قياس النتاج القلبي في نموذج الخنازير

Neerav Patel; Hossam Abdou; Joseph Edwards; Noha N. Elansary; Kelly Poe; Michael J. Richmond; Marta J. Madurska; Todd E. Rasmussen; Jonathan J. Morrison

doi:10.3791/62333

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

Summary

يعد التخفيف الحراري ، والقسطرة ذات الحلقة ذات حجم الضغط ، وتصوير البطين المتباين طرقا موثوقة ودقيقة لتحديد فسيولوجيا القلب مثل حجم السكتة الدماغية والناتج القلبي في بيئة معملية في الخنازير.

Abstract

كثيرا ما تستخدم الخنازير في الأبحاث الطبية نظرا لفسيولوجيا القلب المماثلة لتلك الموجودة في البشر. يعد قياس المعلمات القلبية مثل حجم السكتة الدماغية ونتاج القلب أمرا ضروريا في هذا النوع من الأبحاث. يمكن استخدام القسطرة المتباينة لتخطيط البطين والتخفيف الحراري وحلقة حجم الضغط (الحلقة الكهروضوئية) للحصول على بيانات أداء القلب بدقة اعتمادا على الموارد والخبرات المتاحة. في هذه الدراسة ، تم تخدير خمسة خنازير يوركشاير وتنبيبها. تم الحصول على الوصول الوريدي المركزي والشرايين لوضع أدوات القياس اللازمة. تم وضع مسبار درجة الحرارة في جذر الأبهر. تم تسليم بلعة ملحية باردة إلى الأذين الأيمن وتم تسجيل منحنى انحراف درجة الحرارة. سمح تكامل المنطقة تحت المنحنى بحساب النتاج القلبي الحالي. تم وضع قسطرة ضفيرة عن طريق الجلد في البطين الأيسر و 30 مل من التباين المعالج باليود تم حقن الطاقة على مدى 2 ثانية. تم تحميل صور تصوير الأوعية بالطرح الرقمي إلى برنامج التحليل الحجمي لحساب حجم السكتة الدماغية ونتاج القلب. تم وضع قسطرة حلقة حجم الضغط في البطين الأيسر (LV) وقدمت بيانات الضغط والحجم المستمرة ل LV ، مما سمح بحساب كل من حجم السكتة الدماغية ونتاج القلب. أظهرت الطرق الثلاث ارتباطا جيدا مع بعضها البعض. أظهرت القسطرة ذات الحلقة الكهروضوئية والتخفيف الحراري أفضل ارتباط مع خطأ 3٪ ومعامل بيرسون 0.99 ، مع 95٪ CI = 0.97 إلى 1.1 ، (p = 0.002). أظهرت القسطرة ذات الحلقة الكهروضوئية ضد تصوير البطين أيضا ارتباطا جيدا مع خطأ 6٪ ومعامل بيرسون 0.95 ، 95٪ CI = 0.96 إلى 1.1 (p = 0.01). أخيرا ، كان للتخفيف الحراري ضد تخطيط البطين خطأ بنسبة 2٪ مع r = 0.95 ، 95٪ CI = 0.93 إلى 1.11 ، (p = 0.01). في الختام ، نذكر أن القسطرة ذات الحلقة الكهروضوئية ، وتصوير البطين المتباين ، والتخفيف الحراري توفر مزايا معينة اعتمادا على متطلبات الباحث. كل طريقة موثوقة ودقيقة لقياس المعلمات القلبية المختلفة في الخنازير مثل حجم السكتة الدماغية والناتج القلبي.

Introduction

كثيرا ما تستخدم الخنازير في أبحاث التحكم في النزيف والإنعاش نظرا لفسيولوجيتها المتشابهة مع البشر. جزء لا يتجزأ من أبحاث الإنعاش هو المراقبة المستمرة للنتاج القلبي لتقييم الاستجابة الفسيولوجية للتدخلات. توجد العديد من الأنظمة السريرية مثل قسطرة الشريان الرئوي (PA) والأنظمة القائمة على تحليل محيط^{النبض 1}. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن استخدام تخطيط صدى القلب (الصدى) والتصوير المقطعي المحوسب (CT) والتصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) لالتقاط البيانات الديناميكية الدموية. يمكن استخدام الصور التي تم الحصول عليها أثناء الانبساط النهائي والانقباض لتحديد حجم الدم الذي يتم إخراجه أثناء الدورة القلبية. في حين أن هذه التقنيات طفيفة التوغل ، إلا أنها تقدم فقط البيانات التي تم الحصول عليها في وقت التصوير ولا توفر مقاييس^{مستمرة 2}. كما أنها إما تعتمد إلى حد كبير على المشغل (الصدى) أو تتطلب معدات متقدمة ومكلفة (التصوير المقطعي المحوسب والتصوير بالرنين المغناطيسي). بالنظر إلى قدرات وموارد المختبرات المختلفة ، هناك طرق بديلة مختلفة لقياس النتاج القلبي على النحو الأمثل في كل حالة.

التخفيف الحراري هو طريقة شائعة لقياس النتاج القلبي في البيئة السريرية باستخدام قسطرة Swan-Ganz³. يمكن إعادة إنشاء هذه الطريقة في بيئة معملية في الخنازير لقياس النتاج القلبي مباشرة. يمكن أيضا استخدام تصوير البطين المتباين إذا كانت القدرة التنظيرية الفلورية متاحة بسهولة⁴. أخيرا ، توفر القسطرة الحلقية ذات حجم الضغط وسيلة لقياس الضغط البطيني وحجمه مباشرة على أساس النبض إلى الإيقاع ويمكنها توليد بيانات أكثر دقة⁵. تستخدم هذه الطريقة القبول الكهربائي ومعادلة وي لقياس حجم الغرفة. بالمقارنة مع القسطرة القديمة القائمة على التوصيل ، تقضي قسطرة القبول على ظاهرة التوصيل المتوازي بين الدم وعضلة القلب ، وبالتالي تنتج قياسات أكثر دقة دون الحاجة إلى معايرة^{متكررة 6}.

الهدف من هذه الدراسة هو التحقق من صحة دقة هذه الطرق الثلاث مقابل بعضها البعض من حيث قياس حجم السكتة الدماغية القلبية وإخراجها في نموذج الخنازير السليمة. في النهاية ، يمكن لكل باحث اختيار النهج الذي يناسب احتياجاته بشكل أفضل ، اعتمادا على متطلبات الدراسة الخاصة بهم والموارد المتاحة لهم.

Protocol

تمت الموافقة على الإجراءات من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة ماريلاند بولاية بالتيمور (الموافقة # 0320017) وتتوافق مع إرشادات المعاهد الوطنية للصحة للبحوث الأخلاقية على. تم تسجيل خمسة ذكور من خنازير يوركشاير البالغة التي يتراوح وزنها بين 50 و 70 كجم في الدراسة. استخدمت هذه الدراسة نظاما رقميا لجمع البيانات وبرنامجا مقترنا لتسجيل جميع بيانات ديناميكية الدم ودرجة الحرارة. يتكون قياس المعلمات القلبية في نموذج الخنازير من الخطوات التالية: التحضير ، والتخفيف الحراري ، وتصوير البطين ، وإدخال القسطرة ذات الحلقة الكهروضوئية ، وأخيرا القتل الرحيم. خضعت جميع الخمسة لكل من بروتوكولات قياس النتاج القلبي الثلاثة.

1. اختيار والإسكان

استخدم خنزير يوركشاير الذكور المراهقين (Sus Scrofa) الذي يزن 50-70 كجم.
منزلية في أقفاص لا تقل عن 30 قدما مربعا في مساحة مع فراش عالي الكربون مثل القش أو القش أو نشارة الصنوبر. قم بإسكان بشكل فردي ، في الليلة السابقة للإجراء.
السماح بفترة التأقلم للحيوانات الجديدة وفقا لإرشادات المؤسسة.
ملاحظة: عادة ما يكون هذا 48-72 ساعة للثدييات الكبيرة⁷.
أطعم نظاما غذائيا قياسيا ووفر حرية الوصول إلى الماء حتى الليلة السابقة للتجربة.
قم بصيام في الليلة السابقة للإجراء لتقليل مخاطر الشفط أثناء التنبيب الرغامي.
راقب صحة أسبوعيا عن طريق فحص الجلد بحثا عن علامات الإصابة مثل القشور أو الخدوش أو السحجات. تأكد من العمل الطبيعي للتنفس (15-30 نفسا / دقيقة) والسلوك التفاعلي المناسب. تأكد من أن الغشاء المخاطي للفم وردي ورطب وبدون إفرازات.
1. قم بوزن بانتظام للتأكد من حصولها على التغذية الكافية. أبلغ الطاقم البيطري عن أي تشوهات ثم استبعد من البروتوكول.

2. التخدير وتحريض التخدير العام

تخدير في منطقة سكنه عن طريق الحقن العضلي من التيلازول (4-5 مجم / كجم) / زيلازين (1.8-2.2 مجم / كجم) في وسادة الدهون الذيلية في الأذن.
انتظر حتى يتم تخدير بالكامل ويكون هناك استجابة ضئيلة أو معدومة للتحفيز لضمان التعامل الآمن مع ونقله.
انقل من منطقة السكن إلى غرفة العمليات وضعه في الاستلقاء الظهري على طاولة العمليات.
ضع مسبارا لقياس التأكسج النبضي على أذن وابدأ في تهوية بقناع الخطم باستخدام جهاز تهوية ميكانيكي بنسبة 100٪ O₂. تأكد من الختم المناسب للحشية المطاطية للقناع حول الخطم. بمجرد التأكد من الختم المناسب ، قم بإعطاء 3-4٪ من الأيزوفلوران حتى يتم تحفيز التخدير العام واسترخاء الفك.
ملاحظة: تأكد من اتباع الإرشادات المؤسسية لاستخدام العوامل المتطايرة المستنشقة. بشكل عام ، يجب أن تكون غرفة الإجراءات جيدة التهوية ، ويجب استخدام آلية تنظيف / تهوية مناسبة للتخلص من التعرض للاستنشاق.
ضع أنبوب أوروتراكيل باستخدام منظار الحنجرة عن طريق إيقاف تشغيل مبخر الأيزوفلوران وإزالة قناع الخطم. اطلب من شخص ثان إبقاء الفكين مفتوحين بينما يقوم المشغل بإدخال منظار الحنجرة وإزاحة لسان المزمار بطنيا بعيدا عن الحنك الرخو. بمجرد تصور الحبال الصوتية ، أدخل 8-0 أنبوب القصبة الهوائية (ET) من خلال الحبال الصوتية بمقدار 5 سم على الأقل.
قم بنفخ الكفة ET ب 10 مل من الهواء وقم بتأمين أنبوب ET بخطم باستخدام شريط سري. تأكد من وضع الأنبوب عن طريق ارتفاع الصدر ، و / أو ثاني أكسيد الكربون_{2 في نهاية} المد والجزر ، و / أو تسمع الصدر.
قم بتوصيل أنبوب ET بجهاز التخدير باستخدام مبادل حراري ورطوبة.
اضبط إعدادات جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي لتقديم جزء O₂مستوحى بنسبة 30٪ ، مع حجم مد وجزر 7-10 مل / كجم ، ومعدل تنفس من 10-16 نفسا / دقيقة ، للحفاظ على توتر ثاني أكسيد الكربون₂ في نهاية المد والجزر من 38-42 مم زئبق.
إعادة والحفاظ على التخدير المستنشق باستخدام 1.5-3٪ إيزوفلوران. راقب بحثا عن علامات الألم وعدم الراحة مثل الحركات اللاإرادية أو عدم انتظام دقات القلب. اضبط الأيزوفلوران حتى تنطفئ الحركات أو يزول عدم انتظام دقات القلب.

3. تعقيم الموقع الجراحي وإعداده

قص الشعر المغطى ومواقع الوصول عن طريق الجلد (الرقبة البطنية الثنائية) باستخدام ماكينة قص الشعر الكهربائية.
قم بإعداد وفرك جميع مواقع البزل عن طريق الجلد باستخدام كحول البيتادين والأيزوبروبيل واتركها حتى تجف تماما.
ضع ستائر معقمة حول مواقع العمليات للحفاظ على المجالات الجراحية المعقمة ومنع التلوث. قم بتثبيتها في مكانها باستخدام الدبابيس.
قم بتأمين على طاولة العمليات عن طريق تقييد الأطراف الأمامية والخلفية على الطاولة باستخدام شريط أو حبل. ضع وسادة التسخين أسفل واضبطها على 37 درجة مئوية.
ضع مادة تشحيم ذات أساس مائي على طرف مسبار درجة الحرارة وأدخل المسبار في المستقيم لتوفير بيانات مستمرة عن درجة حرارة الجسم.
ضع الأقطاب الكهربائية اللاصقة لتخطيط القلب على جدار الصدر الجانبي الأيمن والأيسر. قم بتوصيل أسلاك ECG بالأقطاب الكهربائية اللاصقة وقم بتوصيل أسلاك ECG بوحدة جمع البيانات.
بعناية ، اقلب إلى الاستلقاء البطني ، مع التأكد من التحكم في أنابيب مجرى الهواء وخيوط تخطيط القلب أثناء النقل.

4. قنية الوريد الوداجي الخارجي

ملاحظة: يتم الحصول على الوصول الوريدي الوداجي لإدخال القنية الوريدية الأذينية اليمنى أثناء إجراء التخفيف الحراري.

استخدم إرشادات الموجات فوق الصوتية (الولايات المتحدة) لتحديد موقع الوريد الوداجي الخارجي في الأخدود الوداجي الموجود في منطقة الرقبة الجانبية. ثقب الجلد بإبرة 18 جم موضوعة بزاوية 45 درجة على الجلد ودفع الطرف إلى التجويف الوريدي تحت إشراف الولايات المتحدة.
مرر سلك توجيه Seldinger مقاس 0.035 بوصة عبر الإبرة إلى التجويف الوريدي. قم بإزالة الإبرة مع ترك السلك التوجيهي في مكانه داخل التجويف الوريدي.
قم بعمل شق جلدي بطول 5 مم بجوار السلك باستخدام مشرط شفرة # 11 ، وقم بربط غمد 15 سم ، 7 Fr مع موسع في الوريد فوق السلك التوجيهي. قم بإزالة سلك التوجيه والموسع. تأكد من بقاء الغمد في موضعه. قم بغرزة الغمد في مكانه عن طريق خياطته على الجلد باستخدام 3-0 خيوط حريرية.
كرر الخطوات من 4.1 إلى 4.3 لقنية الوريد الوداجي الخارجي المقابل.

5. قنية الشريان السباتي

ملاحظة: يتم إجراء قنية الشريان السباتي لتوفير الوصول إلى LV وجذر الأبهر أثناء التخفيف الحراري ، وتصوير البطين المتباين ، وإدخال القسطرة ذات الحلقة الكهروضوئية.

حدد موقع الشريان السباتي الجانبي للقصبة الهوائية باستخدام مسبار أمريكي. تأكد من التدفق النابض باستخدام تصوير دوبلر الملون إن وجد.
ثقب الجلد بإبرة 18 جم موضوعة بزاوية 45 درجة على الجلد ودفعه إلى التجويف الشرياني تحت رؤية الولايات المتحدة. تقدم سلك توجيه Seldinger مقاس 0.035 بوصة عبر الإبرة إلى التجويف الشرياني. قم بإزالة الإبرة مع ترك سلك التوجيه في موضعه داخل التجويف الشرياني.
قم بعمل شق جلدي 5 مم بجوار السلك بمشرط شفرة # 11 ، وقم بربط غمد 20 سم 7 Fr بموسع في الشريان فوق السلك التوجيهي. اترك 5-10 سم من الغمد خارج الجلد. قم بإزالة سلك التوجيه والموسع وتأكد من بقاء الغمد في موضعه. قم بتثبيت الغمد في مكانه عن طريق خياطته على الجلد باستخدام 3-0 خيوط^{حريرية 8}.

6. قياس النتاج القلبي

ملاحظة: يتم تنفيذ جميع الطرق التالية بالتتابع في كل من الخمسة المستخدمة في هذه الدراسة.

التخفيف الحراري
1. أدخل مسبارا حراريا من النوع T عبر غمد الشريان السباتي وقم بتوجيه المسبار إلى جذر الأبهر باستخدام التوجيه التنظيري الفلوري.
2. قم بإرفاق المسبار بنظام جمع البيانات. اسمح بعدة دقائق من جمع البيانات لإنشاء درجة حرارة أورطي أساسية واثقة. يتم تحقيق درجة حرارة أساسية واثقة عندما تظل درجة الحرارة في حدود 1 درجة مئوية من القيمة المركزية على مدى 2-3 دقائق من جمع البيانات.
3. بعد ذلك ، أدخل قسطرة 5 فرن و 110 سم عبر غمد الوريد الوداجي الخارجي وقم بنقل القسطرة إلى الأذين الأيمن باستخدام التنظير الفلوري.
4. بمجرد التحقق من الوضع، اغسل 20 مل من محلول ملحي 12 درجة مئوية بقوة في القسطرة.
5. راقب منحنى انحراف درجة الحرارة على برنامج جمع البيانات. قم بتمييز هذه المنطقة واستخدم وظيفة النتاج القلبي للبرنامج لحساب النتاج القلبي (الشكل 1).
6. كرر هذه العملية 3-5 مرات حسب الحاجة للحصول على قيمة متوسطة عبر هذه القياسات.
تصوير البطين
1. باستخدام التوجيه التنظيري الفلوري المحمول بالأشعة السينية ، أدخل سلكا توجيهيا مقاس 0.035 بوصة عبر غمد الشريان السباتي وفي البطين الأيسر. تقدم الغمد بحيث يجتاز الطرف الصمام الأبهري. قم بإزالة سلك التوجيه مقاس 0.035 بوصة وأدخل قسطرة ضفيرة بطول 80 سم عبر غمد الشريان السباتي بحيث يستقر الضفيرة في قمة LV. اسحب الغمد 5 سم مع ترك الضفيرة في مكانها بحيث لا يكون الغمد داخل LV.
  1. تأكد من أن جميع الموظفين في الغرفة يرتدون مكافئات ساحة الرصاص 0.5 مم. اطلب من أي شخص على بعد 1 متر من الباعث ارتداء نظارات محتوية على الرصاص.
  2. قلل من وقت تشغيل الحزمة وتأكد من أن الباعث موازي جيدا لتقليل التعرض لموظفي المختبر.
  3. تأكد من أن جميع الموظفين يقفون بعيدا عن الباعث قدر الإمكان مع الاستمرار في تنفيذ الإجراء من أجل تقليل التعرض.
2. قم بتوصيل القسطرة بحاقن طاقة تباين مع تحميل 30 مل على الأقل من التباين المعالج باليود. لاحظ معدل ضربات القلب الحالي للحيوان.
3. قم بتكوين حاقن الطاقة لتوفير 15 مل / ثانية من التباين ليصبح المجموع 30 مل وتسليح الجهاز.
4. قم بتكوين المنظار الفلوري لتصوير الأوعية بالطرح الرقمي (DSA) بمعدل 30 إطارا/ثانية عند الميل الأمامي الأيسر بزاوية 30 درجة.
5. ابدأ DSA على المنظار الفلوري وانتظر حتى تطرح الصورة. ابدأ حقن الطاقة بمجرد عرض صورة الطرح بواسطة آلة التنظير الفلوري. افعل ذلك عن طريق الضغط على زر الحاقن بمجرد أن تقوم آلة التنظير بالفلور بطرح المادة غير الشفافة من الصورة بحيث تكون غرفة الجهد المنخفض فقط معتمة أثناء سلسلة الصور (الشكل 2 أ).
  ملاحظة: بدلا من ذلك ، يمكن استخدام التنظير الفلوري الكلاسيكي لتصوير البطين إذا كان DSA غير متوفر.
6. قم بتحميل هذه الصور إلى نظام أرشفة الصور والاتصال (PACS).
7. قم باستيراد صور مخطط البطين إلى برنامج تصوير كمي.
8. باستخدام وظيفة تحليل البطين الأيسر ، قم بمعايرة البرنامج على الصورة باستخدام علامات 1 سم على ضفيرة العلامة كمرجع.
9. انقر فوق الزر "إنهاء الانبساط" وابحث في صور DSA عن الإطار الذي يصور أكبر حجم LV يشير إلى الانبساط النهائي. بعد ذلك، تتبع حدود الجهد المنخفض باستخدام الماوس بزيادات صغيرة لضمان الدقة.
10. انقر بعد ذلك على الزر "إنهاء الانقباض" وابحث عن الإطار الذي يصور الانقباض النهائي حيث يكون حجم الجهد المنخفض أقل. مرة أخرى ، تتبع حدود الجهد المنخفض بنفس طريقة الخطوة السابقة.
11. انقر فوق الزر تحليل . يقوم البرنامج بعد ذلك بإجراء تحليل حجمي كمي باستخدام طريقة دودج ساندلر لطول المنطقة⁹ لحساب الحجم الانقباضي النهائي ، والحجم الانبساطي النهائي ، بالإضافة إلى حجم السكتة الدماغية. ثم يتم إخراج البيانات في مستند تحليل الجهد المنخفض.
12. حدد النتاج القلبي بضرب حجم السكتة الدماغية المقاسة في معدل ضربات القلب المسجل مسبقا.
قسطرة حلقة الضغط والحجم
1. انقع القسطرة ذات الحلقة الكهروضوئية في محلول ملحي عادي لمدة 20 دقيقة على الأقل قبل الاستخدام. قم بتوصيل القسطرة بنظام جمع البيانات.
2. أدخل طرف القسطرة ذات الحلقة الكهروضوئية التي تحتوي على محول الضغط في حقنة من المحلول الملحي وأمسك محول الضغط أسفل الغضروف المفصلي مباشرة. باستخدام أزرار الضبط الخشنة والدقيقة في وحدة القسطرة ، اضبط إشارة ضغط الخرج حتى تقرأ 0 مم زئبق على برنامج جمع البيانات.
3. قم بمعايرة القسطرة ذات الحلقة الكهروضوئية ومقاومة الدم وحجم السكتة الدماغية وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
  ملاحظة: تقترح الشركة المصنعة استخدام مقاومة دم تبلغ 1.5 مللي أوم وحجم سكتة دماغية يبلغ 60 مل لنماذج الكبيرة.
4. كما في الخطوة 6.2.1 ، أدخل سلكا توجيهيا مقاس 0.035 بوصة في غلاف الشريان السباتي وقم بنقله إلى LV باستخدام التوجيه التنظيري الفلوري. تقدم الغمد حتى يجتاز الصمام الأبهري. قم بإزالة سلك التوجيه ، مع ترك الغمد في مكانه وأدخل قسطرة الحلقة الكهروضوئية تحت توجيه تنظيري عبر غمد الشريان السباتي حتى يستقر جزء الضفيرة في قمة LV (الشكل 2 ب). اسحب الغمد ~ 5 سم بحيث لا يكون داخل LV مع ترك الضفيرة في مكانها.
5. وفقا لتعليمات الشركة المصنعة، قم بإجراء فحص أساسي قبل تجميع البيانات بالانتقال إلى خيار الفحص الأساسي على شاشة الحصول على البيانات والضغط على الزر Enter . يتم إجراء فحص أساسي باستخدام نظام القسطرة الكهروضوئية لتأكيد قياس معدل ضربات القلب بدقة. اضغط على زر Enter مرة أخرى لبدء الحصول على بيانات الضغط والحجم. يمكن تمرير مقاطع الحجم للحصول على أفضل شكل موجة للحجم.
6. تحقق من منحنى حجم الضغط الذي يتم إخراجه إلى برنامج جمع البيانات. تأكد من تسجيل الحلقة الكهروضوئية بشكل كاف ، والتي يجب أن تكون مستطيلة ذات حواف ناعمة. (الشكل 2 ج). إذا لم يكن الأمر كذلك ، فقم بتغيير موضع القسطرة برفق إما عن طريق الالتواء أو التحرك ذهابا وإيابا حتى يتم تسجيل حلقة مناسبة. احسب حجم السكتة الدماغية ونتاج القلب بضرب معدل ضربات القلب في الفرق بين الحجم الانبساطي النهائي والحجم الانقباضي النهائي.
7. قم بتثبيت القسطرة في مكانها إما بشريط لاصق أو خياطة لضمان الوضع المناسب طوال الوقت.

7. القتل الرحيم

القتل الرحيم للحيوان باستخدام >2 ملي مكافئ / كجم من كلوريد البوتاسيوم (50-70 مل من 2 ملي مكافئ / مل KCl) عن طريق غمد الوريد الوداجي.
استمر في التخدير العام ومراقبة القلب حتى يظهر تتبع مخطط كهربية القلب عدم وجود نشاط كهربائي للقلب ويصل توتر ثاني أكسيد الكربون_في نهاية المد والجزر إلى 0 مم زئبق.
ملاحظة: تم الحفاظ على المراقبة الديناميكية الدموية طوال التجربة.

النتائج

تراوح وزن الخنازير من 51.4 كجم إلى 61.5 كجم بمتوسط وزن 56.6 ± 3.6 كجم. كان متوسط أحجام السكتة الدماغية المقاسة بواسطة قسطرة الحلقة الكهروضوئية ، وتخطيط البطين ، والتخفيف الحراري عبر جميع الأشخاص الخمسة 58.0 ± 12.0 مل ، و 57.6 ± 8.5 مل ، و 53.0 ± 9.8 مل ، على التوالي. كان متوسط النتاج القلبي ال?...

Discussion

توضح هذه الدراسة بالتفصيل طريقة موحدة لثلاث طرق مختلفة لقياس النتاج القلبي في الخنازير بدقة. يتمتع الخنازير بتشريح ووظائف الأعضاء القلبية الوعائية المماثلة للبشر ويستخدم بشكل شائع كنموذج لفسيولوجيا القلب البشري ، وتحديدا للتقييمات قبل السريرية للعمليات الجراحية وال?...

Disclosures

ويعلن أصحاب البلاغ أنه لا يوجد تضارب في المصالح.

Acknowledgements

اي

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% sodium chloride injection	Hospira	0409-4888-50
7 Fr Introducer Kit	Terumo	RCFW-5.0-35
Anesthesia Machine	Drager	Fabius Tiro
Contrast Power Injector	GEHealthcare	E8004N
Fluoroscope	GEHealthcare	OEC 9800
Heating/Cooling T/pump	Gaymar	Tp-700
Isoflurane	Baxter	10019-360-40
Jackie catheter	Terumo	40-5023
Omnipaque	GEHealthcare	559289
PowerChart	ADinstruments	ML866/P	Software
PowerLab	ADinstruments	PL3516
PV-loop catheter	Transonic		Prefer pigtail tip to straight tip
PV-loop module	Transonic	FFS-097-A004
Surgical suture, black braided silk, 3.0	Surgical Speciaties Corp.
Thermocouple probe	ADinstruments	MLT1401
Ultrasound probe	Philips	L12-4
Various-sized syringes
ViewPlus	Sanders Data Systems		Software

References

Pinsky, M. R., Payen, D. Functional hemodynamic monitoring. Critical Care. 9, 566-572 (2005).
Geerts, B. F., Aarts, L. P., Jansen, J. R. Methods in pharmacology: Measurement of cardiac output. British Journal of Clinical Pharmacology. 71, 316-330 (2011).
Argueta, E. E., Paniagua, D. Thermodilution cardiac output: A concept over 250 years in the making. Cardiology in Review. 27, 138-144 (2019).
Higgins, C. B., et al. Quantitation of left ventricular dimensions and function by digital video subtraction angiography. Radiology. 144, 461-469 (1982).
Abraham, D., Mao, L. Cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in Mice. Journal of Visual Experiments. (103), e52942 (2015).
Porterfield, J. E., et al. Dynamic correction for parallel conductance, GP, and gain factor, α, in invasive murine left ventricular volume measurements. Journal of Applied Physiology. 107, 1693-1703 (2009).
Obernier, J. A., Baldwin, R. L. Establishing an appropriate period of acclimatization following transportation of laboratory animals. Institution of Laboratory Animal Research Journal. 47, 364-369 (2006).
Madurska, M. J., et al. Development of a selective aortic arch perfusion system in a porcine model of exsanguination cardiac arrest. Journal of Visualized Experiments. (162), e61573 (2020).
Dodge, H. T., Sandler, H., Ballew, D. W., Lord, J. D. The use of biplane angiocardigraphy for the measurement of left ventricular volume in man. American Heart Journal. 60, 762-776 (1960).
Crick, S. J., Sheppard, M. N., Ho, S. Y., Gebstein, L., Anderson, R. H. Anatomy of the pig heart: comparisons with normal human cardiac structure. Journal of Anatomy. 193, 105-119 (1998).
Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of Swine for the Laboratory. Institution of Laboratory Animal Research Journal. 47, 358-363 (2006).
Franklin, D. L., Van Citters, R. L., Rushmer, R. F. Balance between right and left ventricular output. Circulation Research. 10, 17-26 (1962).
Borlaug, B. A., Kass, D. A. Invasive hemodynamic assessment in heart failure. Cardiology Clinics. 29, 269-280 (2011).
Thrush, D., Downs, J. B., Smith, R. A. Continuous thermodilution cardiac output: Agreement with fick and bolus thermodilution methods. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 9, 399-404 (1995).
Izer, J., Wilson, R., Hernon, K., Ündar, A. Ultrasound-guided vessel catheterization in adult Yorkshire cross-bred pigs. Veterinary Anesthesia and Analgesia. 44, 133-137 (2017).
Hanneman, S. K. Design, analysis, and interpretation of method-comparison studies. AACN Advanced Critical Care. 19, 223-234 (2008).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated: