasis. Cell. 156 (5), 1002-1016 (2014).
  12. Gril, B., et al. Effect of lapatinib on the outgrowth of metastatic breast cancer cells to the brain. Journal of the National Cancer Institute. 100 (15), 1092-1103 (2008).
  13. Gril, B., et al. Pazopanib reveals a role for tumor cell B-Raf in the prevention of HER2+ breast cancer brain metastasis. Clinical Cancer Research. 17 (1), 142-153 (2011).
  14. Palmieri, D., et al. Profound prevention of experimental brain metastases of breast cancer by temozolomide in an MGMT-dependent manner. Clinical Cancer Research. 20 (10), 2727-2739 (2014).
  15. Priego, N., et al. STAT3 labels a subpopulation of reactive astrocytes required for brain metastasis. Nature Medicine. 24 (7), 1024-1035 (2018).
  16. Debeb, B. G., et al. miR-141-mediated regulation of brain metastasis from breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 108 (8), (2016).
  17. Chang, S., Parker, S. L., Pham, T., Buzdar, A. U., Hursting, S. D. Inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program of the National Cancer Institute, 1975-1992. Cancer. 82 (12), 2366-2372 (1998).
  18. Hance, K. W., Anderson, W. F., Devesa, S. S., Young, H. A., Levine, P. H. Trends in inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program at the National Cancer Institute. Journal of National Cancer Institute. 97 (13), 966-975 (2005).
  19. Dirix, L. Y., Van Dam, P., Prove, A., Vermeulen, P. B. Inflammatory breast cancer: Current understanding. Current Opinion in Oncology. 18 (6), 563-571 (2006).
  20. Wang, Z., et al. Pattern of distant metastases in inflammatory breast cancer - A large-cohort retrospective study. Journal of Cancer. 11 (2), 292-300 (2020).
  21. Uemura, M. I., et al. Development of CNS metastases and survival in patients with inflammatory breast cancer. Cancer. 124 (11), 2299-2305 (2018).
  22. Smith, D. L., Debeb, B. G., Thames, H. D., Woodward, W. A. Computational modeling of micrometastatic breast cancer radiation dose response. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 96 (1), 179-187 (2016).
  23. Fukumura, K., et al. Multi-omic molecular profiling reveals potentially targetable abnormalities shared across multiple histologies of brain metastasis. Acta Neuropathol. , (2021).
  24. Klopp, A. H., et al. Mesenchymal stem cells promote mammosphere formation and decrease E-cadherin in normal and malignant breast cells. PLoS One. 5 (8), 12180 (2010).
  25. Villodre, E. S., et al. Abstract P3-01-10: Ndrg1-egfr axis in inflammatory breast cancer tumorigenesis and brain metastasis. Cancer Research. 80 (4), 10 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

168

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved