JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu makalede, 3D insan iskelet kas mikrotleri dizileri ve kas gücü ve kalsiyum elleçleme analizleri de dahil olmak üzere minimal invaziv aşağı akış in situ fonksiyon tahlilleri üretmek için ayrıntılı bir protokol açıklanmaktadır.

Özet

İskelet kasının üç boyutlu (3D) in vitro modelleri, iskelet kası reformunu inceleme ve deneysel manipülasyonlara uygun ölçeklenebilir bir formatta işlev bulma fırsatını sağladığı için biyomedikal araştırmalarda değerli bir ilerlemedir. 3D kas kültürü sistemleri, bilim adamlarının iskelet kası ex vivo'larını insan hücreleri bağlamında incelemelerini sağladığı için arzu edilir. 3D in vitro modeller, yetişkin iskelet kasının doğal doku yapısının yönlerini yakından taklit etti. Bununla birlikte, evrensel uygulamaları, üretimi basit, maliyetli ve kullanıcı dostu olan ve nispeten yüksek miktarlarda insan iskelet kası dokusu sağlayan platformların mevcudiyeti ile sınırlıdır. Ek olarak, iskelet kası birçok hastalık eyaletinde zamanla bozulan önemli bir fonksiyonel rol oynadığından, mikrotissue çalışmaları için deneysel bir platform, minimal invaziv kalsiyum geçici ve kontrtil kuvvet ölçümleri doğrudan platformun kendi içinde yapılabildiğinde en pratiktir. Bu protokolde, 'MyoTACTIC' olarak bilinen 96 kuyulu bir platformun imalatı ve 3D insan iskelet kas mikrotissuesinin (hMMTs) toplu üretimi açıklanmıştır. Ek olarak, iskelet kas kuvvetinin tekrarlanan ölçümlerini ve zaman içinde her mikrotissue'nin kalsiyum elleçlenmesini sağlayan elektriksel stimülasyonun minimal invaziv bir uygulaması için yöntemler bildirilmiştir.

Giriş

İskelet kası insan vücudundaki en bol dokulardan biridir ve lokomotion, ısı homeostazı ve metabolizma gibi temel vücut fonksiyonlarını destekler1. Tarihsel olarak, hayvan modelleri ve iki boyutlu (2D) hücre kültürü sistemleri biyolojik süreçleri ve hastalık patogenezini incelemek ve iskelet kas hastalıklarının tedavisinde farmakolojik bileşikleri test etmek için kullanılmıştır2,3. Hayvan modelleri sağlıkta ve hastalıkta iskelet kası bilgimizi büyük ölçüde geliştirmiş olsa da, çevirisel etkileri yüksek maliyetler, etik hususlar ve türler arası farklılıklar ile engellenmiştir2,4. İskelet kasını incelemek için insan hücre tabanlı sistemlere yönelen 2D hücre kültürü sistemleri, basitlikleri nedeniyle elverişlidir. Ancak, bir sınırlama vardır. Bu biçim genellikle vücut içinde doğal olarak meydana gelen hücre-hücre ve hücre dışı matris etkileşimlerini yeniden yakalayamaz5,6. Son birkaç yılda, üç boyutlu (3D) iskelet kası modelleri, fizyolojik ve patolojik olarak ilgili süreçlerin modellenebilmesine izin vererek tüm hayvan modellerine ve geleneksel 2D kültür sistemlerine güçlü bir alternatif olarak ortaya çıkmıştır ex vivo7,8. Gerçekten de, çok sayıda çalışma, insan iskelet kasını biyoartificial 3D kültür formatında modelleme stratejileri bildirmiş1. Bu çalışmaların birçoğu için bir sınırlama, aktif kuvvetin kas dokularının kültür platformlarından çıkarılması ve yıkıcı olan bir kuvvet dönüştürücüye bağlanmasının ardından ölçülmesidir, bu da bir uç nokta olarak hizmet etmekle sınırlıdır9,10,11,12,13,14,15,16,17,18 ,19,20,21. Diğerleri aktif kuvveti ölçmek için non-invaziv yöntemlere izin veren kültür sistemleri tasarladılar, ancak hepsi yüksek içerikli molekül test uygulamaları 7 ,8,9, 10,14,18,22,23,24,25,26,27,28'euygundeğil. ,29.

Bu protokol, iskelet kası (Myo) microTissue Array deviCe To Investigate forCe (MyoTACTIC) platformunda insan kas mikrotissues (hMMTs) imal etmek için ayrıntılı bir yöntem açıklar; 3D iskelet kas mikrotissues 30 toplu üretimini destekleyen bir96kuyu plakası cihazı. MyoTACTIC plaka imalat yöntemi, 96 kuyu polidimetilsiloksisan (PDMS) kültür plakasının ve buna karşılık gelen tüm kuyu özelliklerinin tek bir döküm adımında üretilmesini sağlar, böylece her kuyu mikrotissue oluşumu için nispeten az sayıda hücre gerektirir. MyoTACTIC içinde oluşan mikrotissues, cihazın iyisinden iyisine tekrarlanabilir hizalanmış, çizgili ve çok irtiküle edilmiş miyotütler içerir ve olgunlaşma üzerine, kimyasal ve elektrik uyaranlarına yerinde yanıt verebilir30. Burada, bir poliüretan (PU) replikasından PDMS MyoTACTIC kültür plakası cihazı üretme tekniği, hMMT'leri üretmek için ölümsüzleştirilmiş insan miyojenik progenitör hücrelerini uygulamak için optimize edilmiş bir yöntem ve mühendislik hMMT kuvveti üretimi ve kalsiyum işleme özelliklerinin fonksiyonel değerlendirmesi özetlenmiş ve tartışılmıştır.

Protokol

1. PDMS MyoTACTIC plaka imalatı

NOT: PDMS MyoTACTIC plaka imalatı, daha önce açıklandığı gibi30üretilebilen bir PU negatif kalıp gerektirir. MyoTACTIC plaka tasarımı için bilgisayar destekli tasarım (CAD) SolidWorks dosyası GitHub'da (https://github.com/gilbertlabcode/MyoTACTIC-SolidWork-CAD-file) kullanıma sunuldu.

  1. Silikon elastomer kitteki bileşenleri kullanarak kürleme maddesine 1:15 monomer oranında tek kullanımlık plastik bir kapta ~ 110 g PDMS polimer çözeltisi hazırlayın. Polimer çözeltisini tamamen karışana ve homojen olana kadar 5 mL tek kullanımlık serolojik pipet kullanarak 2-3 dakika karıştırın.
    DİkKAT: PDMS polimer çözeltisinin cilt ve gözlerle temasından kaçının; ve solumaktan kaçının. Sıvı PDMS karışımını kullanırken her zaman bir laboratuvar önlüğü ve tek kullanımlık eldiven giyin ve belirli güvenlik protokolleri için Güvenlik Veri Sayfası'na (SDS) bakın.
    NOT: PDMS polimer çözeltisinin dökülmesi durumunda ekipman yüzeylerini (örneğin, ölçek, tezgah üstü vb.) tek kullanımlık bir kaplama ile koruyun.
  2. Fincanı standart bir tezgah kuru vakum pompasına bağlı bir tezgah üstü vakum odasına ~ 30 dakika boyunca veya tüm kabarcıklar çıkarılana kadar oda sıcaklığında gazdan arındırın. Gaz gidermeye yardımcı olmak için her 5-10 dakikada bir vakumu kırın. Havayı daldırmak ve polimer karışımının yüzeyinde kalan kabarcıkları gerektiği gibi üflemek için boş bir 50 mL şırınna namlu kullanın.
    NOT : Hava akımının hızını ve doğruluğunu artırmak için bir P1250 pipet ucunu namluya bağlamak için 6,35 mm kimlik boru parçası kullanılabilir.
  3. PDMS polimer çözeltisi gazdan arındırılırken, pürüzlü bir kağıt havlu ile kenarları ve yüzeyi hafifçe silerek PU negatif kalıbına yapıştığı PDMS artık parçalarını çıkarın. Kalan ince parçacıkları gidermek için 70-100 kPag'a ayarlanmış tesis basınçlı hava kullanın.
    NOT: PU negatif kalıbı sızdırmaz plastik bir torbaya koyarak ve laboratuvar trafiğinden korunan bir çekmecede saklayarak hasardan ve partikül birikiminden koruyun.
  4. PU kalıbını tek kullanımlık bir kaplama ile korunan kimyasal bir davlumbazın içine yerleştirin. Kalıbı ~75° yatay olarak bekletin ve aktif yüzeyi eşit bir serbest bırakma maddesi tabakasıyla püskürtün. Kalıbı yukarıdan aşağıya, sonra soldan sağa püskürtün, kalıbı kalıptan 15-20 cm uzakta tutun ve sıvı bir ileri geri süpürme hareketi kullanarak. Kalıbı 180° döndürün ve spreyleri tekrarlayın, ardından PU kalıbını kurumasını sağlamak için kimyasal kaputta 10-15 dakika bekletin.
    DİkKAT: Serbest bırakma maddesinin kimyasal duman kaputunda kullanıldığından emin olun, cilt ve gözlerle temastan kaçının ve belirli güvenlik protokolleri için Güvenlik Veri Sayfası'na (SDS) bakın
    NOT: İnce bir filmin aktif yüzeyi tamamen kaplaması gerekir, ancak bir sonraki adımda PDMS'ye aşırı kaplama aktarılabilir ve bu da hMMT tohumlamasını olumsuz yönde etkileyebilir. Yüzey dokunmaya kaygan hissetmeli, ancak ıslak olmamalıdır.
  5. PU kalıbına eşit olarak 100 g PDMS dökün ve döner pervane vakum pompasına bağlı bir vakum odasına yerleştirin. PDMS dolu kalıbı ~45 dakika degas, işlemi hızlandırmak için ilk 20 dakika boyunca her 5-10 dakikada bir vakum contasını kırın. PDMS karışımı tüm kabarcıklardan tamamen void olana kadar vakum odasında bırakın.
    NOT: Daha düşük bir vakum elde etmek ve bu adım için gereken süreyi azaltmak için döner pervane vakum pompası kullanılır. PDMS dolu kalıbın gazdan arındırılması tezgah üstü vakum odası ve standart görev kuru vakum pompası kullanılarak gerçekleştirilebilir, ancak tüm kabarcıkların karışımını geçersiz kılma süresi daha uzun olacaktır. Esas olan, özellikle hMMT bağlantı direkleri olmaya aday bölgelerde, tüm kabarcıkların PDMS polimer çözeltisinden çıkarılmasıdır. Bu bölgedeki kabarcıklar çapa direği kırılmasına, kültür kuyularının kaybına ve buna karşılık kalıpta sıkışmış küçük bir PDMS parçasına neden olacaktır.
  6. Gazdan arındırılan PDMS dolu PU kalıbını 65 °C fırına aktarın, sıvı kauçuğun tedavisi için bir gecede inkübe edin.
  7. Kürlenmiş PDMS pozitif plakayı fırından çıkarın ve tabağı oda sıcaklığında en az 30 dakika soğutun.
  8. Bıçaksız bir neşterle, PDMS ile kalıbın duvarları arasındaki tutamağın arkasını çalıştırarak PDMS'yi PU kalıbından hafifçe ayırın. Üst kenar boyunca başlayın ve kalıbın tabanına itmeden ve bu kısmı ayırmadan önce 4 tarafı da ayırın. Bu adım, tutamacın arkası PDMS ile PU kalıbının 4 duvarı arasında sorunsuz çalıştığında tamamlanır.
    NOT: PU kalıbını çatlatmamak veya PDMS'yi yırtmak için bıçaksız neşterle yavaşça ve dikkatli bir şekilde çalışın. Bu adım 15-20 dakika sürmelidir.
  9. Bir uçtan başlayarak, PDMS'nin kenarını kaldırmak ve kürlenmiş PDMS kültür plakası ile PU kalıbı arasında parmakları çalışmak için bıçaksız neşteri kullanın. Daha sonra, her iki eli kullanarak, parmakları plakanın altına daha fazla itin, pu kalıbını yavaşça soyun ve dışarı çıkarın.
    NOT: Yavaşça çalışın ve plakayı eşit şekilde soymak için iki ellerinizi de kullanın. Çapa direğinin kırılma olasılığını azaltmak için bükmeyi en aza indirin. Bu adım 5-10 dakika sürmelidir.
  10. Plakayı doku tohumlama amacıyla 6 ± 2 MyoTACTIC kuyusu (Şekil 1) grupları halinde kesmek için tek kenarlı bir jilet kullanın. Tam MyoTACTIC plakalarını veya plaka kısımlarını bir cihaz sterilizasyon torbasına yerleştirin ve 120 °C ve 100-140 kPag'da 25 dakikalık bir kuru döngü (20 dakika sterilizasyon süresi ve 5 dakika kuru zaman) için otoklav.

2. Ölümsüzleştirilmiş insan miyelost progenitör hücrelerinin kültürü

NOT: Bu protokolde kullanılan ölümsüzleştirilmiş mioblastlar Institut de Myologie (Paris, Fransa)31.

  1. Sıvı azot dewar'dan bir şişe donmuş hücre elde edin ve şişeyi 37 °C'lik bir su banyosunda (1 dakikadan daha kısa bir sürede) hızlı bir şekilde çözün. Hücreler% 90 fetal sığır serumu (FBS) ve% 10 dimetil sülfit (DMSO) oluşan 1 mL donma ortamı başına 7,5 x 105 hücre yoğunluğunda dondurulur.
  2. Şişenin içeriğini, DMSO'yu seyreltmek için% 89 DMEM 1x,% 10 FBS ve% 1 Pen / Strep'den oluşan 9 mL önceden ısıtılmış yıkama ortamı içeren 15 mL konik bir tüpe hafifçe aktarın. 15 mL konik tüpü 400 x g'da 10 dakika döndürün ve ardından hücre peletinden kaçınmaya özen eden medyayı epire edin.
  3. Peleti, İskelet Kas Hücresi Büyüme Orta Takviye Karışımı ile% 84 İskelet Kas Hücresi Bazal Orta, % 15 FBS ve% 1 Pen / Strep ile oluşan 1 mL büyüme ortamında yeniden dürtmek ve daha sonra 29 mL büyüme ortamına sahip 50 mL konik bir tüpe aktarın.
  4. Yaklaşık 2,5 x 10 5 hücre içeren 10 mL ortamı 100 mm x 20 mm hücre kültürü çanağa aktarın. Bu adımı hücre çözeltisinin kalan 20 mL'si ile tekrarlayın. Daha sonra hücre kültürü yemeklerini 37 °C ve% 5 CO2olarak ayarlanmış nemlendirilmiş bir hücre kültürü inkübatörüne aktarın.
  5. Kültür medyasını iki günde bir yenileyin. Hücreleri ~ % 70-% 80 izdiah elde edene kadar kültüre edin (tipik olarak 4-5 gün), bu noktada hücreler tohumlama için hazırlanır. Her hMMT'yi oluşturmak için1,5 x 10 5 hücre gerekir. Bu nedenle, gerekli hücre sayısını elde etmek için hücreleri gerektiği gibi geçiştirin.
    NOT: Ölümsüzleştirilmiş mioblast progenitör hücre hatları, hücreleri MyoTACTIC kuyularına tohumlamadan, hücreleri geçirmeden veya dondurucu stoklarını hazırlamadan önce asla% 80'i geçmemelidir. %80'i aşan hücrelerden üretilen hMMT'ler genellikle sözleşme olgunluğuna ulaşamaz. Geçiş prosedürleri, 3.

3. MyoTACTIC ile tohum mühendisliği hMMT'ler

  1. hMMT tohumlama için MyoTACTIC kültür kuyularının ve reaktiflerinin hazırlanması.
    NOT: Bu protokol, 6 hMMT üretmek için özel ayrıntılar sağlar.
    1. Hücre tohumlamadan önce 2-3 saat, 6 kuyu MyoTACTIC plaka kısmını 10 cm hücre kültürü kabına yerleştirin. Her kuyuya %5 Pluronic F-127 çözümünün 100 μL'sini ekleyerek her bir MyoTACTIC kültürünü iyi hazırlayın. Kapağı 10 cm'lik kültür kabına koyun, 10 cm'lik çanak ve kapak arasındaki boşluğu kapatmak için parafin uygulayın ve ardından MyoTACTIC kısmını içeren 10 cm'lik plakayı bir plaka spinner adaptörü ile donatılmış bir santrifüje yerleştirin.
      NOT: Santrifüj plaka spinner adaptörü mevcut değilse, direklerin arkasındaki kabarcıkları dikkatlice çıkarmak ve böylece tüm kültür yüzeyinin eşit şekilde kaplanmasını sağlamak için bir p20 pipet ucu kullanılabilir.
    2. Kültür kuyularındaki, özellikle de direklerin arkasındaki tüm kabarcıkları çıkarmak için 1 dakika boyunca 1.550 x g'da santrifüj. Pluronic F-127 çözeltisi içeren MyoTACTIC plaka kısmını içeren 10 cm hücre kültürü çanağına, hücreler tohumlama için hazırlanana kadar 4 °C'de saklayın.
      NOT: Pluronic F-127 kaplama 2 saat ile 24 saat arasında uygulanabilir. Örneğin, kuyular ertesi gün kullanılmak üzere günün sonunda Pluronic F-127 çözeltisi ile doldurulabilir. HMMT tadilatı olumsuz etkileyeceği ve kontrtil olgunluğa ulaşan sağlıklı dokular oluşturamayacağı için 24 saati aşmayın.
    3. Kültür başlığı içindeki buz üzerinde bir adet 50 μL bodrum membran özü aliquot ve bir adet 10 μL trombin aliquot (100 U/mL stok çözeltisi) yavaşça çözün.
      NOT: Bodrum zarı özü aliquots'ları yeniden çözmeyin. Tek kullanımlıktırlar. Trombin aliquots yeniden kullanılabilir, bu nedenle, kullanımdan sonra 5 kata kadar yeniden dondurun.
    4. 1,5 mL mikrosantrifüj tüpünde ~7 mg toz fibrinojen tartın ve ardından hücre kültürü başlığına aktarın. 10 mg/mL'lik son konsantrasyon çözeltisine ulaşmak için suya (veya tuzlu su çözeltisine) 700 μL%0,9 (wt/vol) NaCl çözeltisi ekleyin. Çözünecek girdap fibrinojenini yapmayın, bunun yerine tüpü 3-5 dakika boyunca 37 °C hücre kültürü inkübatörüne yerleştirin.
    5. Tüpü hafifçe çıkarın ve hareket ettirün, ardından çözünmüş çözeltiyi tezgah üstü mini santrifüjde (mikrofuge) döndürün ve kültür başlığına geri dönün. Fibrinojen çözeltisini 0,22 μm şırıng filtresi ile donatılmış 1 mL şırıng kullanarak filtreleyin. Çözünmüş fibrinojen çözeltisini bodrum membran özü ve trombin aliquots ile birlikte buza aktarın.
    6. Son olarak, dokuların tohumlanmasının ardından kültür kuyularına tanıtılacak hMMT tohumlama ortamını hazırlayın. Bu ortam% 20 FBS,% 1 P / S ve% 3 6-aminocaproik asit ile desteklenmiş İskelet Kas Hücresi Bazal Orta içerir (ACA; 1.5 mg / mL son konsantrasyonu 50 mg / mL stok çözeltisinden seyreltilerek elde edilir; % v / v olarak ifade edilir). Kullanmadan önce ortamı 37 °C'de önceden ısıtın.
  2. hMMT tohumlama için hücrelerin hazırlanması.
    1. Hücre kültürü plakalarını kültür inkübatöründen toplayın. Her plakadan medyayı epire edin, ardından her kültür plakasına 5 mL D-PBS ekleyerek hücreleri D-PBS ile bir kez yıkayın. Daha sonra D-PBS'yi aspire edin ve her kültür yemeğine% 0.25 Trypsin-EDTA'nın 1 mL'sini ekleyerek hücreleri ayırın. Hücre kültürü inkübatörüne 3 dakika yerleştirin.
    2. Kültür yemeğine 3 mL yıkama ortamı (1x DMEM'in %89'ı + %10 FBS + %1 Pen/Strep) ekleyerek tripsin'i durdurun. Hücre çözeltisini uygun boyutta konik bir tüpe aktarın ve ardından 10 dakika boyunca 400 x g'da santrifüj yaparak hücreleri peletin. Hücre peletinden kaçınmak için medyanın özen göstermesini arzula. Daha sonra hücre peletini yıkama ortamının 1 mL'sinde yeniden ıslatır.
    3. Brightfield mikroskopisi altında hemositometre ve trypan mavi boya kullanarak hücreleri sayın.
      Birden fazla hücre plakası kullanıyorsanız, bu hücre süspansiyonu çok konsantre olacaktır. Gerektiğinde saymadan önce hücre süspansiyonlarını seyreltin.
    4. Her doku hücre dışı matris (ECM) karışımının 15 μL'sinde yeniden kullanılan 150.000 hücre gerektirdiğinden, 6 doku için 90 μL ECM karışımında 900.000 hücre gereklidir. Kabarcık oluşumu veya pipet kaybı nedeniyle hazırlık sürecinde meydana gelen hücre-ECM çözelti kaybını hesaba katmak için ekstra hücre-ECM karışımı hazırlayın (yani, 8 doku veya 120 μL ECM'de 1.200.000 hücre). 1.200.000 hücre içeren hücre süspansiyonunun hacmini yeni bir konik tüpe aktarın. Yıkama ortamı ile hacmi 10 mL'ye çıkarın ve 10 dakika boyunca 400 x g'da döndürün.
    5. Hücreler aşağı dönerken, aşağıdaki tarifi kullanarak 1,5 mL mikrosantrifüj tüpünde 150 μL ECM karışımı hazırlayın. Önce 60 μL DMEM (%40 hacim) ekleyin, ardından 60 μL Fibrinojen 10 mg/mL çözelti (%40 hacim) ekleyin ve son olarak 30 μL bodrum membran özü (%20 hacim) ekleyin. ECM karışımını kullanıma kadar buz üzerinde saklayın.
      NOT: Bodrum membran özü içeren çözeltilerle çalışırken her zaman -20 °C'de önceden soğutulmuş uçları kullanın. ECM karışımı 4 mg/mL fibrinojen içerir.
  3. Tohumlama hMMT'leri
    1. Spun aşağı hücreleri içeren konik tüpü toplayın ve hücre peletinden kaçınmak için medyayı özenerek aspire edin. Peleti yerinden çıkarmak için tüpün ucunun eldivenli bir parmakla kuvvetlice hafifçe vurun ve pelet bir hücre bulamacı olarak görünene kadar titremeye devam edin.
      NOT: Hücre-ECM süspansiyonun istenen seyreltmede olduğundan emin olmak için mümkün olduğunca fazla yıkama ortamı aspire etmek önemlidir. Gerekirse kalan yıkama medyasını çıkarmak için bir pipet kullanın.
    2. ECM çözeltisinin 120 μL'lik kısmını hücre peletini içeren tüpe aktarın. Pipet yukarı ve aşağı ecm içinde hücreleri iyice yeniden tek bir hücre süspansiyon oluşturmak için yeniden. Pipet, çalışma hacmini azaltacak kabarcıkların tanıtılmasını önlemek için yavaşça ve dikkatlice. Ardından, hücre-ECM çözeltisini kullanıma kadar buza yerleştirin.
    3. Pluronic F-127 kaplı MyoTACTIC kuyularını içeren MyoTACTIC plaka kısımlarını 4 °C buzdolabından alın ve MyoTACTIC kuyularını içeren 10 cm'lik tabağı hücre kültürü kaputunun içindeki bir buz torbasının üzerine yerleştirin.
    4. Pluronic F-127 solüsyon çözeltisini her kuyudan epire edin. PDMS gözenekli ve Pluronic F-127 çözeltisini emecek, özellikle plakalar bir santrifüjle döndürülmüşse. Artık Pluronic F-127 çözeltisinin, kuyuların 5 dakika bekletilmesine izin vererek kuyunun dibine salınmasına ve yerleşmesine izin verin, ardından tekrar aspire edin.
      NOT: Pluronic F-127 çözeltisini pire ederken ucunda p1250 ucu takılı bir Pasteur pipet ve p1250 ucunun üzerinde bir p200 ucu kullanın. Bu, post yapılarının yanlışlıkla aspirasyonunu önlemek için hassasiyeti artıracaktır. Pluronic F-127 kaplamasını bozduğu ve hMMT kendi kendine organizasyon sürecine müdahale ettiği için kuyunun dibindeki oval havuz şeklindeki hücre tohumlama alanını pipetle kazımaktan kaçının. Uygun teknik, Pluronic F-127 çözeltisini arzularken pipet ucunu oval havuzun hemen üzerine getirmektir.
    5. Boru, hücre-ECM süspansiyonu, tüpün dibine batmış olabilecek hücreleri yeniden çıkarmak için dikkatlice. Ardından 105 μL hücre-ECM süspansiyonu taze, önceden soğutulmuş 1,5 mL tüpe aktarın. Çözeltinin ısınmasını önlemek için tüpü tepeye yakın kavramaya özen edin.
    6. 105 μL hücre-ECM süspansiyonuna 100 U/mL trombin stok çözeltisinin 0,84 μL'lik kısmını ekleyerek 0,2 U/mg fibrinojen konsantrasyonuna ulaştı. Pipet, kabarcıkların tanıtılmasından kaçınırken hızlı, dikkatli ve iyice karıştırmak için.
      NOT: Trombin, fibrinojenin hızlı bir şekilde fibrin pıhtısına dönüştürülmesini başlatır. Bu nedenle, trombin ilavesi üzerine dokuları tohumlamak için sınırlı bir süre vardır. Hücre-ECM karışımı kültür kuyularına aktarılmadan önce erken pıhtılaşmayı önlemek için trombini eklemeden önce bir p20 pipetini 15 μL'ye ayarlayın. Önceden soğutulmuş uçları kullanın veya 15 μL hücre-ECM karışımını toplayıp her kuyuya aktarmadan önce pipet ucunu birkaç saniye buz gibi DMEM'e batırın. Hücre-ECM karışımı aliquots hazırlamak en iyi uygulamadır, böyle bir seferde en fazla 6 hMMT tohumlanır.
    7. Dokuları tohumlamak için, her bireye 15 μL hücre-ECM karışımı (yani 150.000 hücre) ekleyin. Oval havuzun ortasına hücre-ECM karışımını dikkatlice ekleyin ve pipet ucunu kuyunun dibine bastırmaktan kaçının. Ardından, iki hafif hareketle, hücre süspansiyonu kuyudaki her direğin arkasına yayın. Yüzey hücre-ECM süspansiyonunda eşit olarak kaplandıktan sonra, bir sonraki kuyuya geçin.
      NOT: Tüm dokular tohumlanmadan önce tüpteki hücre-ECM karışımının erken jelleşmesini önlemek için verimli bir şekilde çalışın. Kuyuları tohumlarken, kabarcık hMMT'nin yeniden şekillendirilmesine müdahale edeceğinden ve hMMT'yi kullanılamaz hale getireceğinden kabarcıkların aktarılmasından kaçınmak son derece önemlidir.
    8. Kapağı tohumlu kuyuları içeren 10 cm'lik kültür plakasına yerleştirin ve yaklaşık 5 dakika boyunca 37 °C doku kültürü inkübatörüne aktarın.
      NOT: Jel polimerizasyon işleminin teyidi olarak artık hücre-ECM karışımına sahip mikrosantrifüj tüpünü inkübatöre yerleştirin.
    9. Hücre-ECM karışımı polimerize olduktan sonra, her MyoTACTIC kuyusuna 200 μL önceden ısıtilmiş hMMT tohumlama ortamı ekleyin. 10 cm'lik kabın kapağını değiştirin ve 10 cm'lik çanak içindeki MyoTACTIC plaka kısımlarını inkübatöre geri verin. Bu zaman noktası Gün -2 olarak adlandırılır. Bir sonraki adıma kadar dokuları rahatsız etmeyin.
  4. hMMT'leri ayırt etme
    1. 2 günlük inkübasyondan sonra, bir pipet kullanarak hMMT tohumlama medyasını dikkatlice çıkarın ve% 2 at serumu içeren 200 μL önceden ısıtilmiş farklılaşma ortamı ile değiştirin, %1 Pen/Strep, %4 ACA (yani, 50 mg/mL stok konsantrasyonundan 2 mg/mL son konsantrasyon; % v/v olarak ifade edilir) ve DMEM'de 10 μg/mL insan rekombinant insülin. Bu zaman noktası, farklılaşmanın 0.
    2. Bundan sonraki her gün, farklılaşmanın 12.
      NOT: Birincil insan miyeblastlarını kullanarak hMMT'leri imal etmek için protokol ayrıntıları başka bir yerde yayınlanmıştır30. Tohumlama sonrası hücre canlılığı ile ilgili endişeler varsa, canlılığı ölçmek için hMMT'leri kalsein ve propidium iyodür ile kuluçkaya yatırın.

4. Elektriksel stimülasyon ve hMMT kaynaklı post saptırma analizi

  1. Ters bir mikroskop üzerine net bir alt cam veya plastik sahne montajı kurun ve mikroskop kamera montajı kullanarak mikroskop göz merceğine bir akıllı telefon kamerası takın. 10x büyütmede faz kontrastı mikroskopisi kullanılacaktır (Şekil 3a).
    NOT: 10x büyütme hedefi ile donatılmış herhangi bir ters faz kontrast mikroskobu uygun olacaktır. PDMS kuyu yapıları 10 cm'lik tabaktan çıkarılacak ve doğrudan net alt sahne montajına yerleştirilecek ve bu nedenle havaya açılacaktır. Tüm yüzeyleri ve ekipmanları %70 etanol ile sterilize edin ve deney sırasında bölgedeki trafiği en aza indirin.
  2. Elektriksel stimülasyon elektrotlarını hazırlamak için ~ 30 cm kalay kaplı bakır tel kesin. Daha sonra, 25 G'lik normal bir eğim iğnesinin göbeğinden başlayarak, telin ~ 10 cm'lik kısmını üst yarının etrafına sıkıca sarın ve ~ 20 cm fazla tel bırakın. İkinci bir iğne için tekrarlayın ve ardından her iğnenin göbeğini kesin.
    NOT: Tel hareket etmediğinden emin olmak için iğnenin etrafına sıkı olmalı ve elektrotun tel sarılmış kısmı PDMS'ye dokunmamalıdır, çünkü bu elektrik alanı üretimine engel olabilir.
  3. Timsah klipsi konektör kablosuna BNC'yi dalga biçimi üreticisindeki bir çıkış kanalına takın ve kare darbeler için kanalı% 20 görev döngüsü, 5 V genlik (10 V / cm elektrik alan gücü) ile ayarlayın. Frekans, seğirme ve tetanoz kasılmaları için sırasıyla 0,5 Hz ile 20 Hz arasında değişmektedir.
    NOT: Dalga biçimi oluşturucu ayarları deneye özgü optimizasyon gerektirebilir
  4. Mikroskop aşamasına hMMT'ler içeren bir MyoTACTIC plaka kısmı yerleştirin ve her elektrot eğim ucını oval havuzdaki her direğin hemen arkasındaki PDMS'ye hafifçe yerleştirin. Fazla telin 20 cm'lik bölümlerini mikroskop aşamasına dikkatlice bantleyin, böylece iğneler dikey kalır ve her telin ~ 10 cm'si bağlantı için serbest kalır (Şekil 3a).
    DİkKAT: Elektrotunun her iki ucuna asla çıplak parmak basmayın. PDMS'ye yerleştirmede elektrota ışık basıncı uygulamak için işaret parmağına bir yüksük takıldığından emin olun.
  5. Mikroskop görüş alanını iki gönderiden birine odaklayın, böylece odak elektrota en yakın post kenarında keskindir. Ardından, akıllı telefon kamera odağını gönderinin en net alanına kilitleyin. Bu, aşağı akış analizi için önemlidir, çünkü kayıt analize engel olurken odaktaki bir değişikliktir.
  6. Bantlanmış tellerin serbest uçlarını timsah kelepçeleri ile dalga biçimi jeneratörüne bağlayın (Şekil 3a).
  7. Akıllı telefon kamerasında video kaydını başlatın ve ardından uyarım başlatmak için kanal çıkışını açın. hMMT'yi 3 seğirme ve 3 tetanoz kasılmalarına neden olur ve seğirme ve tetanoz stimülasyon serisi arasında 2 dakika dinlenme.
  8. Kanal çıkışını kapatın, timsah klipslerini kalay kaplı bakır tellerden ayırın, bandı tellerden çıkarın ve sonraki hMMT kuyularına takmadan önce her elektrodu% 70 etanol ile silin. Tüm hMMT'ler için 4.5.
    NOT: HMMT'lerin inkübatör dışında geçirdikleri süreyi, aynı anda en fazla 3 dokuyu uyararak sınırlandırın. MyoTACTIC plaka kısmındaki ek hMMT'ler analiz edilmeye devam ederse, hMMT'lerin 37 °C'ye geri dönmesini sağlamak için plakayı 10 dakika boyunca inkübatöre geri döndürün.
  9. hMMT kuvvet oluşturmayı hesaplamak üzere gönderi saptırmasını çözümlemek için GitHub'da (https://github.com/gilbertlabcode/myoTACTIC) kullanıma sunulan özel komut dosyasını kullanın. Komut dosyasını ayarlamak ve başlatmak için README.md'daki yönergeleri izleyin, ardından kuvvet analizini yapmak için her gönderi izleme videosunu açın.
  10. Yer değiştirme sonrası için izlenecek posta kenarı boyunca bir ilgi alanı (YATıRıMGİsİ) seçin. Yatırım getirisini onaylamak için Enter tuşuna basın ve komut dosyasını çalıştırmak için enter tuşuna tekrar basın ( Ek Video1).
    NOT: Büyük sapmalar izleyicinin başarısız olmasını neden olur. İzleyici kasılma sırasında başarısız olursa, izlemeyi daha az hassas hale getirmek ancak büyük sapmaların izlenmesine izin vermek için yatırım getirisi boyutu artırılabilir. Kodda üç boyut sağlanır ve komut dosyası açıklamaları ayarlanarak ayarlanabilir.
  11. Komut dosyası iki giriş gereksinimiyle sona erer. İlk olarak, videonun birden fazla kasılma içerdiğini onaylamak için y girin. İkinci olarak, sonuçları bir öğesinin içine vermek için y (evet) veya n (hayır) girin. CSV dosyası (Ek Video 1).
  12. Sapma sonrası sonuçların her daralma için piksel cinsinden yer değiştirme olarak bildirildiklerinden emin olun. Mikroskop 10x büyütme ayarı için pikselleri μm değerlerine dönüştürün. Daha sonra, 1:15 kürleme maddesine karşılık gelen 2.36 μN / μm kuvvet deplasmanı dönüştürme faktörü ile değerleri (μm) çarparak yer değiştirme sonrası sayıları mutlak kontraktil kuvvetlere (μN) dönüştürün, bu da MyoTACTIC imalatında kullanılan PDMS'nin monomer oranına karşılık gelir30.

5. Elektriksel stimülasyon kullanılarak kalsiyum geçici analizi

NOT: Kalsiyum işleme deneyleri için, ölümsüzleştirilmiş mioblastlar daha önce açıklandığı gibi MHCK7-GCAMP6 muhabiri ile saptırıldı11,12. Transdüklenmiş hücreler, pozitif popülasyonu elde etmek için GFP için sıralanmış facs'lardır ve daha sonra hMMT'leri imal etmek için kullanılır. Fura-2 ve Indo-1 gibi oran-metrik boyaların kullanılması veya kalsiyum göstergelerinin floresan ömür boyu görüntülenmesi (örneğin, Fluo-4 veya Oregon Green BAPTA1) gibi kalsiyum görüntüleme için alternatif yöntemler sistemimize uygun olabilir.

  1. Daha önce adım 4'te açıklandığı gibi mikroskop aşamasını ve stimülasyon ekipmanını (elektrotlar, dalga formu üreteci vb.) kurun. Bu deney için 4x büyütme kullanın.
    NOT: Ccd kamera ile donatılmış karanlık bir odaya ve epifluoresans mikroskobuna ihtiyaç duyulacaktır.
  2. Mikroskop görüntüleme yazılımını başlatın, FITC filtre kanalını (mavi ışık) seçin ve film kayıt işleviniseçin. 500 ms pozlama ve 680 x 510 çözünürlükte (Binning 2x2) ayarlayın.
    NOT: Görüntüleme yazılımı değişebilir ve pozlama kullanıcı tarafından manuel olarak ayarlanır. Stimülasyondan önce hMMT'nin aşırı maruz kalmasını önlemeye özenin. Dinlenmede, spontan floresanlı koyu bir doku anahattı / gölgesi normaldir, net bir doku görüntüsü aşırı pozlama iken(Ek Video 2). Pozlamanın bir deneydeki tüm hMMT'ler için tutarlı olduğundan emin olun.
  3. Mikroskop deklanşörunu kapatın ve fitc kanalını kalsiyum işlemeyi kaydetmeye hazır olana kadar kapalı tutun.
  4. Tüm ekipman ve yazılımlar kurulduğunda, analiz edilecek hMMT'leri içeren MyoTACTIC plaka kısmını alın ve doğrudan mikroskop aşamasına ayarlayın. Ardından, daha önce adım 4'te açıklandığı gibi elektrotları takın ve bağlayın.
  5. Görüş alanını seçili hMMT'nin ortasına odaklamak için brightfield kullanın. Ardından lambayı kapatın.
  6. Mikroskop FITC kanal deklanşörini açın, mavi ışığın açık olduğunu onaylayın ve ardından yazılımda Film Kaydı'nı seçin.
  7. Elektriksel uyarım başlatmak için dalga biçimi jeneratörünün çıkışını açın. hMMT'yi 8 seğirme ve 8 tetanoz kasılmalarına neden edin. Seğirme ve tetanoz stimülasyon serisi arasında 2 dakika dinlenmeye izin verin, bu süre zarfında FITC deklanşörü kapalı konumdadır.
    NOT: Hesaplama ve veri analizi amacıyla minimum floresan kaydetmek için elektriksel stimülasyondan önce ve sonra 10 spontan aktiviteye izin verin.
  8. Kanal çıkışını kapatın, timsah klipslerini kalay kaplı bakır tellerden ayırın, teypleri tellerden çıkarın ve sonraki hMMT kuyularına takmadan önce her elektrodu% 70 etanol ile silin. Tüm hMMT'ler için stimülasyon ve kayıt prosedürünü tekrarlayın.
  9. ImageJ veya alternatif görüntüleme yazılımında analiz için filmleri TIFF dosya biçiminde kaydedin.
    NOT: HMMT'lerin inkübatör dışında geçirdikleri süreyi, aynı anda en fazla 3 dokuyu uyararak sınırlandırın. MyoTACTIC plaka kısmındaki ek hMMT analiz edilmeye devam ederse, hMMT'lerin 37 °C'ye geri dönmesini sağlamak için cihazı 10 dakika boyunca inkübatöre geri döndürün.
  10. Kalsiyum geçici verilerini analiz etmek için önce ImageJ'i açın. Analiz Et 'iseçin, sonra Ölçümleri Ayarla'yı seçin, sonra Ortalama Gri Değer'i seçin ve diğer tüm seçeneklerin seçimini kaldırın. Tamamlandığında, bir kalsiyum (.tiff) videosu açın (Ek Video 2).
  11. Çokgen seçim aracı kullanarak mikrotissue kenarlıklarını ana hatlarıyla oluşturun ve bu alanı yatırım getirisi (Ek Video 2) olarak kaydedin. Yatırım GetiriSi Yöneticisi penceresinde Diğer'in altında Çoklu Ölçü'nün'ü seçin ve tüm dosya dilimleri için floresan yoğunluğunu dilim başına bir satırdaölçün (Ek Video 2).
  12. Dilim numarası (çerçeve) dahil olmak üzere tüm ölçümleri bir elektronik tabloya kopyalayın ve her dilimin floresan yoğunluğunu ΔF/F0 = (Fhemen - Fminimum)/F minimum (Ek Video 2)kullanarak dosyadakiminimum spontan floresan yoğunluğuyla karşılaştırın.
  13. Film kayıt kare hızını dilim numarası (kare) ile çarparak her kare için zamanı hesaplayın ve ΔF/F0'ı hMMT kalsiyum geçici uyarım yanıtı için zamana göre çizin (Ek Video 2).
  14. Her hMMT'nin göreli ortalama tepe floresan yoğunluk değişimini hesaplamak için ardışık 6 kasılma ve ortalama değerin her biri için en yüksek kalsiyum geçici sinyalini seçin (Ek Video 2).
    NOT: İlk seğirme daralmasından kaynaklanan verileri her zaman genel analizden hariç tutun. hMMT kalsiyum geçici analizini kolaylaştırmak için GitHub'da (https://github.com/gilbertlabcode/Calcium-Handling-Template-) "Kalsiyum İşleme Şablonu.xlsx" başlıklı bir elektronik tablo sağlanmıştır. Değerlerin ve girişlerin girileceği doldurulabilir hücreler gri renkle vurgulanır. Tepe seçim sayılarını ayarladığından emin olun, çünkü bu yalnızca tepe seçimine yardımcı olacak bir kılavuzdur (Ek Video 2).

Sonuçlar

Burada açıklanan yöntemler, bir PU kalıbından 96 kuyu PDMS tabanlı MyoTACTIC kültür platformu oluşturma, hMMT replika doku dizileri üretme ve kültür cihaz zorlama üretimi ve kalsiyum işleme içinde hMMT işlevinin iki yönünü analiz etme yöntemleridir. Şekil 1, hMMT tohumlamadan önce MyoTACTIC kültür kuyularının hazırlanmasına şematik bir genel bakış sunmaktadır. PDMS, karmaşık cihazlar oluşturmak için kolayca kalıplanabilen yaygın olarak kullanılan siliko...

Tartışmalar

Bu makalede, temel kas biyolojisi, hastalık modellemesi veya aday molekül testi çalışmalarına uygulanabilecek bir 3D hMMT kültür modeli oluşturma ve analiz etme yöntemleri açıklanmaktadır. MyoTACTIC platformu maliyet dostudur, üretimi kolaydır ve iskelet kas mikrotizeleri üretmek için nispeten az sayıda hücre gerektirir. MyoTACTIC kültür platformunda oluşturulan hMMT'ler hizalanmış, çok noktalatılmış ve çizgili miyotüplerden oluşur ve kasılmayı tetikleyen kalsiyum geçicilerini başlatara...

Açıklamalar

Yazarların beyan edecekleri bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Mohammad Afshar, Haben Abraha, Mohsen Afshar-Bakooshli ve Sadegh Davoudi'ye MyoTACTIC kültür platformunun icadına katkıda bulunduklarından ve burada açıklanan imalat ve analiz yöntemlerini kurdukları için teşekkür ederiz. HL, Organ-on-a-Chip Mühendislik ve Girişimcilik Bursu'nda Bir Doğa Bilimleri ve Mühendislik Araştırma Konseyi (NSERC) Eğitim Programı ve Toronto Wildcat Üniversitesi lisansüstü burslarından fon aldı. PMG, Endojen Onarımda Kanada Araştırma Başkanıdır ve bu çalışma için Ontario Rejeneratif Tıp Enstitüsü, Kök Hücre Ağı ve Kanada'nın İlk Araştırma Mükemmellik Programı olan Medicine by Design'dan destek almıştır. Şematik diyagramlar BioRender.com ile oluşturuldu.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% Saline Solution, SterileHouse Brand101010 mL aliquots of the solution are made and stored at 4°C
25G NeedleBD, Medstore, University of Toronto2548-CABD305127
6-Aminocaproic Acid, ≥99% (titration), PowderSigma - AldrichA2504-100GA 50 mg / mL stock solution is generated by dissolving 5 mg of 6-aminocaproic acid powder in 100 mL of autoclaved, distilled water. The solution is vaccum filtered and 10 mL aliquots are stored at 4°C
6.35 mm ID TubingVWR60985-528
AB1167 Myoblast Cell LineInstitut de Myologie (Paris, France)
Arbitrary Waveform GeneratorRigolDG1022Z
Basement Membrane Extract (Geltrex)Thermo Fisher ScientificA14132-02Stored as aliquots of 50 µL or 100 µL at -80°C
Benchtop Vacuum ChamberSigma - AldrichD2672
BNC to Aligator Clip CableOrdered from Amazon
Culture PlasticsSarstedtIncludes culture plates, serological pipettes, etc
Dimethyl SulfoxideSigma - AldrichD8418-250ML
DPBS, Powder, No Calcium, No MagnesiumThermo Fisher Scientific21600069
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) (1X)Gibco11995-065This is a high glucose DMEM with L-glutamine and sodium pyruvate
Fetal Bovine SerumFisher Scientific10437028
Fibrinogen from Bovine PlasmaSigma - AldrichF8630-5GAliquots ranging from 7 - 10 mg of fibrinogen powder are made and stored at -20°C
Filtropur Syringe Filter, 0.22um Pore SizeSarstedt83.1826.001
Horse SerumGibco16050-122
Human Recombinant InsulinSigma - Aldrich91077CStock solution is 100X and made by dissolving 1 mg of human recombinant insulin in 1 mL of DMEM and 1 µL of NaOH 10N. Solution is filtered and stored as 1 mL aliquots at 4°C
Image Acquisition SoftwareOlympuscellSens Dimension
Image Processing SoftwareNational Institutes of HealthImageJ
Isotemp OvenThermo Fisher Scientific201
MicroscopeOlympusIX83
Microscope - Camera MountLabcamLabcam for iPhoneOrdered from Amazon
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)Gibco15140-122
Plastic Disposable Syringes, 1ccBD2606-309659
Plastic Disposable Syringes, 50ccBD2612-309653
Pluronic F-127, Powder, BioReagentSigma - AldrichP2443-250GA 5% stock solution of pluronic acid is made by dissolving 5 g of pluronic acid powder in 100 mL of chilled, autoclaved, distilled water. The solution is vaccum filtered and 10 mL aliquots are stored at 4°C
Polydimethylsiloxane (Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit)Dow4019862Kits are also available at Thermo Fisher Scientific, Sigma - Aldrich, etc.
Polyurethane Negative MoldIn House
Release AgentMann Release Technologies200
Rotary Vane Vacuum PumpEdwardsA65401906
ScalpelAlmedic, Medstore, University of Toronto2586-M36-0100
Single Edge Razor BladeVWR55411-050
Skeletal Muscle Cell Basal MediumPromocellC-2326030 mL aliquotes are generated and at stored at 4°C.
Skeletal Muscle Cell Growth Medium (Ready-to-use)PromocellC-2306042 mL aliquots are generated and stored at 4°C.
Smartphone (iPhone)AppleSE
Standard Duty Dry Vacuum PumpWelch2546B-01
Sterilization BagAlliance211-SCM2
ThimbleIgegeOrdered from Amazon
Thrombin from human plasmaSigma - AldrichT6884-250UN100 units of thrombin is dissolved in 1 mL of a 0.1% BSA solution. 10 µL aliquots are prepared and stored at - 20°C.
Tin coated copper wireArcoB8871K48Ordered from Amazon
Trypan Blue Solution, 0.4%Thermo Scientific15250061
Trypsin-EDTA, 0.25%Thermo FIsher Scientific25200072
Vacuum Chamber 2SP Bel-ArtF42027-0000

Referanslar

  1. Frontera, W. R., Ochala, J. Skeletal Muscle: A brief review of structure and function. Calcified Tissue International. 96 (3), 183-195 (2015).
  2. McGreevy, J. W., Hakim, C. H., McIntosh, M. A., Duan, D. Animal models of Duchenne muscular dystrophy: From basic mechanisms to gene therapy. DMM Disease Models and Mechanisms. 8 (3), 195-213 (2015).
  3. Young, J., et al. MyoScreen, a high-throughput phenotypic screening platform enabling muscle drug discovery. SLAS Discovery. 23 (8), 790-806 (2018).
  4. DiMasi, J. A., Hansen, R. W., Grabowski, H. G. The price of innovation: New estimates of drug development costs. Journal of Health Economics. 22 (2), 151-185 (2003).
  5. Pampaloni, F., Reynaud, E. G., Stelzer, E. H. K. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 8 (10), 839-845 (2007).
  6. Duval, K., et al. Modeling physiological events in 2D vs. 3D cell culture. Physiology. 32 (4), 266-277 (2017).
  7. Vandenburgh, H., et al. Drug-screening platform based on the contractility of tissue-engineered muscle. Muscle and Nerve. 37 (4), 438-447 (2008).
  8. Vandenburgh, H., et al. Automated drug screening with contractile muscle tissue engineered from dystrophic myoblasts. The FASEB Journal. 23 (10), 3325-3334 (2009).
  9. Kim, J. H., et al. 3D bioprinted human skeletal muscle constructs for muscle function restoration. Scientific Reports. 8 (1), 12307 (2018).
  10. Takahashi, H., Shimizu, T., Okano, T. Engineered human contractile myofiber sheets as a platform for studies of skeletal muscle physiology. Scientific Reports. 8 (1), 1-11 (2018).
  11. Afshar Bakooshli, M., et al. A 3D culture model of innervated human skeletal muscle enables studies of the adult neuromuscular junction. eLife. 8, 1-29 (2019).
  12. Madden, L., Juhas, M., Kraus, W. E., Truskey, G. A., Bursac, N. Bioengineered human myobundles mimic clinical responses of skeletal muscle to drugs. eLife. 2015 (4), 3-5 (2015).
  13. Urciuolo, A., et al. Engineering a 3D in vitro model of human skeletal muscle at the single fiber scale. PLoS One. 15 (5), 0232081 (2020).
  14. Cvetkovic, C., Rich, M. H., Raman, R., Kong, H., Bashir, R. A 3D-printed platform for modular neuromuscular motor units. Microsystems & Nanoengineering. 3 (1), 1-9 (2017).
  15. Shima, A., Morimoto, Y., Sweeney, H. L., Takeuchi, S. Three-dimensional contractile muscle tissue consisting of human skeletal myocyte cell line. Experimental Cell Research. 370 (1), 168-173 (2018).
  16. Capel, A. J., et al. Scalable 3D printed molds for human tissue engineered skeletal muscle. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 20 (2019).
  17. Gholobova, D., et al. Human tissue-engineered skeletal muscle: a novel 3D in vitro model for drug disposition and toxicity after intramuscular injection. Scientific Reports. 8 (1), 1-14 (2018).
  18. Osaki, T., Uzel, S. G. M., Kamm, R. D. Microphysiological 3D model of amyotrophic lateral sclerosis (ALS) from human iPS-derived muscle cells and optogenetic motor neurons. Science Advances. 4 (10), 5847 (2018).
  19. Rao, L., Qian, Y., Khodabukus, A., Ribar, T., Bursac, N. Engineering human pluripotent stem cells into a functional skeletal muscle tissue. Nature Communications. 9 (1), (2018).
  20. Maffioletti, S. M., et al. Three-dimensional human iPSC-derived artificial skeletal muscles model muscular dystrophies and enable multilineage tissue engineering. Cell Reports. 23 (3), 899-908 (2018).
  21. Chal, J., et al. Generation of human muscle fibers and satellite-like cells from human pluripotent stem cells in vitro. Nature Protocols. 11 (10), 1833-1850 (2016).
  22. Khodabukus, A., et al. Electrical stimulation increases hypertrophy and metabolic flux in tissue-engineered human skeletal muscle. Biomaterials. 198, 259-269 (2019).
  23. Nagashima, T., et al. In vitro model of human skeletal muscle tissues with contractility fabricated by immortalized human myogenic cells. Advanced Biosystems. , 2000121 (2020).
  24. Mills, R. J., et al. Development of a human skeletal micro muscle platform with pacing capabilities. Biomaterials. 198, 217-227 (2019).
  25. Legant, W. R., et al. Microfabricated tissue gauges to measure and manipulate forces from 3D microtissues. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (25), 10097-10102 (2009).
  26. Prüller, J., Mannhardt, I., Eschenhagen, T., Zammit, P. S., Figeac, N. Satellite cells delivered in their niche efficiently generate functional myotubes in three-dimensional cell culture. PLOS One. 13 (9), 0202574 (2018).
  27. Sakar, M. S., et al. Formation and optogenetic control of engineered 3D skeletal muscle bioactuators. Lab on a Chip. 12 (23), 4976-4985 (2012).
  28. Zhang, X., et al. A system to monitor statin-induced myopathy in individual engineered skeletal muscle myobundles. Lab on a Chip. 18 (18), 2787-2796 (2018).
  29. Rajabian, N., et al. Bioengineered skeletal muscle as a model of muscle aging and regeneration. Tissue Engineering Part A. 27 (1-2), 74-86 (2020).
  30. Afshar, M. E., et al. A 96-well culture platform enables longitudinal analyses of engineered human skeletal muscle microtissue strength. Scientific Reports. 10 (1), 6918 (2020).
  31. Mamchaoui, K., et al. Immortalized pathological human myoblasts: Towards a universal tool for the study of neuromuscular disorders. Skeletal Muscle. 1 (1), 34 (2011).
  32. Halldorsson, S., Lucumi, E., Gómez-Sjöberg, R., Fleming, R. M. T. Advantages and challenges of microfluidic cell culture in polydimethylsiloxane devices. Biosensors and Bioelectronics. 63, 218-231 (2015).
  33. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  34. Bakooshli, M. A., et al. A 3D model of human skeletal muscle innervated with stem cell-derived motor neurons enables epsilon-subunit targeted myasthenic syndrome studies. BioRxiv. , 275545 (2018).
  35. Vandenburgh, H. H., Karlisch, P., Farr, L. Maintenance of highly contractile tissue-cultured avian skeletal myotubes in collagen gel. Vitro Cellular & Developmental Biology. 24 (3), 166-174 (1988).
  36. Bell, E., Ivarsson, B., Merrill, C. Production of a tissue-like structure by contraction of collagen lattices by human fibroblasts of different proliferative potential in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76 (3), 1274-1278 (1979).
  37. Hinds, S., Bian, W., Dennis, R. G., Bursac, N. The role of extracellular matrix composition in structure and function of bioengineered skeletal muscle. Biomaterials. 32 (14), 3575-3583 (2011).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Biyom hendislikSay 168insan iskelet kaselektriksel stim lasyonkalsiyum elle lemekuvvet l ml ms zle tirilmi miyojenik progenit r h crelerminimal invazivdoku m hendisli iy ksek i erikboyutluh cre k lt rpolidimetilsiloksan

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır