JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تصف هذه المخطوطة بروتوكولا مفصلا لإنتاج صفائف من العضلات الهيكلية البشرية ثلاثية الأبعاد والمصب طفيف التوغل في المقايسات الموضعية للوظيفة، بما في ذلك تحليل القوة المتقلصة ومناولة الكالسيوم.

Abstract

ثلاثي الأبعاد (3D) في نماذج المختبر من العضلات الهيكلية هي تقدم قيمة في البحوث الطبية الحيوية لأنها توفر الفرصة لدراسة إصلاح العضلات والهيكل العظمي وظيفة في شكل قابل للتطوير التي هي قابلة للتلاعب التجريبية. نظم 3D زراعة العضلات مرغوب فيه لأنها تمكن العلماء من دراسة العضلات الهيكل العظمي ex vivo في سياق الخلايا البشرية. 3D في نماذج المختبر تحاكي عن كثب جوانب من بنية الأنسجة الأصلية للعضلات الهيكل العظمي الكبار. ومع ذلك ، فإن تطبيقها العالمي محدود بسبب توافر منصات بسيطة الصنع والتكلفة وسهلة الاستخدام ، وتسفر عن كميات عالية نسبيا من أنسجة العضلات الهيكلية البشرية. بالإضافة إلى ذلك ، نظرا لأن العضلات الهيكلية تلعب دورا وظيفيا مهما يضعف بمرور الوقت في العديد من حالات المرض ، فإن منصة تجريبية لدراسات microtissue هي الأكثر عملية عندما يمكن إجراء قياسات قوة الكالسيوم العابرة والمتقلصة طفيفة التوغل مباشرة داخل المنصة نفسها. في هذا البروتوكول ، يتم وصف تصنيع منصة 96 جيدا المعروفة باسم "MyoTACTIC" ، والإنتاج الجماعي للعضلات الهيكلية البشرية ثلاثية الأبعاد (hMMTs). وبالإضافة إلى ذلك، يتم الإبلاغ عن أساليب لتطبيق الحد الأدنى من الغازية من التحفيز الكهربائي التي تمكن القياسات المتكررة لقوة العضلات الهيكل العظمي والتعامل مع الكالسيوم من كل microtissue مع مرور الوقت.

Introduction

العضلات الهيكل العظمي هي واحدة من الأنسجة الأكثر وفرة في جسم الإنسان ويدعم وظائف الجسم الرئيسية مثل الحركة، وهوستاسيس الحرارة والتمثيل الغذائي1. تاريخيا، تم استخدام نماذج حيوانية وأنظمة ثنائية الأبعاد (ثنائية الأبعاد) لدراسة العمليات البيولوجية ومسببات الأمراض، وكذلك لاختبار المركبات الدوائية في علاج أمراض العضلات الهيكلية2،3. في حين أن النماذج الحيوانية قد تحسنت كثيرا معرفتنا العضلات الهيكل العظمي في الصحة والمرض، وقد أعاقت تأثيرها الترجمي من ارتفاع التكاليف والاعتبارات الأخلاقية والاختلافات بين الأنواع2،4. في التحول إلى النظم القائمة على الخلايا البشرية لدراسة العضلات الهيكلية ، وأنظمة زراعة الخلايا 2D مواتية بسبب بساطتها. ومع ذلك، هناك قيد. هذا الشكل غالبا ما يفشل في تلخيص الخلية الخلية والتفاعلات مصفوفة الخلية خارج الخلية التي تحدث بشكل طبيعي داخل الجسم5،6. على مدى السنوات القليلة الماضية، ظهرت نماذج العضلات الهيكلية ثلاثية الأبعاد (3D) كبديل قوي لنماذج الحيوانات بأكملها وأنظمة الثقافة التقليدية ثنائية الأبعاد من خلال السماح بنمذجة العمليات ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية والمرضية ex vivo7،8. في الواقع، وقد ذكرت مجموعة كبيرة من الدراسات استراتيجيات لنموذج العضلات الهيكل العظمي البشري في شكل ثقافة 3D الاصطناعيةالحيوية 1. أحد القيود بالنسبة للعديد من هذه الدراسات هو أن القوة النشطة يتم قياسها كميا بعد إزالة أنسجة العضلات من منصات الثقافة والتعلق بمحول القوة ، وهو أمر مدمر وبالتالي ، يقتصر على العمل كمقاير نقطة النهاية9و10و11و12و13و14و15و16و17و18 ,19,20,21. وقد صممت نظم أخرى الثقافة التي تسمح لأساليب غير الغازية لقياس القوة النشطة، ولكن ليست كلها قابلة لتطبيقات اختبار جزيء عالية المحتوى7،8،9،10،14،18،22،23،24،25،26،27،28 ,29.

يصف هذا البروتوكول طريقة مفصلة لتصنيع العضلات البشرية microtissues (hMMTs) في العضلات الهيكلية (ميو) microTissue صفيف deviCe للتحقيق forCe (MyoTACTIC) منصة; جهاز لوحة 96 جيدا التي تدعم إنتاج الجزء الأكبر من 3D العضلات الهيكل العظمي microtissues30. تمكن طريقة تصنيع لوحة MyoTACTIC من توليد لوحة ثقافة 96 جيدا متعددة الديمثيلسيلوكسيان (PDMS) وجميع ميزات البئر المقابلة في خطوة صب واحدة ، حيث يتطلب كل بئر عددا صغيرا نسبيا من الخلايا لتشكيل microtissue. Microtissues شكلت داخل MyoTACTIC تحتوي على الأنابيب المحاذاة، المخططة، والمتعددة النوى التي هي استنساخها من بئر إلى بئر من الجهاز، وعند النضج، يمكن أن تستجيب للمحفزات الكيميائية والكهربائية في الموقع30. هنا، يتم تحديد ومناقشة تقنية تصنيع جهاز لوحة ثقافة PDMS MyoTACTIC من نسخة طبق الأصل البولي يوريثين (PU)، وهي طريقة محسنة لتنفيذ خلايا السلف الميوجينية البشرية الخالدة لتصنيع hMMTs، والتقييم الوظيفي لتوليد قوة hMMT المهندسة وخصائص مناولة الكالسيوم.

Protocol

1. PDMS تصنيع لوحة MyoTACTIC

ملاحظة: PDMS تصنيع لوحة MyoTACTIC يتطلب قالب سلبي PU، والتي يمكن تصنيعها كما وصف سابقا30. تم توفير ملف SolidWorks للتصميم بمساعدة الكمبيوتر (CAD) لتصميم لوحة MyoTACTIC على GitHub (https://github.com/gilbertlabcode/MyoTACTIC-SolidWork-CAD-file).

  1. إعداد ~ 110 غرام من محلول البوليمر PDMS في كوب من البلاستيك المتاح في نسبة 1:15 من مونومر إلى عامل المعالجة باستخدام المكونات في عدة الاستومر السيليكون. تحريك محلول البوليمر لمدة 2-3 دقائق باستخدام ماصة مصلية 5 مل المتاح حتى مختلطة تماما ومتجانسة.
    تنبيه: تجنب ملامسة محلول البوليمر PDMS مع الجلد والعينين؛ وتجنب استنشاق. ارتدي دائما معطف المختبر والقفازات القابلة للتصرف عند التعامل مع خليط PDMS السائل والرجوع إلى ورقة بيانات السلامة (SDS) لبروتوكولات أمان محددة.
    ملاحظة: حماية أسطح المعدات (على سبيل المثال، مقياس، أعلى مقاعد البدلاء، الخ) مع غطاء المتاح في حالة تسرب محلول البوليمر PDMS.
  2. ديغا الخليط في درجة حرارة الغرفة عن طريق وضع الكأس داخل غرفة فراغ benchtop متصلة مضخة فراغ الجافة واجب القياسية ل ~ 30 دقيقة، أو حتى تتم إزالة جميع الفقاعات. كسر الفراغ كل 5-10 دقيقة للمساعدة في إزالة الغاز. استخدام فارغة 50 مل برميل حقنة لإغراق الهواء وتفجير أي فقاعات المتبقية على سطح خليط البوليمر حسب الحاجة.
    ملاحظة: يمكن استخدام قطعة من أنابيب الهوية مقاس 6.35 مم لتوصيل طرف ماصة P1250 بالبرميل لتحسين سرعة ودقة تيار الهواء.
  3. في حين أن محلول البوليمر PDMS هو إزالة الغاز ، وإزالة أي قطعة من بقايا PDMS انضمت إلى قالب PU السلبية عن طريق مسح بلطف أسفل الحواف والسطح مع منشفة ورقية جافة. استخدام مرفق الهواء المضغوط، تعيين إلى 70-100 كيلو باسكال لإزالة الجسيمات الدقيقة المتبقية.
    ملاحظة: حماية العفن السلبي PU من التلف ومن تراكم الجسيمات عن طريق وضعه في كيس بلاستيكي قابل للغلق وتخزينه داخل درج محمي من حركة المرور المختبرية.
  4. ضع قالب PU في غطاء كيميائي تمت حمايته بغطاء يمكن التخلص منه. الوقوف القالب أفقيا في ~ 75 درجة ورذاذ السطح النشط مع طبقة حتى من وكيل الافراج عنهم. رش القالب من أعلى إلى أسفل، ثم من اليسار إلى اليمين، في حين عقد يمكن 15-20 سم من القالب واستخدام السائل ذهابا وإيابا حركة كاسحة. تدوير القالب 180 درجة وتكرار الرش، ثم السماح للقالب PU الجلوس في غطاء محرك السيارة الكيميائية لمدة 10-15 دقيقة لتجف.
    تنبيه: تأكد من استخدام عامل الإطلاق داخل غطاء الدخان الكيميائي، وتجنب ملامسة الجلد والعينين، والإشارة إلى ورقة بيانات السلامة (SDS) لبروتوكولات أمان محددة
    ملاحظة: يحتاج الفيلم الرقيق إلى تغطية السطح النشط بالكامل ، ولكن يمكن نقل الطلاء المفرط إلى PDMS في الخطوة التالية ، والتي يمكن أن تؤثر بدورها سلبا على بذر hMMT. يجب أن يشعر السطح بقعة لمسة ولكن ليس الرطب.
  5. صب 100 غرام من PDMS بالتساوي في قالب PU ومكان داخل غرفة فراغ متصلة مضخة فراغ ريشة دوارة. ديغا العفن PDMS مليئة ~ 45 دقيقة، وكسر ختم فراغ كل 5-10 دقيقة لأول 20 دقيقة لتسريع العملية. اترك داخل غرفة الفراغ حتى يصبح خليط PDMS خاليا تماما من جميع الفقاعات.
    ملاحظة: يتم استخدام مضخة فراغ ريشة دوارة لتحقيق فراغ أقل وتقليل الوقت اللازم لهذه الخطوة. يمكن إجراء إزالة الغاز من القالب المملوء ب PDMS باستخدام غرفة فراغ سطح المقعد ومضخة الفراغ الجاف القياسية ، ومع ذلك ، فإن الوقت لإبطال خليط جميع الفقاعات سيكون أطول. ما هو ضروري هو إزالة جميع الفقاعات من محلول البوليمر PDMS ، خاصة في تلك المناطق التي من المقرر أن تصبح وظائف تثبيت hMMT. فقاعات في هذه المنطقة سوف يؤدي إلى كسر مرساة آخر، وفقدان الآبار الثقافة، وبالتالي يؤدي إلى قطعة صغيرة من PDMS المتبقية إسفين في القالب.
  6. نقل العفن PU PDMS مليئة degassed إلى فرن 65 درجة مئوية، واحتضان بين عشية وضحاها لعلاج المطاط السائل.
  7. إزالة لوحة PDMS الشفاء إيجابية من الفرن وتبريد لوحة في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  8. مع مشرط بدون شفرة، فصل PDMS الشفاء بلطف من قالب PU عن طريق تشغيل الجزء الخلفي من المقبض بين PDMS وجدران القالب. تبدأ على طول الحافة العليا وفصل جميع الجوانب 4، قبل دفع وصولا الى قاعدة القالب وفصل هذا الجزء. هذه الخطوة كاملة عندما الجزء الخلفي من مقبض بسلاسة بين PDMS وجميع الجدران 4 من قالب PU.
    ملاحظة: اعمل ببطء وبعناية مع المشرط الخالي من الشفرات لمنع تكسير قالب PU أو تمزيق PDMS. يجب أن تستغرق هذه الخطوة 15-20 دقيقة.
  9. بدءا من نهاية واحدة، استخدم مشرط بدون شفرة لرفع حافة PDMS وأصابع العمل بين لوحة ثقافة PDMS المعالجة وقالب PU. ثم، وذلك باستخدام كلتا يديه، ودفع أصابع أخرى تحت لوحة، تقشير ببطء صعودا والخروج من قالب PU.
    ملاحظة: العمل ببطء واستخدام كلتا يديه لتقشير بالتساوي لوحة. تقليل الانحناء للحد من احتمال كسر مرساة آخر. يجب أن تستغرق هذه الخطوة 5-10 دقائق.
  10. استخدام شفرة حلاقة حافة واحدة لقطع لوحة إلى مجموعات من 6 ± 2 آبار MyoTACTIC (الشكل 1) لأغراض بذر الأنسجة. ضع لوحات MyoTACTIC الكاملة ، أو أجزاء اللوحة ، في كيس تعقيم أداة وautoclave لدورة جافة 25 دقيقة (20 دقيقة من وقت التعقيم ، و 5 دقائق من الوقت الجاف) عند 120 درجة مئوية و 100-140 كيلو باسكال.

2. ثقافة خلايا السلف الميوبلاست البشرية الخالدة

ملاحظة: تم الحصول على الخلايا الميوبلاستية الخالدة المستخدمة في هذا البروتوكول من معهد دي مولوجي (باريس، فرنسا)31.

  1. الحصول على قارورة واحدة من الخلايا المجمدة من ديوار النيتروجين السائل وذوبان سريع القارورة في حمام الماء 37 درجة مئوية (في أقل من 1 دقيقة). يتم تجميد الخلايا بكثافة 7.5 × 105 خلايا لكل 1 مل من وسائل التجميد تتكون من 90٪ مصل البقر الجنيني (FBS) و 10٪ كبريتسيد ثنائي ميثيل (DMSO).
  2. نقل محتويات القارورة برفق إلى أنبوب مخروطي سعة 15 مل يحتوي على 9 مل من متوسط الغسيل الدافئ مسبقا يتكون من 89٪ DMEM 1x و 10٪ FBS و 1٪ Pen/Strep لتخفيف DMSO. تدور أنبوب مخروطي 15 مل في 400 × ز لمدة 10 دقيقة ومن ثم يستنشق بعيدا وسائل الإعلام مع الحرص على تجنب بيليه الخلية.
  3. Resuspend بيليه في 1 مل من وسائل الإعلام النمو تتكون من 84٪ الهيكل العظمي العضلات الخلية القاعدية المتوسطة مع الهيكل العظمي نمو الخلايا العضلات المتوسطة الملحق ميكس، 15٪ FBS و 1٪ القلم / ستريب ومن ثم نقل إلى أنبوب مخروطي 50 مل مع 29 مل من وسائل الإعلام النمو.
  4. نقل 10 مل من الوسائط التي تحتوي على ما يقرب من 2.5 × 105 خلايا إلى طبق ثقافة الخلية 100 ملم × 20 ملم. كرر هذه الخطوة مع المتبقية 20 مل من حل الخلية. ثم نقل أطباق زراعة الخلايا إلى حاضنة ثقافة الخلية الرطبة تعيين إلى 37 درجة مئوية و 5٪ CO2.
  5. تحديث الوسائط الثقافية كل يومين. ثقافة الخلايا حتى أنها تحقق ~ 70٪ -80٪ التقاء (عادة 4-5 أيام)، وعند هذه النقطة يتم إعداد الخلايا للبذر. 1.5 × 105 خلايا مطلوبة لتوليد كل hMMT. لذلك، مرور الخلايا حسب الحاجة لتحقيق العدد المطلوب من الخلايا.
    ملاحظة: يجب ألا تتجاوز خطوط خلايا السلف الميوبلاستية الخالدة التقاء بنسبة 80٪ قبل بذر الخلايا في آبار MyoTACTIC أو تمرير الخلايا أو إعداد مخزون الفريزر. hMMTs ملفقة من الخلايا التي تجاوزت 80٪ التقاء غالبا ما تفشل في الوصول إلى النضج الانكماشي. إجراءات passaging متطابقة مع الطرق الموضحة أدناه في الخطوة 3.

3. البذر hMMTs هندسيا مع MyoTACTIC

  1. إعداد آبار الثقافة MyoTACTIC والكواشف للبذر hMMT.
    ملاحظة: يوفر هذا البروتوكول تفاصيل محددة لإنتاج 6 hMMTs.
    1. 2-3 ح قبل البذر الخلية، ووضع 6 جيدا MyoTACTIC جزء لوحة في طبق ثقافة الخلية 10 سم. إعداد كل ثقافة MyoTACTIC الفردية بشكل جيد عن طريق إضافة 100 ميكرولتر من محلول Pluronic F-127 بنسبة 5٪ في كل بئر. وضع الغطاء على طبق ثقافة 10 سم، وتطبيق البارافين لختم المسافة بين طبق 10 سم والغطاء، ومن ثم وضع لوحة 10 سم التي تحتوي على جزء MyoTACTIC في جهاز طرد مركزي مجهزة محول الدوار لوحة.
      ملاحظة: إذا لم يتوفر محول دوار لوحة الطرد المركزي ، يمكن استخدام طرف ماصة P20 لإزالة الفقاعات بعناية من خلف المشاركات ، وبالتالي ضمان أن سطح الثقافة بأكمله مغلف بالتساوي.
    2. جهاز الطرد المركزي في 1550 × ز لمدة 1 دقيقة لإزالة جميع الفقاعات داخل آبار الثقافة ، وخاصة وراء الوظائف. تخزين طبق ثقافة الخلية 10 سم التي تحتوي على جزء لوحة MyoTACTIC التي تحتوي على محلول Pluronic F-127 في 4 درجة مئوية حتى يتم إعداد الخلايا للبذر.
      ملاحظة: يمكن تطبيق طلاء Pluronic F-127 لأقل من 2 ساعة إلى ما يصل إلى 24 ساعة. على سبيل المثال، يمكن ملء الآبار بحل Pluronic F-127 في نهاية اليوم للاستخدام في اليوم التالي. لا تتجاوز 24 ساعة لأن هذا سيؤثر سلبا على إعادة عرض hMMT وتفشل في تشكيل الأنسجة السليمة التي تصل إلى مرحلة النضج الانكماشي.
    3. ببطء إذابة واحد 50 ميكرولتر الطابق السفلي غشاء استخراج aliquot واحد 10 ميكرولتر thrombin aliquot (100 U / مل حل الأسهم) على الجليد داخل غطاء محرك السيارة الثقافة.
      ملاحظة: لا إعادة تجميد الطابق السفلي غشاء استخراج aliquots. فهي ذات استخدام واحد. الثرومبين aliquots قابلة لإعادة الاستخدام، وبالتالي، إعادة تجميد ما يصل إلى 5 مرات بعد الاستخدام.
    4. تزن ~ 7 ملغ من الفيبرينوجين مسحوق في أنبوب 1.5 مل من أجهزة الطرد الدقيق ومن ثم نقل إلى غطاء محرك السيارة ثقافة الخلية. إضافة 700 ميكرولتر من 0.9٪ (wt/vol) محلول NaCl في الماء (أو محلول ملحي) للوصول إلى محلول تركيز نهائي 10 ملغم/مل. لا دوامة الفيبرينوجين لتذوب، بدلا من ذلك وضع الأنبوب في حاضنة ثقافة الخلية 37 درجة مئوية لمدة 3-5 دقائق.
    5. إزالة ونفض الغبار عن أنبوب بلطف، ثم نبض تدور الحل الذائب في جهاز طرد مركزي صغير benchtop (microfuge) والعودة إلى غطاء محرك السيارة الثقافة. فلتر محلول الفيبرينوجين باستخدام حقنة 1 مل مجهزة بمرشح حقنة 0.22 ميكرومتر. نقل محلول الفيبرينوجين الذائب إلى الجليد جنبا إلى جنب مع استخراج غشاء الطابق السفلي وaliquots thrombin.
    6. وأخيرا، إعداد وسائل الإعلام البذر hMMT التي سيتم إدخالها إلى آبار الثقافة بعد بذر الأنسجة. تحتوي هذه الوسائط على هيكل عظمي العضلات الخلية القاعدية المتوسطة تكملها 20٪ FBS, 1٪ P /S و 3٪ 6-حمض أمينوكابرويك (ACA; 1.5 يتم تحقيق التركيز النهائي ملغ/ مل عن طريق التخفيف من محلول الأسهم 50 ملغ / مل; يتم التعبير عن ٪ كما v/v). قم بتدفئة الوسائط مسبقا عند 37 درجة مئوية قبل الاستخدام.
  2. إعداد خلايا للبذر hMMT.
    1. جمع لوحات ثقافة الخلية من حاضنة الثقافة. يستنشق الوسائط من كل لوحة، ثم يغسل الخلايا مرة واحدة مع D-PBS بإضافة 5 مل من D-PBS في كل لوحة ثقافة. المقبل يستنشق D-PBS وفصل الخلايا عن طريق إضافة 1 مل من 0.25٪ تريبسين-EDTA في كل طبق الثقافة. ضع في حاضنة ثقافة الخلية لمدة 3 دقائق.
    2. وقف التريبسين بإضافة 3 مل غسل المتوسطة (89٪ من 1x DMEM + 10٪ FBS + 1٪ القلم / ستريب) إلى طبق الثقافة. نقل محلول الخلية إلى أنبوب مخروطي الحجم بشكل مناسب، ومن ثم بيليه الخلايا عن طريق الطرد المركزي في 400 × ز لمدة 10 دقيقة. يستنشق وسائل الإعلام مع الحرص على تجنب بيليه الخلية. ثم إعادة إنفاق بيليه الخلية في 1 مل من المتوسط غسل.
    3. عد الخلايا باستخدام مقياس الدم وصبغة زرقاء تريبان تحت المجهر برايتفيلد.
      إذا كنت تستخدم لوحات متعددة من الخلايا، وهذا التعليق الخلية تكون مركزة جدا. تعليق الخلايا المخففة قبل العد حسب الحاجة.
    4. بما أن كل نسيج يتطلب 150,000 خلية أعيد إنفاقها في 15 ميكرولتر من خليط المصفوفة خارج الخلية (ECM)، فإن هناك حاجة إلى 900,000 خلية في 90 ميكرولتر من خليط ECM ل 6 أنسجة. لحساب فقدان محلول الخلية ECM الذي يحدث أثناء عملية التحضير بسبب تكوين الفقاعة أو فقدان المصة ، قم بإعداد خليط إضافي من الخلية ECM (أي 8 أنسجة ، أو 1200000 خلية في 120 ميكرولتر من ECM). نقل حجم تعليق الخلية التي تحتوي على 1,200,000 الخلايا في أنبوب مخروطي جديد. زيادة حجم إلى 10 مل مع المتوسطة غسل وتدور في 400 × ز لمدة 10 دقيقة.
    5. بينما تدور الخلايا لأسفل، قم بإعداد خليط ECM سعة 150 ميكرولتر في أنبوب طرد مركزي صغير سعة 1.5 مل باستخدام الوصفة التالية. أولا إضافة 60 ميكرولتر من DMEM (40٪ حجم), ثم إضافة 60 ميكرولتر من فيبرينوجين 10 ملغ / مل حل (40٪ حجم) وأخيرا إضافة 30 ميكرولتر من استخراج غشاء الطابق السفلي (20٪ حجم). تخزين خليط ECM على الجليد حتى الاستخدام.
      ملاحظة: استخدم دائما نصائح مبردة مسبقا عند -20 درجة مئوية عند العمل مع حلول تحتوي على مستخلص غشاء الطابق السفلي. خليط ECM يحتوي على 4 ملغم / مل من الفيبرينوجين.
  3. البذر hMMTs
    1. جمع أنبوب مخروطي يحتوي على نسج أسفل الخلايا و يستنشق وسائل الإعلام مع الحرص على تجنب بيليه الخلية. نفض الغبار بقوة نهاية الأنبوب مع إصبع قفاز لطرد بيليه ومواصلة الخفقان حتى بيليه يظهر كما الطين الخلية.
      ملاحظة: من المهم أن يستنشق أكبر قدر ممكن من وسائل الإعلام غسل لضمان تعليق الخلية ECM هو في التخفيف المطلوب. استخدام ماصة لإزالة وسائل الإعلام غسل المتبقية إذا لزم الأمر.
    2. نقل 120 ميكرولتر من محلول ECM إلى الأنبوب الذي يحتوي على بيليه الخلية. ماصة صعودا وهبوطا لإعادة إنفاق الخلايا بدقة داخل ECM لتوليد تعليق خلية واحدة. ماصة ببطء وبعناية لتجنب إدخال فقاعات، والتي من شأنها أن تقلل من حجم العمل. ثم ضع محلول ECM الخلية على الجليد حتى الاستخدام.
    3. استرداد أجزاء لوحة MyoTACTIC التي تحتوي على آبار مطلية Pluronic F-127 MyoTACTIC من الثلاجة 4 درجة مئوية ووضع طبق 10 سم التي تحتوي على آبار MyoTACTIC على رأس كيس الثلج داخل غطاء محرك السيارة ثقافة الخلية.
    4. يستنشق حل Pluronic F-127 من كل بئر. وPDMS مسامية وسوف تمتص محلول Pluronic F-127، وخاصة إذا تم نسج لوحات أسفل مع جهاز طرد مركزي. السماح المتبقية Pluronic F-127 حل للافراج عن وتسوية إلى الجزء السفلي من البئر عن طريق السماح لل آبار الجلوس لمدة 5 دقائق، ثم يستنشق مرة أخرى.
      ملاحظة: استخدام ماصة باستور مع طرف p1250 المرفقة في نهاية، وطرف p200 على طرف p1250 عند قرصنة الحل Pluronic F-127. وهذا من شأنه أن يحسن الدقة لمنع الطموح العرضي لهياكل البريد. تجنب كشط منطقة البذر الخلايا على شكل بركة البيضاوي في الجزء السفلي من البئر مع ماصة لأن هذا يعطل طلاء Pluronic F-127 ويتداخل مع عملية التنظيم الذاتي hMMT. التقنية المناسبة هي تحوم طرف ماصة فقط على حمام السباحة البيضاوي في حين أسبيراتينغ حل Pluronic F-127.
    5. ماصة تعليق الخلية ECM بعناية لإعادة إنفاق أي الخلايا التي قد غرقت إلى الجزء السفلي من الأنبوب. ثم نقل 105 ميكرولتر من تعليق الخلية ECM في أنبوب جديد، مبردة مسبقا 1.5 مل. الحرص على فهم أنبوب قريبة من أعلى لمنع الحل من الاحترار.
    6. إضافة 0.84 ميكرولتر من محلول الأسهم الثرومبين U/mL 100 إلى تعليق الخلية ECM 105 ميكرولتر للوصول إلى تركيز نهائي قدره 0.2 U/mg من الفيبرينوجين. Pipette بسرعة، بعناية، و تماما لخلط، مع تجنب إدخال فقاعات.
      ملاحظة: يبدأ ثروبين التحويل السريع للفيبرينوجين إلى جلطة الفيبرين. على هذا النحو، هناك وقت محدود لزرع الأنسجة على إضافة الثرومبين. لتجنب التخثر المبكر قبل نقل خليط الخلية ECM إلى آبار الثقافة ، قم بتعيين ماصة P20 إلى 15 ميكرولتر قبل إضافة الثرومبين. استخدام نصائح المبردة مسبقا أو تراجع غيض ماصة في الجليد الباردة DMEM لبضع ثوان قبل جمع ونقل 15 ميكرولتر من خليط الخلية ECM في كل بئر. ومن أفضل الممارسات لإعداد خليط الخلية ECM aliquots بحيث لا يتم بذر أكثر من 6 hMMTs في وقت واحد.
    7. لإضافة 15 ميكرولتر من خليط الخلايا -ECM (أي 150,000 خلية) إلى كل بئر على حدة. إضافة بعناية خليط الخلية ECM إلى وسط حمام السباحة البيضاوي وتجنب الضغط على طرف ماصة في الجزء السفلي من البئر. ثم، مع اثنين من الاقتراحات الخفيفة، ونشر تعليق الخلية وراء كل وظيفة في البئر. مرة واحدة هو المغلفة بالتساوي السطح في تعليق الخلية ECM، والانتقال إلى البئر المقبل.
      ملاحظة: العمل بكفاءة لتجنب هلام سابق لأوانه من خليط الخلية ECM في الأنبوب قبل أن يتم بذر جميع الأنسجة. عند بذر الآبار، من المهم للغاية تجنب نقل الفقاعات حيث أن الفقاعة ستتداخل مع إعادة عرض hMMT، مما يجعل hMMT غير قابل للاستخدام.
    8. ضع الغطاء على لوحة زراعة 10 سم التي تحتوي على الآبار المصنفة ونقلها إلى حاضنة زراعة الأنسجة 37 درجة مئوية لمدة 5 دقائق تقريبا.
      ملاحظة: ضع أنبوب الطرد المركزي الدقيق مع خليط الخلية ECM المتبقي في الحاضنة كب التأكيد على عملية بلمرة الجل.
    9. بعد أن يبوليمر خليط الخلية ECM ، أضف 200 ميكرولتر من وسائط البذر hMMT قبل الحرب إلى كل بئر MyoTACTIC. استبدل الغطاء الموجود على طبق 10 سم ثم أعد أجزاء طبق MyoTACTIC ضمن طبق 10 سم إلى الحاضنة. يشار إلى هذه النقطة الزمنية باسم اليوم -2. لا تزعج الأنسجة حتى الخطوة التالية.
  4. التمييز بين hMMTs
    1. بعد يومين من الحضانة، إزالة وسائل الإعلام البذر hMMT بعناية باستخدام ماصة واستبدالها مع 200 ميكروغرام من وسائل الإعلام التمايز قبل الحرب التي تحتوي على 2٪ مصل الحصان، 1٪ القلم / ستريب، 4٪ ACA (أي، 2 ملغ / مل التركيز النهائي من تركيز المخزون من 50 ملغ / مل؛ يتم التعبير عن ٪ كما v /v) و 10 ميكروغرام / مل الإنسان الأنسولين المؤتلف في DMEM. ويشار إلى هذه النقطة الزمنية باسم اليوم 0 من التمايز.
    2. كل يومين بعد ذلك ، وتبادل نصف وسائل الإعلام مع وسائل الإعلام التمايز جديدة حتى اليوم 12 من التمايز ، في اليوم الأخير من الثقافة(الشكل 2a).
      ملاحظة: تم نشر تفاصيل بروتوكول لتصنيع hMMTs باستخدام myoblasts الإنسان الأولية في مكان آخر30. إذا كانت هناك مخاوف بشأن بقاء الخلية بعد البذر، واحتضان hMMTs مع كالسين والبروبيديوم يوديد لقياس الجدوى.

4. التحفيز الكهربائي وتحليل انحراف آخر الناجمة عن hMMT

  1. إعداد الزجاج السفلي واضحة أو البلاستيك جبل المرحلة على المجهر المقلوب وإرفاق كاميرا الهاتف الذكي إلى العدسة المجهر باستخدام جبل المجهر الكاميرا. سيتم استخدام المجهر التباين المرحلة في التكبير 10x (الشكل 3a).
    ملاحظة: أي المجهر النقيض المرحلة مقلوب تجهيزها مع هدف التكبير 10x سيكون من المناسب. سيتم إزالة بناء بئر PDMS من طبق 10 سم ووضعه مباشرة على جبل المرحلة السفلية الواضحة ، وبالتالي ، مفتوح في الهواء. تعقيم جميع الأسطح والمعدات مع الإيثانول 70٪ وتقليل حركة المرور في المنطقة أثناء التجريب.
  2. لإعداد أقطاب التحفيز الكهربائي، وقطع ~ 30 سم من الأسلاك النحاسية المغلفة بالقصدير. ثم، بدءا من محور إبرة شطبة العادية 25 G، التفاف ~ 10 سم من السلك بإحكام حول النصف العلوي، وترك ~ 20 سم من الأسلاك الزائدة. كرر لإبرة ثانية ثم قطع المحور قبالة كل إبرة.
    ملاحظة: يجب أن يكون السلك ضيقا حول الإبرة لضمان عدم تحركه ويجب ألا يلمس الجزء الملفوف من السلك الكهربائي PDMS لأن هذا يمكن أن يعوق توليد المجال الكهربائي.
  3. إرفاق BNC إلى كابل موصل مقطع التمساح إلى قناة الإخراج على مولد الموجي وتعيين القناة لنبضات مربعة مع دورة واجب 20٪، 5 V السعة (قوة المجال الكهربائي من 10 V /cm). وسيغير التردد بين 0.5 هرتز و20 هرتز لتقلصات الارتعاش والكزاز، على التوالي.
    ملاحظة: قد تتطلب إعدادات مولد الموجي التحسين الخاصة بالتجربة
  4. ضع جزء لوحة MyoTACTIC يحتوي على hMMTs على مرحلة المجهر وأدخل بلطف كل نهاية شطبة قطب كهربائي في PDMS خلف كل مشاركة مباشرة في المسبح البيضاوي. الشريط بعناية أسفل أقسام 20 سم من الأسلاك الزائدة إلى مرحلة المجهر بحيث الإبر لا تزال عمودية و ~ 10 سم من كل سلك لا يزال حرا للاتصال(الشكل 3a).
    تنبيه: لا تضع إصبعا عاريا على طرفي القطب الكهربائي. تأكد من ارتداء كشتبان على السبابة لتطبيق ضغط الضوء على القطب عند إدخاله في PDMS.
  5. ركز مجال الرؤية المجهري على أحد المشاركات، بحيث يكون التركيز حادا على حافة المنشور الأقرب إلى القطب الكهربائي. ثم قم بقفل تركيز كاميرا الهاتف الذكي على أوضح منطقة في المنشور. وهذا أمر مهم لتحليل المصب كتغير في التركيز أثناء التسجيل سوف تتداخل مع التحليل.
  6. قم بتوصيل النهايات الحرة للأسلاك المسجلة بمولد الموجي عبر مشابك التمساح(الشكل 3a).
  7. بدء تسجيل الفيديو على كاميرا الهاتف الذكي، ومن ثم تشغيل إخراج القناة لبدء التحفيز. حث hMMT للخضوع ل 3 نشل و 3 تقلصات الكزاز، مع 2 دقيقة من الراحة بين سلسلة التحفيز نشل والكزاز.
  8. إيقاف إخراج القناة، وفصل مقاطع التمساح من الأسلاك النحاسية المغلفة بالقصدير، وإزالة الشريط من الأسلاك، ومسح كل قطب كهربائي مع الإيثانول 70٪ قبل إدراجها في آبار hMMT اللاحقة. كرر الإجراء من الخطوة 4.5 لكافة hMMTs.
    ملاحظة: الحد من الوقت الذي تقضيه hMMTs خارج الحاضنة عن طريق تحفيز ما لا يزيد عن 3 أنسجة في كل مرة. إذا بقيت hMMTs إضافية داخل جزء لوحة MyoTACTIC ليتم تحليلها، أعد اللوحة إلى الحاضنة لمدة 10 دقائق للسماح ل hMMTs بالعودة إلى 37 درجة مئوية.
  9. لتحليل انحراف آخر وذلك لحساب الجيل قوة hMMT، استخدم البرنامج النصي المخصص، الذي تم توفيره على GitHub (https://github.com/gilbertlabcode/myoTACTIC). اتبع التعليمات الواردة في README.md لإعداد البرنامج النصي وإطلاقه، ثم افتح كل فيديو تتبع منشور لإجراء تحليل القوة.
  10. حدد منطقة الاهتمام (ROI) على طول حافة المنشور ليتم تعقبها لمرحلة ما بعد الترحيل. اضغط Enter لتأكيد عائد الاستثمار واضغط على Enter مرة أخرى لتشغيل البرنامج النصي(فيديو إضافي 1).
    ملاحظة: انحرافات كبيرة تتسبب في فشل تعقب. إذا فشل المتعقب أثناء الانكماش ، يمكن زيادة حجم عائد الاستثمار لجعل التتبع أقل حساسية ولكنه يسمح بتتبع الانحرافات الكبيرة. يتم توفير ثلاثة أحجام في التعليمات البرمجية ويمكن ضبطها عن طريق ضبط تعليقات البرنامج النصي.
  11. ينتهي البرنامج النصي مع اثنين من متطلبات الإدخال. أولا، أدخل y لتأكيد احتواء الفيديو على تقلصات متعددة. ثانيا، أدخل y (نعم) أو n (لا) لتصدير النتائج إلى . ملف CSV (فيديو تكميلي 1).
  12. تأكد من الإبلاغ عن نتائج انحراف المنشور كإزاحة بالبكسل لكل انكماش. تحويل وحدات البكسل إلى قيم μm لإعداد تكبير 10x المجهر. ثم، تحويل أرقام ما بعد الإزاحة إلى القوى العقدية المطلقة (μN) بضرب القيم (μm) بعامل تحويل القوة والإزاحة من 2.36 ميكرون / ميكرومتر، وهو ما يتوافق مع عامل المعالجة 1:15 إلى نسبة مونومر من PDMS المستخدمة في تصنيع MyoTACTIC30.

5. تحليل الكالسيوم عابرة باستخدام التحفيز الكهربائي

ملاحظة: لتجارب التعامل مع الكالسيوم، تم نقل الخلايا الميوبلاستية الخالدة بشكل ثابت مع مراسل MHCK7-GCAMP6 كما هو موضح سابقا11،12. تم فرز الخلايا المنقولة FACS لGFP للحصول على السكان إيجابية، ومن ثم تستخدم لتصنيع hMMTs. قد تكون الطرق البديلة لتصوير الكالسيوم مثل استخدام الأصباغ المترية مثل Fura-2 AM و Indo-1 أو التصوير مدى الحياة الفلوري لمؤشرات الكالسيوم (على سبيل المثال، Fluo-4 أو Oregon Green BAPTA1) قابلة لنظامنا.

  1. إعداد مرحلة المجهر ومعدات التحفيز (الأقطاب الكهربائية، مولد الموجي، الخ) كما هو موضح سابقا في الخطوة 4. لهذه التجربة، استخدم تكبير 4x.
    ملاحظة: ستكون هناك حاجة إلى غرفة مظلمة ومجهر فلورسينس مجهز بكاميرا CCD.
  2. قم بتشغيل برنامج تصوير المجهر، وحدد قناة فلتر FITC (الضوء الأزرق)، وحدد وظيفة تسجيل الأفلام. تعيين في التعرض من 500 مللي ثانية ودقة 680 × 510 (Binning 2x2).
    ملاحظة: قد تختلف برامج التصوير ويتم تعيين التعرض يدويا من قبل المستخدم. الحرص على تجنب hMMT على التعرض قبل التحفيز. في بقية, مخطط الأنسجة الداكنة / الظل مع مضان عفوية أمر طبيعي في حين أن صورة واضحة الأنسجة هو أكثر من التعرض (فيديو تكميلي 2). تأكد من أن التعرض متسق لجميع hMMTs داخل التجربة.
  3. أغلق مصراع المجهر وابق قناة FITC مطفأة حتى تصبح جاهزة لتسجيل معالجة الكالسيوم.
  4. عندما يتم إعداد جميع المعدات والبرامج، استرداد جزء لوحة MyoTACTIC التي تحتوي على hMMTs لتحليلها وتعيينها مباشرة على مرحلة المجهر. ثم أدخل الأقطاب الكهربائية وربطها كما هو موضح سابقا في الخطوة 4.
  5. استخدم brightfield لتركيز مجال الرؤية على مركز hMMT المحدد. ثم قم بإيقاف تشغيل المصباح.
  6. افتح مجهر مصراع قناة FITC، وتأكد من تشغيل الضوء الأزرق، ثم حدد سجل الأفلام في البرنامج.
  7. قم بتشغيل الإخراج على مولد الموجي لبدء التحفيز الكهربائي. حث hMMT للخضوع 8 نشل و 8 تقلصات الكزاز. السماح لمدة 2 دقيقة من الراحة بين سلسلة التحفيز نشل والكزاز، وخلال هذه الفترة مصراع FITC هو في موقف مغلق.
    ملاحظة: السماح لمدة 10 s من النشاط التلقائي قبل وبعد التحفيز الكهربائي لتسجيل الحد الأدنى من الفلورسينس لأغراض الحساب وتحليل البيانات.
  8. إيقاف إخراج القناة، وفصل مقاطع التمساح من الأسلاك النحاسية المغلفة بالقصدير، وإزالة الشريط من الأسلاك، ومسح كل قطب كهربائي مع الإيثانول 70٪ قبل إدراجها في آبار hMMT اللاحقة. تكرار التحفيز وتسجيل الإجراء لجميع hMMTs.
  9. حفظ الأفلام بتنسيق ملف TIFF للتحليل في ImageJ أو برنامج تصوير بديل.
    ملاحظة: الحد من الوقت الذي تقضيه hMMTs خارج الحاضنة عن طريق تحفيز ما لا يزيد عن 3 أنسجة في كل مرة. إذا بقيت hMMT إضافية ضمن جزء لوحة MyoTACTIC ليتم تحليلها، أعد الجهاز إلى الحاضنة لمدة 10 دقائق للسماح hMMTs للعودة إلى 37 درجة مئوية.
  10. لتحليل بيانات الكالسيوم العابرة، افتح ImageJ أولا. حدد تحليل، ثم تعيين القياسات، ثم حدد متوسط القيمة الرمادية ثم قم بإلغاء تحديد كافة الخيارات الأخرى. عند الانتهاء، افتح مقطع فيديو للكالسيوم (.tiff)(فيديو تكميلي 2).
  11. مخطط حدود microtissue باستخدام أداة اختيار المضلع وحفظ هذه المنطقة كما ROI (فيديو تكميلي 2). ضمن المزيد في إطار إدارة عائد الاستثمار، حدد Multi Measure وقياس كثافة الفلورسنت لجميع شرائح الملفات بصف واحد لكل شريحة ( فيديو تكميلي2).
  12. نسخ جميع القياسات، بما في ذلك رقم الشريحة (الإطار)، إلى جدول بيانات ومقارنة كثافة الفلورسنت لكل شريحة إلى الحد الأدنى من كثافة الفلورسنت التلقائي من الملف باستخدام ΔF/F0 = (Fفوري -F الحد الأدنى) / Fالحد الأدنى (فيديو تكميلي 2).
  13. حساب الوقت لكل إطار عن طريق ضرب الفيلم تسجيل سرعة الإطار من قبل عدد شريحة (الإطار)، ورسم ΔF / F0 ضد الوقت للاستجابة العابرة الكالسيوم hMMT للتحفيز (فيديو تكميلي 2).
  14. حدد ذروة إشارة الكالسيوم العابرة لكل من 6 تقلصات متتالية ومتوسط القيم لحساب المتوسط النسبي لتغير كثافة الفلورسنت الذروة لكل hMMT (فيديو تكميلي 2).
    ملاحظة: تستبعد دائما البيانات الناشئة عن انكماش الارتعاش الأول من التحليل الكلي. تم توفير جدول بيانات بعنوان "قالب معالجة الكالسيوم.xlsx" على GitHub (https://github.com/gilbertlabcode/Calcium-Handling-Template-) لتسهيل تحليل الكالسيوم العابر hMMT. يتم تمييز الخلايا القابلة للتعبئة حيث يتم إدخال القيم والمدخلات باللون الرمادي. تأكد من ضبط أرقام التحديد الذروة لأن هذا هو مجرد دليل للمساعدة في اختيار الذروة (فيديو تكميلي 2).

النتائج

وصف هنا هي أساليب ليلقي 96 جيدا PDMS المستندة إلى منصة الثقافة MyoTACTIC من قالب PU، لتصنيع صفائف من الأنسجة المتماثلة hMMT، وتحليل جانبين من وظيفة hMMT داخل توليد قوة الجهاز الثقافة والتعامل مع الكالسيوم. الشكل 1 يقدم نظرة عامة تخطيطية لإعداد آبار الثقافة MyoTACTIC قبل البذر hMMT. PDMS هو البو?...

Discussion

تصف هذه المخطوطة أساليب تصنيع وتحليل نموذج ثقافة hMMT ثلاثي الأبعاد الذي يمكن تطبيقه على دراسات بيولوجيا العضلات الأساسية أو نمذجة الأمراض أو لاختبار جزيء المرشح. منصة MyoTACTIC هي سهلة التكلفة وسهلة التصنيع ، وتتطلب عددا صغيرا نسبيا من الخلايا لإنتاج الخلايا الدقيقة للعضلات الهيكلية. وتتألف h...

Disclosures

ولا يوجد لدى صاحبي البلاغ تضارب في المصالح يعلنانه.

Acknowledgements

نود أن نشكر محمد أفشار وهابن أبراها ومحسن أفشار باكوشلي وسادغ دافودي على مساهمة في اختراع منصة ثقافة MyoTACTIC وإنشاء أساليب التصنيع والتحليل الموصوفة هنا. تلقت HL تمويلا من برنامج تدريبي لمجلس العلوم الطبيعية والبحوث الهندسية (NSERC) في منحة الهندسة وريادة الأعمال من Organ-on-a-Chip ومنحة دراسية للدراسات العليا من جامعة تورنتو وايلد كات. PMG هو كرسي البحوث الكندية في إصلاح الذاتية وتلقى الدعم لهذه الدراسة من معهد أونتاريو للطب التجديدي، وشبكة الخلايا الجذعية، ومن الطب حسب التصميم، وهو برنامج التميز البحثي الأول في كندا. تم إنشاء المخططات التخطيطية مع BioRender.com.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% Saline Solution, SterileHouse Brand101010 mL aliquots of the solution are made and stored at 4°C
25G NeedleBD, Medstore, University of Toronto2548-CABD305127
6-Aminocaproic Acid, ≥99% (titration), PowderSigma - AldrichA2504-100GA 50 mg / mL stock solution is generated by dissolving 5 mg of 6-aminocaproic acid powder in 100 mL of autoclaved, distilled water. The solution is vaccum filtered and 10 mL aliquots are stored at 4°C
6.35 mm ID TubingVWR60985-528
AB1167 Myoblast Cell LineInstitut de Myologie (Paris, France)
Arbitrary Waveform GeneratorRigolDG1022Z
Basement Membrane Extract (Geltrex)Thermo Fisher ScientificA14132-02Stored as aliquots of 50 µL or 100 µL at -80°C
Benchtop Vacuum ChamberSigma - AldrichD2672
BNC to Aligator Clip CableOrdered from Amazon
Culture PlasticsSarstedtIncludes culture plates, serological pipettes, etc
Dimethyl SulfoxideSigma - AldrichD8418-250ML
DPBS, Powder, No Calcium, No MagnesiumThermo Fisher Scientific21600069
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) (1X)Gibco11995-065This is a high glucose DMEM with L-glutamine and sodium pyruvate
Fetal Bovine SerumFisher Scientific10437028
Fibrinogen from Bovine PlasmaSigma - AldrichF8630-5GAliquots ranging from 7 - 10 mg of fibrinogen powder are made and stored at -20°C
Filtropur Syringe Filter, 0.22um Pore SizeSarstedt83.1826.001
Horse SerumGibco16050-122
Human Recombinant InsulinSigma - Aldrich91077CStock solution is 100X and made by dissolving 1 mg of human recombinant insulin in 1 mL of DMEM and 1 µL of NaOH 10N. Solution is filtered and stored as 1 mL aliquots at 4°C
Image Acquisition SoftwareOlympuscellSens Dimension
Image Processing SoftwareNational Institutes of HealthImageJ
Isotemp OvenThermo Fisher Scientific201
MicroscopeOlympusIX83
Microscope - Camera MountLabcamLabcam for iPhoneOrdered from Amazon
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)Gibco15140-122
Plastic Disposable Syringes, 1ccBD2606-309659
Plastic Disposable Syringes, 50ccBD2612-309653
Pluronic F-127, Powder, BioReagentSigma - AldrichP2443-250GA 5% stock solution of pluronic acid is made by dissolving 5 g of pluronic acid powder in 100 mL of chilled, autoclaved, distilled water. The solution is vaccum filtered and 10 mL aliquots are stored at 4°C
Polydimethylsiloxane (Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit)Dow4019862Kits are also available at Thermo Fisher Scientific, Sigma - Aldrich, etc.
Polyurethane Negative MoldIn House
Release AgentMann Release Technologies200
Rotary Vane Vacuum PumpEdwardsA65401906
ScalpelAlmedic, Medstore, University of Toronto2586-M36-0100
Single Edge Razor BladeVWR55411-050
Skeletal Muscle Cell Basal MediumPromocellC-2326030 mL aliquotes are generated and at stored at 4°C.
Skeletal Muscle Cell Growth Medium (Ready-to-use)PromocellC-2306042 mL aliquots are generated and stored at 4°C.
Smartphone (iPhone)AppleSE
Standard Duty Dry Vacuum PumpWelch2546B-01
Sterilization BagAlliance211-SCM2
ThimbleIgegeOrdered from Amazon
Thrombin from human plasmaSigma - AldrichT6884-250UN100 units of thrombin is dissolved in 1 mL of a 0.1% BSA solution. 10 µL aliquots are prepared and stored at - 20°C.
Tin coated copper wireArcoB8871K48Ordered from Amazon
Trypan Blue Solution, 0.4%Thermo Scientific15250061
Trypsin-EDTA, 0.25%Thermo FIsher Scientific25200072
Vacuum Chamber 2SP Bel-ArtF42027-0000

References

  1. Frontera, W. R., Ochala, J. Skeletal Muscle: A brief review of structure and function. Calcified Tissue International. 96 (3), 183-195 (2015).
  2. McGreevy, J. W., Hakim, C. H., McIntosh, M. A., Duan, D. Animal models of Duchenne muscular dystrophy: From basic mechanisms to gene therapy. DMM Disease Models and Mechanisms. 8 (3), 195-213 (2015).
  3. Young, J., et al. MyoScreen, a high-throughput phenotypic screening platform enabling muscle drug discovery. SLAS Discovery. 23 (8), 790-806 (2018).
  4. DiMasi, J. A., Hansen, R. W., Grabowski, H. G. The price of innovation: New estimates of drug development costs. Journal of Health Economics. 22 (2), 151-185 (2003).
  5. Pampaloni, F., Reynaud, E. G., Stelzer, E. H. K. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 8 (10), 839-845 (2007).
  6. Duval, K., et al. Modeling physiological events in 2D vs. 3D cell culture. Physiology. 32 (4), 266-277 (2017).
  7. Vandenburgh, H., et al. Drug-screening platform based on the contractility of tissue-engineered muscle. Muscle and Nerve. 37 (4), 438-447 (2008).
  8. Vandenburgh, H., et al. Automated drug screening with contractile muscle tissue engineered from dystrophic myoblasts. The FASEB Journal. 23 (10), 3325-3334 (2009).
  9. Kim, J. H., et al. 3D bioprinted human skeletal muscle constructs for muscle function restoration. Scientific Reports. 8 (1), 12307 (2018).
  10. Takahashi, H., Shimizu, T., Okano, T. Engineered human contractile myofiber sheets as a platform for studies of skeletal muscle physiology. Scientific Reports. 8 (1), 1-11 (2018).
  11. Afshar Bakooshli, M., et al. A 3D culture model of innervated human skeletal muscle enables studies of the adult neuromuscular junction. eLife. 8, 1-29 (2019).
  12. Madden, L., Juhas, M., Kraus, W. E., Truskey, G. A., Bursac, N. Bioengineered human myobundles mimic clinical responses of skeletal muscle to drugs. eLife. 2015 (4), 3-5 (2015).
  13. Urciuolo, A., et al. Engineering a 3D in vitro model of human skeletal muscle at the single fiber scale. PLoS One. 15 (5), 0232081 (2020).
  14. Cvetkovic, C., Rich, M. H., Raman, R., Kong, H., Bashir, R. A 3D-printed platform for modular neuromuscular motor units. Microsystems & Nanoengineering. 3 (1), 1-9 (2017).
  15. Shima, A., Morimoto, Y., Sweeney, H. L., Takeuchi, S. Three-dimensional contractile muscle tissue consisting of human skeletal myocyte cell line. Experimental Cell Research. 370 (1), 168-173 (2018).
  16. Capel, A. J., et al. Scalable 3D printed molds for human tissue engineered skeletal muscle. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 20 (2019).
  17. Gholobova, D., et al. Human tissue-engineered skeletal muscle: a novel 3D in vitro model for drug disposition and toxicity after intramuscular injection. Scientific Reports. 8 (1), 1-14 (2018).
  18. Osaki, T., Uzel, S. G. M., Kamm, R. D. Microphysiological 3D model of amyotrophic lateral sclerosis (ALS) from human iPS-derived muscle cells and optogenetic motor neurons. Science Advances. 4 (10), 5847 (2018).
  19. Rao, L., Qian, Y., Khodabukus, A., Ribar, T., Bursac, N. Engineering human pluripotent stem cells into a functional skeletal muscle tissue. Nature Communications. 9 (1), (2018).
  20. Maffioletti, S. M., et al. Three-dimensional human iPSC-derived artificial skeletal muscles model muscular dystrophies and enable multilineage tissue engineering. Cell Reports. 23 (3), 899-908 (2018).
  21. Chal, J., et al. Generation of human muscle fibers and satellite-like cells from human pluripotent stem cells in vitro. Nature Protocols. 11 (10), 1833-1850 (2016).
  22. Khodabukus, A., et al. Electrical stimulation increases hypertrophy and metabolic flux in tissue-engineered human skeletal muscle. Biomaterials. 198, 259-269 (2019).
  23. Nagashima, T., et al. In vitro model of human skeletal muscle tissues with contractility fabricated by immortalized human myogenic cells. Advanced Biosystems. , 2000121 (2020).
  24. Mills, R. J., et al. Development of a human skeletal micro muscle platform with pacing capabilities. Biomaterials. 198, 217-227 (2019).
  25. Legant, W. R., et al. Microfabricated tissue gauges to measure and manipulate forces from 3D microtissues. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (25), 10097-10102 (2009).
  26. Prüller, J., Mannhardt, I., Eschenhagen, T., Zammit, P. S., Figeac, N. Satellite cells delivered in their niche efficiently generate functional myotubes in three-dimensional cell culture. PLOS One. 13 (9), 0202574 (2018).
  27. Sakar, M. S., et al. Formation and optogenetic control of engineered 3D skeletal muscle bioactuators. Lab on a Chip. 12 (23), 4976-4985 (2012).
  28. Zhang, X., et al. A system to monitor statin-induced myopathy in individual engineered skeletal muscle myobundles. Lab on a Chip. 18 (18), 2787-2796 (2018).
  29. Rajabian, N., et al. Bioengineered skeletal muscle as a model of muscle aging and regeneration. Tissue Engineering Part A. 27 (1-2), 74-86 (2020).
  30. Afshar, M. E., et al. A 96-well culture platform enables longitudinal analyses of engineered human skeletal muscle microtissue strength. Scientific Reports. 10 (1), 6918 (2020).
  31. Mamchaoui, K., et al. Immortalized pathological human myoblasts: Towards a universal tool for the study of neuromuscular disorders. Skeletal Muscle. 1 (1), 34 (2011).
  32. Halldorsson, S., Lucumi, E., Gómez-Sjöberg, R., Fleming, R. M. T. Advantages and challenges of microfluidic cell culture in polydimethylsiloxane devices. Biosensors and Bioelectronics. 63, 218-231 (2015).
  33. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  34. Bakooshli, M. A., et al. A 3D model of human skeletal muscle innervated with stem cell-derived motor neurons enables epsilon-subunit targeted myasthenic syndrome studies. BioRxiv. , 275545 (2018).
  35. Vandenburgh, H. H., Karlisch, P., Farr, L. Maintenance of highly contractile tissue-cultured avian skeletal myotubes in collagen gel. Vitro Cellular & Developmental Biology. 24 (3), 166-174 (1988).
  36. Bell, E., Ivarsson, B., Merrill, C. Production of a tissue-like structure by contraction of collagen lattices by human fibroblasts of different proliferative potential in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76 (3), 1274-1278 (1979).
  37. Hinds, S., Bian, W., Dennis, R. G., Bursac, N. The role of extracellular matrix composition in structure and function of bioengineered skeletal muscle. Biomaterials. 32 (14), 3575-3583 (2011).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

168

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved