Medindo o débito cardíaco em um modelo suíno

Resumo

Termodiluição, cateteres de alça de pressão-volume e ventriculografia com contraste são métodos confiáveis e precisos para determinar a fisiologia cardíaca, como volume sistólico e débito cardíaco em um ambiente laboratorial em suínos.

Resumo

Os suínos são frequentemente usados em pesquisas médicas devido à sua fisiologia cardíaca semelhante à dos humanos. A medição de parâmetros cardíacos, como volume sistólico e débito cardíaco, é essencial nesse tipo de pesquisa. Os cateteres de ventriculografia com contraste, termodiluição e alça de pressão-volume (PV-loop) podem ser usados para obter dados de desempenho cardíaco com precisão, dependendo de quais recursos e conhecimentos estão disponíveis. Para este estudo, cinco suínos de Yorkshire foram anestesiados e intubados. O acesso venoso central e arterial foi obtido para colocar os instrumentos de medida necessários. Uma sonda de temperatura foi colocada na raiz da aorta. Um bolus de soro fisiológico frio foi entregue no átrio direito e a curva de deflexão da temperatura foi registrada. A integração da área sob a curva permitiu o cálculo do débito cardíaco atual. Um cateter pigtail foi colocado por via percutânea no ventrículo esquerdo e 30 mL de contraste iodado foram injetados durante 2 segundos. As imagens de angiografia por subtração digital foram carregadas no software de análise volumétrica para calcular o volume sistólico e o débito cardíaco. Um cateter de pressão volêmico foi colocado no ventrículo esquerdo (VE) e forneceu dados contínuos de pressão e volume do VE, o que permitiu o cálculo do volume sistólico e do débito cardíaco. Todos os três métodos demonstraram boa correlação entre si. O cateter PV-loop e a termodiluição apresentaram a melhor correlação com erro de 3% e coeficiente de Pearson de 0,99, com IC95%=0,97 a 1,1, (p=0,002). O cateter PV-loop contra ventriculografia também apresentou boa correlação com erro de 6% e coeficiente de Pearson de 0,95, IC 95%=0,96 a 1,1 (p=0,01). Por fim, a termodiluição contra ventriculografia apresentou erro de 2% com r=0,95, IC 95%=0,93 a 1,11, (p=0,01). Em conclusão, afirmamos que o cateter PV-loop, a ventriculografia com contraste e a termodiluição oferecem certas vantagens, dependendo das necessidades do pesquisador. Cada método é confiável e preciso para medir vários parâmetros cardíacos em suínos, como o volume sistólico e o débito cardíaco.

Introdução

Os suínos são frequentemente usados no controle de hemorragias e pesquisas de ressuscitação devido à sua fisiologia semelhante à dos humanos. Parte integrante da pesquisa de ressuscitação é o monitoramento contínuo do débito cardíaco para avaliar a resposta fisiológica às intervenções. Existem vários sistemas clínicos, como cateteres de artéria pulmonar (AP) e sistemas baseados em análise de contorno de pulso¹. Além disso, ecocardiografia (eco), tomografia computadorizada (TC) e ressonância magnética (RM) podem ser usadas para capturar dados hemodinâmicos. Imagens obtidas durante a diástole final e a sístole podem ser usadas para determinar o volume de sangue ejetado durante esse ciclo cardíaco. Embora essas técnicas sejam minimamente invasivas, elas apresentam apenas dados adquiridos no momento da imagem e não fornecem medidas contínuas². Eles também dependem em grande parte do operador (eco) ou requerem equipamentos avançados e caros (TC e RM). Dadas as capacidades e recursos de diferentes laboratórios, existem vários métodos alternativos para medir o débito cardíaco de forma otimizada em cada instância.

A termodiluição é um método comum de medir o débito cardíaco no ambiente clínico usando um cateter de Swan-Ganz³. Este método pode ser recriado em um ambiente de laboratório em suínos para medir diretamente o débito cardíaco. A ventriculografia com contraste também pode ser utilizada se a capacidade fluoroscópica estiver prontamente disponível⁴. Finalmente, os cateteres de alça de pressão-volume oferecem um meio de medir diretamente a pressão e o volume ventricular batimento a batimento e podem gerar dados mais sutis⁵. Este método utiliza admitância elétrica e a equação de Wei para medir o volume da câmara. Em comparação com os cateteres baseados em condutância mais antigos, os cateteres de admissão eliminam o fenômeno de condutância paralela entre o sangue e o músculo cardíaco, produzindo medições mais precisas sem exigir calibração repetida⁶.

O objetivo deste estudo é validar a precisão desses três métodos entre si em termos de medição do volume sistólico cardíaco e do débito em um modelo suíno saudável. Em última análise, cada investigador pode escolher qual abordagem atende melhor às suas necessidades, dependendo dos requisitos do estudo e dos recursos disponíveis para eles.

Protocolo

Os procedimentos foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Maryland, Baltimore (Aprovação # 0320017) e em conformidade com as diretrizes do National Institutes of Health para pesquisa ética com animais. Cinco suínos Yorkshire machos adultos pesando entre 50 e 70 kg foram incluídos no estudo. Este estudo utilizou um sistema digital de coleta de dados e um software pareado para registrar todos os dados hemodinâmicos e de temperatura. A mensuração dos parâmetros cardíacos no modelo suíno consistiu nas seguintes etapas: preparo, termodiluição, ventriculografia, inserção do cateter PV-loop e, finalmente, eutanásia. Todos os cinco animais foram submetidos a cada um dos três protocolos de medição do débito cardíaco.

1. Seleção e alojamento dos animais

1. Use porcos Yorkshire machos adolescentes (Sus Scrofa) pesando 50-70 kg.
2. Animais domésticos em gaiolas de pelo menos 30 pés quadrados de área com cama de alto carbono, como feno, palha ou aparas de pinheiro. Alojar o animal individualmente, na noite anterior ao procedimento.
3. Permitir período de aclimatação para novos animais de acordo com as diretrizes da instituição.
   NOTA: Isso é tipicamente 48-72 h para mamíferos grandes⁷.
4. Alimente os animais com uma dieta padrão e forneça acesso gratuito à água até a noite anterior ao experimento.
5. Jejue os animais na noite anterior ao procedimento para minimizar o risco de aspiração durante a intubação endotraqueal.
6. Monitore a saúde dos animais semanalmente, inspecionando a pele em busca de sinais de lesões, como crostas, arranhões ou escoriações. Garanta o trabalho normal de respiração (15-30 respirações/min) e um comportamento adequado e interativo. Certifique-se de que a mucosa oral esteja rosada, úmida e sem secreção.
   1. Pese os animais regularmente para confirmar que eles têm nutrição adequada. Relate quaisquer anormalidades à equipe veterinária e, em seguida, exclua o animal do protocolo.

2. Sedação e indução de anestesia geral

1. Sedar o animal em sua área de alojamento por injeção intramuscular de Telazol (4-5 mg / kg) / xilazina (1,8-2,2 mg / kg) na almofada de gordura caudal à orelha.
2. Espere até que o animal esteja totalmente sedado e haja pouca ou nenhuma resposta à estimulação para garantir o manuseio e transporte seguros do animal.
3. Transporte o animal da área de alojamento para a sala de procedimentos e coloque-o em decúbito dorsal na mesa de operação.
4. Coloque uma sonda de oximetria de pulso na orelha do animal e comece a ventilar o animal com uma máscara de focinho usando um ventilador mecânico com 100% de O₂. Garanta a vedação adequada da junta de borracha da máscara ao redor do focinho. Uma vez que uma vedação adequada seja garantida, administre isoflurano a 3-4% até que a anestesia geral seja induzida e a mandíbula esteja relaxada.
   NOTA: Certifique-se de seguir as diretrizes institucionais para o uso de agentes voláteis inalatórios. Em geral, a sala de procedimentos deve ser bem ventilada e um mecanismo adequado de limpeza/ventilação deve ser usado para eliminar a exposição à inalação.
5. Coloque um tubo orotraqueal usando um laringoscópio desligando o vaporizador de isoflurano e removendo a máscara do focinho. Peça a uma segunda pessoa que segure as mandíbulas abertas enquanto o operador insere o laringoscópio e desloca a epiglote ventralmente para longe do palato mole. Uma vez que as cordas vocais são visualizadas, insira um 8-0 tubo endotraqueal (TE) através das pregas vocais em pelo menos 5 cm.
6. Infle o manguito ET com 10 mL de ar e prenda o tubo ET ao focinho do animal usando fita umbilical. Confirme a colocação do tubo pela elevação do tórax, CO_{expirado 2} e/ou ausculta torácica.
7. Conecte o tubo ET à máquina anestésica com um trocador de calor e umidade.
8. Ajuste as configurações do ventilador mecânico para fornecer uma fração inspirada de O₂ de 30%, com um volume corrente de 7-10 mL/kg e uma frequência respiratória de 10-16 respirações/min, para manter uma tensão expirada de CO₂ de 38-42 mmHg.
9. Devolva e mantenha o anestésico inalado usando isoflurano a 1,5-3%. Monitore o animal em busca de sinais de dor e desconforto, como movimentos involuntários ou taquicardia. Ajuste o isoflurano até que os movimentos se extingam ou a taquicardia desapareça.

3. Esterilização e preparação do local cirúrgico

1. Corte os locais de acesso sobrejacente e percutâneo (pescoço ventral bilateral) usando um aparador de cabelo elétrico.
2. Prepare e esfregue todos os locais de punção percutânea com betadine e álcool isopropílico e deixe secar completamente.
3. Coloque campos estéreis ao redor dos locais operatórios para preservar os campos cirúrgicos estéreis e evitar contaminação. Prenda-os no lugar com grampos.
4. Prenda o animal à mesa de operação prendendo os membros anteriores e posteriores à mesa usando fita adesiva ou corda. Coloque a almofada de aquecimento embaixo do animal e ajuste para 37 °C.
5. Aplique um lubrificante à base de água na ponta da sonda de temperatura e insira a sonda no reto para fornecer dados contínuos de temperatura corporal.
6. Coloque os eletrodos adesivos de ECG na parede torácica lateral direita e esquerda. Conecte os eletrodos de ECG aos eletrodos adesivos e conecte os eletrodos de ECG à unidade de coleta de dados.
7. Com cuidado, vire o animal para decúbito ventral, garantindo que o tubo das vias aéreas e os eletrodos de ECG sejam controlados durante a transferência.

4. Canulação da veia jugular externa

NOTA: O acesso venoso jugular é obtido para a inserção da cânula venosa atrial direita durante o procedimento de termodiluição.

1. Use orientação por ultrassom (US) para localizar a veia jugular externa no sulco jugular localizado na região lateral do pescoço. Perfure a pele com uma agulha de 18 G colocada em um ângulo de 45° em relação à pele e avance a ponta para o lúmen venoso sob orientação de US.
2. Passe um fio-guia Seldinger de 0,035" pela agulha e no lúmen venoso. Remova a agulha enquanto deixa o fio-guia no lugar dentro do lúmen venoso.
3. Faça uma incisão na pele de 5 mm adjacente ao fio usando um bisturi de lâmina # 11 e passe uma bainha de 15 cm e 7 Fr com um dilatador na veia sobre o fio-guia. Remova o fio-guia e o dilatador. Certifique-se de que a bainha permaneça na posição. Costure a bainha no lugar, suturando-a à pele com suturas de seda 3-0.
4. Repita as etapas 4.1 a 4.3 para canular a veia jugular externa contralateral.

5. Canulação da artéria carótida

NOTA: A canulação da artéria carótida é realizada para fornecer acesso ao VE e à raiz da aorta durante a termodiluição, ventriculografia com contraste e inserção do cateter de alça fotovoltaica.

1. Localize a artéria carótida lateral à traqueia usando uma sonda de US. Garanta o fluxo pulsátil usando imagens Doppler coloridas, se disponíveis.
2. Perfure a pele com uma agulha de 18 G colocada em um ângulo de 45° em relação à pele e avance-a para o lúmen arterial sob visão de US. Avance um fio-guia Seldinger de 0,035" através da agulha e no lúmen arterial. Remova a agulha deixando o fio-guia em posição dentro do lúmen arterial.
3. Faça uma incisão na pele de 5 mm adjacente ao fio com um bisturi de lâmina # 11 e enfie uma bainha de 20 cm 7 Fr com um dilatador na artéria sobre o fio-guia. Deixe 5-10 cm da bainha fora da pele. Remova o fio-guia e o dilatador e certifique-se de que a bainha permaneça na posição. Prenda a bainha no lugar suturando-a na pele com suturas de seda 3-0⁸.

6. Medição do débito cardíaco

NOTA: Todos os métodos a seguir são realizados sequencialmente em cada um dos 5 animais usados neste estudo.

1. Termodiluição
   1. Insira uma sonda de termopar tipo T através da bainha arterial carotídea e guie a sonda para a raiz da aorta usando orientação fluoroscópica.
   2. Conecte a sonda ao sistema de coleta de dados. Aguarde vários minutos de coleta de dados para estabelecer uma temperatura aórtica basal confiável. Uma temperatura de linha de base confiável é alcançada quando a temperatura permanece dentro de 1 °C do valor central durante 2-3 minutos de coleta de dados.
   3. Em seguida, insira um cateter de 5 Fr, 110 cm através da bainha da veia jugular externa e navegue o cateter até o átrio direito usando fluoroscopia.
   4. Uma vez verificada a posição, lave com força 20 mL de solução salina a 12 °C no cateter.
   5. Observe a curva de deflexão de temperatura no software de coleta de dados. Destaque essa região e use a função de débito cardíaco do software para calcular o débito cardíaco (Figura 1).
   6. Repita esse processo 3-5 vezes conforme necessário para obter um valor médio nessas medições.
2. Ventriculografia
   1. Usando orientação fluoroscópica de raios-x portátil, insira um fio-guia de 0,035" através da bainha arterial carotídea e no ventrículo esquerdo. Avance a bainha para que a ponta atravesse a válvula aórtica. Remova o fio-guia de 0,035" e insira um cateter pigtail marcador de 80 cm através da bainha arterial carotídea para que o pigtail fique apoiado no ápice do VE. Retire a bainha 5 cm, deixando a trança no lugar para que a bainha não fique mais dentro do VE.
      1. Certifique-se de que todos os funcionários na sala estejam usando aventais de chumbo equivalentes a 0.5 mm. Peça a qualquer pessoa a menos de 1 m do emissor que use óculos com chumbo.
      2. Minimize o tempo de ativação do feixe e certifique-se de que o emissor esteja bem colimado para reduzir a exposição ao pessoal do laboratório.
      3. Certifique-se de que todo o pessoal fique o mais longe possível do emissor enquanto ainda é capaz de realizar o procedimento para reduzir a exposição.
   2. Conecte o cateter a um injetor de contraste com pelo menos 30 mL de contraste iodado carregado. Observe a frequência cardíaca atual do animal.
   3. Configure o injetor de energia para fornecer 15 mL/s de contraste para um total de 30 mL e arme o dispositivo.
   4. Configure o fluoroscópio para angiografia por subtração digital (DSA) a 30 quadros/s a 30° de obliquidade anterior esquerda.
   5. Inicie o DSA no fluoroscópio e aguarde a subtração da imagem. Inicie a injeção de energia assim que a imagem de subtração for mostrada pela máquina de fluoroscopia. Faça isso pressionando o botão injetor assim que a máquina de fluoroscopia subtrair o material radiopaco da imagem para que apenas a câmara LV seja opacificada durante a série de imagens (Figura 2A).
      NOTA: Alternativamente, a fluoroscopia clássica pode ser usada para ventriculografia se a DSA não estiver disponível.
   6. Carregue essas imagens em um sistema de arquivamento e comunicação de imagens (PACS).
   7. Importe as imagens do ventriculograma para um software de imagem quantitativa.
   8. Usando a função de análise do ventrículo esquerdo, calibre o software para a imagem usando as marcas de 1 cm na trança do marcador como referência.
   9. Clique no botão End Diastole e pesquise nas imagens DSA o quadro que representa o maior volume do VE indicando a diástole final. Em seguida, trace a borda LV usando o mouse em pequenos incrementos para garantir a precisão.
   10. Em seguida, clique no botão End Systole e procure o quadro que descreve a sístole final onde o volume do VE é menor. Novamente, trace a borda LV da mesma maneira que na etapa anterior.
   11. Clique no botão Analisar . O programa então realiza uma análise volumétrica quantitativa usando o método de comprimento de área de Dodge-Sandler⁹ para calcular o volume sistólico final, o volume diastólico final e o volume sistólico. Os dados são então emitidos em um documento de análise de BT.
   12. Determine o débito cardíaco multiplicando o volume sistólico medido pela frequência cardíaca registrada anteriormente.
3. Cateter de alça de pressão-volume
   1. Mergulhe o cateter PV-loop em solução salina normal por pelo menos 20 minutos antes do uso. Conecte o cateter ao sistema de coleta de dados.
   2. Insira a ponta do cateter PV-loop contendo o transdutor de pressão em uma seringa de solução salina e segure o transdutor de pressão logo abaixo do menisco. Usando os botões de ajuste grosso e fino no módulo do cateter, ajuste o sinal de pressão de saída até que ele leia 0 mmHg no software de coleta de dados.
   3. Calibre a resistividade sanguínea do cateter PV-loop e o volume sistólico de acordo com as instruções do fabricante.
      NOTA: O fabricante sugere o uso de uma resistividade sanguínea de 1,5 mΩ e um volume sistólico de 60 mL para modelos animais grandes.
   4. Como na etapa 6.2.1, insira um fio-guia de 0,035" na bainha arterial carotídea e avance-o para o VE usando orientação fluoroscópica. Avance a bainha até que ela atravesse a válvula aórtica. Remova o fio-guia deixando a bainha no lugar e insira o cateter PV-loop sob orientação fluoroscópica através da bainha arterial carotídea até que a porção pigtail esteja apoiada no ápice do VE (Figura 2B). Retire a bainha ~5 cm para que não fique mais dentro do LV, deixando o pigtail no lugar.
   5. De acordo com as instruções do fabricante, execute uma verificação de linha de base antes de coletar dados navegando até a opção Verificação de linha de base na tela de aquisição de dados e pressione o botão Enter . Uma varredura de linha de base é feita usando o sistema de cateter PV-loop para confirmar a medição precisa da frequência cardíaca. Pressione o botão Enter novamente para iniciar a aquisição de dados de pressão e volume. Os segmentos de volume podem ser percorridos para adquirir a melhor forma de onda de volume.
   6. Verifique a curva de volume de pressão que está sendo enviada para o software de coleta de dados. Certifique-se de que o loop PV seja gravado adequadamente, que deve ser retangular com bordas lisas. (Figura 2C). Caso contrário, reposicione suavemente o cateter torcendo ou movendo-se para frente e para trás até que um laço adequado seja registrado. Calcule o volume sistólico e o débito cardíaco multiplicando a frequência cardíaca pela diferença entre o volume diastólico final e o volume sistólico final.
   7. Prenda o cateter no lugar com fita adesiva ou sutura para garantir o posicionamento adequado por toda parte.

7. Eutanásia

1. Eutanásia do animal usando injeção de cloreto de potássio >2 mEq/kg (50-70 mL de 2 mEq/mL KCl) através da bainha da veia jugular.
2. Continue a anestesia geral e o monitoramento cardíaco até que o traçado do ECG não mostre atividade elétrica cardíaca e a tensão expirada de CO₂ atinja 0 mmHg.
   NOTA: O monitoramento hemodinâmico foi mantido durante todo o experimento.

Resultados

O peso dos suínos variou de 51,4 kg a 61,5 kg, com peso médio de 56,6 ± 3,6 kg. Os volumes sistólicos médios medidos por cateter PV-loop, ventriculografia e termodiluição em todos os cinco indivíduos foram de 58,0 ± 12,0 mL, 57,6 ± 8,5 mL e 53,0 ± 9,8 mL, respectivamente. Os débitos cardíacos médios medidos por um cateter PV-loop, ventriculografia e termodiluição em todos os cinco indivíduos foram de 5,0 ± 1,1 L/min, 5,3 ± 1,2 L/min e 5,2 ± 1,0 L/min, respectivamente ...

Discussão

Este estudo detalha um método padronizado de três maneiras diferentes de medir com precisão o débito cardíaco em suínos. Os suínos têm anatomia e fisiologia cardiovascular análogas aos humanos e são comumente usados como modelo para a fisiologia cardíaca humana, especificamente para avaliações pré-clínicas de processos cirúrgicos e intervencionistas¹⁰. Isso permite que os suínos sirvam como modelo primário para fisiologia cardiovascular, patolog...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% sodium chloride injection	Hospira	0409-4888-50
7 Fr Introducer Kit	Terumo	RCFW-5.0-35
Anesthesia Machine	Drager	Fabius Tiro
Contrast Power Injector	GEHealthcare	E8004N
Fluoroscope	GEHealthcare	OEC 9800
Heating/Cooling T/pump	Gaymar	Tp-700
Isoflurane	Baxter	10019-360-40
Jackie catheter	Terumo	40-5023
Omnipaque	GEHealthcare	559289
PowerChart	ADinstruments	ML866/P	Software
PowerLab	ADinstruments	PL3516
PV-loop catheter	Transonic		Prefer pigtail tip to straight tip
PV-loop module	Transonic	FFS-097-A004
Surgical suture, black braided silk, 3.0	Surgical Speciaties Corp.
Thermocouple probe	ADinstruments	MLT1401
Ultrasound probe	Philips	L12-4
Various-sized syringes
ViewPlus	Sanders Data Systems		Software