Mesure du débit cardiaque dans un modèle porcin

Résumé

La thermodilution, les cathéters à boucle pression-volume et la ventriculographie de contraste sont des méthodes fiables et précises pour déterminer la physiologie cardiaque, comme le volume systolique et le débit cardiaque, en laboratoire chez les porcs.

Résumé

Les porcs sont fréquemment utilisés dans la recherche médicale en raison de leur physiologie cardiaque similaire à celle des humains. La mesure des paramètres cardiaques tels que le volume systolique et le débit cardiaque est essentielle dans ce type de recherche. Les cathéters de ventriculographie de contraste, de thermodilution et de boucle pression-volume (PV-loop) peuvent être utilisés pour obtenir avec précision des données de performance cardiaque en fonction des ressources et de l’expertise disponibles. Pour cette étude, cinq porcs du Yorkshire ont été anesthésiés et intubés. Un accès veineux et artériel central a été obtenu pour placer les instruments de mesure nécessaires. Une sonde de température a été placée dans la racine aortique. Un bolus salin froid a été administré à l’oreillette droite et la courbe de déviation de la température a été enregistrée. L’intégration de l’aire sous la courbe a permis de calculer le débit cardiaque actuel. Un cathéter en queue de cochon a été placé par voie percutanée dans le ventricule gauche et 30 mL de produit de contraste iodé ont été injectés pendant 2 secondes. Des images d’angiographie par soustraction numérique ont été téléchargées dans un logiciel d’analyse volumétrique pour calculer le volume de l’AVC et le débit cardiaque. Un cathéter à boucle de volume de pression a été placé dans le ventricule gauche (VG) et a fourni des données continues de pression et de volume du VG, ce qui a permis de calculer à la fois le volume systolique et le débit cardiaque. Les trois méthodes ont démontré une bonne corrélation les unes avec les autres. Le cathéter PV-loop et la thermodilution ont montré la meilleure corrélation avec une erreur de 3 % et un coefficient de Pearson de 0,99, avec un IC à 95 % = 0,97 à 1,1, (p = 0,002). Le cathéter PV-loop contre la ventriculographie a également montré une bonne corrélation avec une erreur de 6 % et un coefficient de Pearson de 0,95, IC à 95 % = 0,96 à 1,1 (p = 0,01). Enfin, la thermodilution contre la ventriculographie présentait une erreur de 2 % avec r = 0,95, IC à 95 % = 0,93 à 1,11 (p = 0,01). En conclusion, nous affirmons que le cathéter PV-loop, la ventriculographie de contraste et la thermodilution offrent chacun certains avantages en fonction des exigences du chercheur. Chaque méthode est fiable et précise pour mesurer divers paramètres cardiaques chez les porcs, tels que le volume systolique et le débit cardiaque.

Introduction

Les porcs sont fréquemment utilisés dans la recherche sur le contrôle des hémorragies et la réanimation en raison de leur physiologie similaire à celle des humains. La surveillance continue du débit cardiaque fait partie intégrante de la recherche en réanimation afin d’évaluer la réponse physiologique aux interventions. Il existe plusieurs systèmes cliniques, tels que les cathéters de l’artère pulmonaire (AP) et les systèmes basés sur l’analyse des contours du pouls¹. De plus, l’échocardiographie (écho), la tomodensitométrie (TDM) et l’imagerie par résonance magnétique (IRM) peuvent toutes être utilisées pour capturer des données hémodynamiques. Les images obtenues en fin de diastole et de systole peuvent être utilisées pour déterminer le volume de sang éjecté au cours de ce cycle cardiaque. Bien que ces techniques soient peu invasives, elles ne présentent que des données acquises au moment de l’imagerie et ne fournissent pas de mesures continues². De plus, ils sont soit largement dépendants de l’opérateur (écho), soit nécessitent des équipements avancés et coûteux (TDM et IRM). Compte tenu des capacités et des ressources des différents laboratoires, il existe différentes méthodes alternatives pour mesurer le débit cardiaque de manière optimale dans chaque cas.

La thermodilution est une méthode courante de mesure du débit cardiaque en milieu clinique à l’aide d’un cathéter Swan-Ganz³. Cette méthode peut être recréée en laboratoire chez le porc pour mesurer directement le débit cardiaque. La ventriculographie de contraste peut également être utilisée si la capacité fluoroscopique est facilement disponible⁴. Enfin, les cathéters à boucle pression-volume offrent un moyen de mesurer directement la pression et le volume ventriculaires sur une base battement par battement et peuvent générer des données plus nuancées⁵. Cette méthode utilise l’admission électrique et l’équation de Wei pour mesurer le volume de la chambre. Par rapport aux anciens cathéters basés sur la conductance, les cathéters d’admission éliminent le phénomène de conductance parallèle entre le sang et le muscle cardiaque, produisant ainsi des mesures plus précises sans nécessiter d’étalonnage répété⁶.

L’objectif de cette étude est de valider la précision de ces trois méthodes les unes par rapport aux autres en termes de mesure du volume et du débit d’AVC cardiaque dans un modèle porcin sain. En fin de compte, chaque chercheur peut choisir l’approche qui convient le mieux à ses besoins, en fonction des exigences de son étude et des ressources dont il dispose.

Protocole

Les procédures ont été approuvées par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Maryland, Baltimore (Approbation #0320017) et conformes aux directives des National Institutes of Health pour la recherche éthique sur les animaux. Cinq porcs Yorkshire mâles adultes pesant entre 50 et 70 kg ont été inclus dans l’étude. Cette étude a utilisé un système de collecte de données numériques et un logiciel couplé pour enregistrer toutes les données hémodynamiques et de température. La mesure des paramètres cardiaques dans le modèle porcin comprenait les étapes suivantes : préparation, thermodilution, ventriculographie, insertion d’un cathéter PV-loop et enfin euthanasie. Les cinq animaux ont subi chacun des trois protocoles de mesure du débit cardiaque.

1. Sélection et hébergement des animaux

1. Utilisez des porcs Yorkshire mâles adolescents (Sus Scrofa) pesant de 50 à 70 kg.
2. Hébergez les animaux en cage d’au moins 30 pieds carrés avec une litière à haute teneur en carbone telle que du foin, de la paille ou des copeaux de pin. Hébergez l’animal individuellement, la nuit précédant l’intervention.
3. Prévoyez une période d’acclimatation pour les nouveaux animaux conformément aux directives de l’établissement.
   REMARQUE : C’est généralement 48-72 h pour les grands mammifères⁷.
4. Nourrissez les animaux selon un régime standard et donnez-leur un accès libre à l’eau jusqu’à la veille de l’expérience.
5. Jeûnez les animaux la nuit précédant l’intervention afin de minimiser le risque d’aspiration pendant l’intubation endotrachéale.
6. Surveillez la santé des animaux chaque semaine en inspectant la peau à la recherche de signes de blessure tels que des croûtes, des éraflures ou des écorchures. Assurez-vous d’un travail respiratoire normal (15 à 30 respirations/min) et d’un comportement approprié et interactif. Assurez-vous que la muqueuse buccale est rose, humide et sans écoulement.
   1. Pesez régulièrement les animaux pour confirmer qu’ils ont une nutrition adéquate. Signalez toute anomalie au personnel vétérinaire, puis excluez l’animal du protocole.

2. Sédation et induction de l’anesthésie générale

1. Endormir l’animal dans sa zone d’hébergement par injection intramusculaire de télazol (4-5 mg/kg)/xylazine (1,8-2,2 mg/kg) dans le coussinet adipeux caudal de l’oreille.
2. Attendez que l’animal soit complètement sous sédatif et qu’il n’y ait que peu ou pas de réponse à la stimulation pour assurer la manipulation et le transport sécuritaires de l’animal.
3. Transportez l’animal de la zone d’hébergement à la salle d’intervention et placez-le en position couchée sur le dos sur la table d’opération.
4. Placez une sonde d’oxymétrie de pouls sur l’oreille de l’animal et commencez à ventiler l’animal avec un masque museau, à l’aide d’un ventilateur mécanique avec 100 % O₂. Assurez-vous d’une bonne étanchéité du joint en caoutchouc du masque autour du museau. Une fois qu’une bonne étanchéité est assurée, administrez 3 à 4 % d’isoflurane jusqu’à ce qu’une anesthésie générale soit induite et que la mâchoire soit détendue.
   REMARQUE : Assurez-vous de suivre les directives de l’établissement pour l’utilisation d’agents volatils inhalés. En général, la salle d’intervention doit être bien ventilée et un mécanisme approprié de récupération et de ventilation doit être utilisé pour éliminer l’exposition par inhalation.
5. Placez un tube orotrachéal à l’aide d’un laryngoscope en éteignant le vaporisateur d’isoflurane et en retirant le masque museau. Demandez à une deuxième personne de tenir les mâchoires ouvertes pendant que l’opérateur insère le laryngoscope et déplace l’épiglotte ventralement loin du palais mou. Une fois les cordes vocales visualisées, insérez un 8-0 tube endotrachéal (TE) à travers les cordes vocales d’au moins 5 cm.
6. Gonflez le brassard ET avec 10 ml d’air et fixez le tube ET au museau de l’animal à l’aide de ruban ombilical. Confirmez le placement du tube par l’élévation de la poitrine, le CO₂ en fin d’expiration et/ou l’auscultation de la poitrine.
7. Connectez le tube ET à l’appareil d’anesthésie à l’aide d’un échangeur de chaleur et d’humidité.
8. Ajustez les paramètres du ventilateur mécanique pour fournir une fraction d’O₂ inspirée de 30 %, avec un volume courant de 7 à 10 mL/kg et une fréquence respiratoire de 10 à 16 respirations/min, afin de maintenir une tension de CO₂ en fin d’expiration de 38 à 42 mmHg.
9. Remettez et maintenez l’anesthésique inhalé à l’aide de 1,5 à 3 % d’isoflurane. Surveillez l’animal pour détecter des signes de douleur et d’inconfort tels que des mouvements involontaires ou une tachycardie. Ajustez l’isoflurane jusqu’à ce que les mouvements s’éteignent ou que la tachycardie disparaisse.

3. Stérilisation et préparation du site opératoire

1. Coupez les cheveux recouvrant et les sites d’accès percutanés (cou ventral bilatéral) à l’aide d’une tondeuse à cheveux électrique.
2. Préparez et frottez tous les sites de ponction percutanée avec de la bétadine et de l’alcool isopropylique et laissez sécher complètement.
3. Placez des champs stériles autour des sites opératoires pour préserver les champs opératoires stériles et prévenir la contamination. Fixez-les en place avec des agrafes.
4. Fixez l’animal à la table d’opération en retenant les membres antérieurs et postérieurs à la table à l’aide de ruban adhésif ou de corde. Placez le coussin chauffant sous l’animal et réglez-le à 37 °C.
5. Appliquez un lubrifiant à base d’eau sur l’extrémité de la sonde de température et insérez-la dans le rectum pour fournir des données continues sur la température corporelle.
6. Placez les électrodes adhésives ECG sur les parois thoraciques latérales droite et gauche. Fixez les fils ECG aux électrodes adhésives et connectez les fils ECG à l’unité de collecte de données.
7. Avec précaution, retournez l’animal jusqu’à ce qu’il dégénère ventralement, en vous assurant que le tube des voies respiratoires et les dérivations ECG sont contrôlés pendant le transfert.

4. Canulation de la veine jugulaire externe

REMARQUE : L’accès veineux jugulaire est obtenu pour l’insertion de la canule veineuse auriculaire droite pendant la procédure de thermodilution.

1. Utilisez le guidage par ultrasons (US) pour localiser la veine jugulaire externe dans le sillon jugulaire situé dans la région latérale du cou. Perforez la peau avec une aiguille de 18 G placée à un angle de 45° par rapport à la peau et avancez l’extrémité dans la lumière veineuse sous la direction de l’US.
2. Passez un fil-guide Seldinger de 0,035" à travers l’aiguille et dans la lumière veineuse. Retirez l’aiguille tout en laissant le fil-guide en place dans la lumière veineuse.
3. Faites une incision cutanée de 5 mm adjacente au fil à l’aide d’un scalpel à lame #11 et enfilez une gaine de 15 cm, 7 Fr avec un dilatateur dans la veine sur le fil-guide. Retirez le fil-guide et le dilatateur. Assurez-vous que la gaine reste en place. Cousez la gaine en place en la suturant à la peau avec des sutures en soie 3-0.
4. Répétez les étapes 4.1 à 4.3 pour canuler la veine jugulaire externe controlatérale.

5. Canulation de l’artère carotide

REMARQUE : La canulation de l’artère carotide est effectuée pour permettre l’accès au VG et à la racine aortique lors de la thermodilution, de la ventriculographie de contraste et de l’insertion d’un cathéter PV-loop.

1. Localisez l’artère carotide latéralement à la trachée à l’aide d’une sonde US. Assurez-vous que le flux pulsatile est utilisé à l’aide de l’imagerie Doppler couleur, le cas échéant.
2. Perforez la peau avec une aiguille de 18 G placée à un angle de 45° par rapport à la peau et faites-la avancer dans la lumière artérielle sous vision US. Avancez un fil-guide Seldinger de 0,035" à travers l’aiguille et dans la lumière artérielle. Retirez l’aiguille tout en laissant le fil-guide en position dans la lumière artérielle.
3. Faites une incision cutanée de 5 mm adjacente au fil avec un scalpel à lame #11, et enfilez une gaine de 20 cm à 7 Fr avec un dilatateur dans l’artère sur le fil-guide. Laissez 5 à 10 cm de la gaine à l’extérieur de la peau. Retirez le fil-guide et le dilatateur et assurez-vous que la gaine reste en place. Fixez la gaine en place en la suturant à la peau avec des sutures en soie 3-0⁸.

6. Mesure du débit cardiaque

REMARQUE : Toutes les méthodes suivantes sont exécutées séquentiellement chez chacun des 5 animaux utilisés dans cette étude.

1. Thermodilution
   1. Insérez une sonde thermocouple de type T à travers la gaine artérielle carotide et guidez la sonde dans la racine aortique à l’aide d’un guidage fluoroscopique.
   2. Fixez la sonde au système de collecte de données. Attendez plusieurs minutes de collecte de données pour établir une température aortique de référence fiable. Une température de référence fiable est obtenue lorsque la température reste à moins de 1 °C de la valeur centrale pendant 2 à 3 minutes de collecte des données.
   3. Ensuite, insérez un cathéter de 5 Fr, 110 cm à travers la gaine de la veine jugulaire externe et faites naviguer le cathéter vers l’oreillette droite à l’aide de la fluoroscopie.
   4. Une fois la position vérifiée, injecter avec force 20 ml de solution saline à 12 °C dans le cathéter.
   5. Observez la courbe de déflexion de la température sur le logiciel de collecte de données. Mettez cette région en surbrillance et utilisez la fonction de débit cardiaque du logiciel pour calculer le débit cardiaque (Figure 1).
   6. Répétez ce processus 3 à 5 fois si nécessaire pour obtenir une valeur moyenne sur ces mesures.
2. Ventriculographie
   1. À l’aide d’un guidage fluoroscopique à rayons X portable, insérez un fil-guide de 0,035" via la gaine artérielle carotide et dans le ventricule gauche. Avancez la gaine de manière à ce que l’extrémité traverse la valve aortique. Retirez le fil-guide de 0,035" et insérez un cathéter en queue de cochon marqueur de 80 cm via la gaine artérielle carotide de sorte que la queue de cochon repose dans l’apex du VG. Retirez la gaine de 5 cm tout en laissant la queue de cochon en place afin que la gaine ne soit plus à l’intérieur du VG.
      1. Assurez-vous que tout le personnel présent dans la pièce porte un tablier en plomb équivalent à 0,5 mm. Demandez à toute personne se trouvant à moins de 1 m de l’émetteur de porter des lunettes au plomb.
      2. Minimisez le temps d’activation du faisceau et assurez-vous que l’émetteur est bien collimaté pour réduire l’exposition du personnel de laboratoire.
      3. Assurez-vous que tout le personnel se tient aussi loin que possible de l’émetteur tout en étant en mesure d’effectuer la procédure afin de réduire l’exposition.
   2. Fixez le cathéter à un injecteur de produit de contraste contenant au moins 30 ml de produit de contraste iodé. Notez la fréquence cardiaque actuelle de l’animal.
   3. Configurez l’injecteur de puissance pour qu’il délivre un produit de contraste de 15 ml/s pour un total de 30 ml et armez l’appareil.
   4. Configurez le fluoroscope pour l’angiographie par soustraction numérique (DSA) à 30 images/s à 30° d’obliquité antérieure gauche.
   5. Démarrez DSA sur le fluoroscope et attendez que l’image se soustrait. Commencez l’injection de puissance dès que l’image de soustraction est affichée par l’appareil de fluoroscopie. Pour ce faire, appuyez sur le bouton de l’injecteur dès que l’appareil de fluoroscopie soustrait le matériau radio-opaque de l’image, de sorte que seule la chambre BT soit opacifiée pendant la série d’images (Figure 2A).
      REMARQUE : Alternativement, la fluoroscopie classique peut être utilisée pour la ventriculographie si l’ASD n’est pas disponible.
   6. Téléchargez ces images dans un système d’archivage et de communication d’images (PACS).
   7. Importez les images du ventriculogramme dans un logiciel d’imagerie quantitative.
   8. À l’aide de la fonction d’analyse ventriculaire gauche, calibrez le logiciel sur l’image en utilisant les marques de 1 cm sur la queue de cochon du marqueur comme référence.
   9. Cliquez sur le bouton Fin de la diastole et recherchez dans les images DSA le cadre représentant le plus grand volume LV indiquant la fin de la diastole. Ensuite, tracez la bordure LV à l’aide de la souris par petits incréments pour assurer la précision.
   10. Cliquez ensuite sur le bouton Terminer la systole et recherchez le cadre représentant la systole d’extrémité où le volume LV est le plus faible. Encore une fois, tracez la bordure LV de la même manière que l’étape précédente.
   11. Cliquez sur le bouton Analyser . Le programme effectue ensuite une analyse volumétrique quantitative à l’aide de la méthode Dodge-Sandler area-length⁹ pour calculer le volume end-systolique, le volume end-diastolique, ainsi que le volume systolique. Les données sont ensuite extraites dans un document d’analyse VG.
   12. Déterminez le débit cardiaque en multipliant le volume systolique mesuré par la fréquence cardiaque précédemment enregistrée.
3. Cathéter à boucle pression-volume
   1. Prétrempez le cathéter PV-loop dans une solution saline normale pendant au moins 20 minutes avant l’utilisation. Connectez le cathéter au système de collecte de données.
   2. Insérez l’extrémité du cathéter PV-loop contenant le transducteur de pression dans une seringue de solution saline et tenez le transducteur de pression juste en dessous du ménisque. À l’aide des boutons de réglage grossier et fin du module de cathéter, ajustez le signal de pression de sortie jusqu’à ce qu’il indique 0 mmHg sur le logiciel de collecte de données.
   3. Calibrez la résistivité sanguine et le volume systolique du cathéter à boucle PV selon les instructions du fabricant.
      REMARQUE : Le fabricant suggère d’utiliser une résistivité sanguine de 1,5 mΩ et un volume systolique de 60 mL pour les modèles d’animaux de grande taille.
   4. Comme à l’étape 6.2.1, insérez un fil-guide de 0,035" dans la gaine artérielle carotide et avancez-le dans le VG à l’aide d’un guidage fluoroscopique. Avancez la gaine jusqu’à ce qu’elle traverse la valve aortique. Retirez le fil-guide en laissant la gaine en place et insérez le cathéter PV-loop sous guidage fluoroscopique via la gaine artérielle carotide jusqu’à ce que la partie en queue de cochon repose dans l’apex du VG (Figure 2B). Retirez la gaine de ~5 cm pour qu’elle ne soit plus à l’intérieur du LV tout en laissant la queue de cochon en place.
   5. Conformément aux instructions du fabricant, effectuez un balayage de référence avant de collecter les données en accédant à l’option Balayage de base sur l’écran d’acquisition de données et en appuyant sur le bouton Entrée . Un balayage de base est effectué à l’aide du système de cathéter à boucle PV pour confirmer la mesure précise de la fréquence cardiaque. Appuyez à nouveau sur le bouton Entrée pour commencer l’acquisition des données de pression et de volume. Les segments de volume peuvent être défilés pour obtenir la meilleure forme d’onde de volume.
   6. Vérifiez la courbe de pression volumique transmise au logiciel de collecte de données. Assurez-vous que la boucle PV est enregistrée de manière adéquate, qui doit être rectangulaire avec des bords lisses. (Figure 2C). Si ce n’est pas le cas, repositionnez doucement le cathéter en le tournant ou en le déplaçant d’avant en arrière jusqu’à ce qu’une boucle adéquate soit enregistrée. Calculez le volume systolique et le débit cardiaque en multipliant la fréquence cardiaque par la différence entre le volume diastolique final et le volume systolique.
   7. Fixez le cathéter en place avec du ruban adhésif ou des points de suture pour assurer un positionnement adéquat tout au long du cathéter.

7. Euthanasie

1. Euthanasier l’animal à l’aide d’une injection de chlorure de potassium de >2 mEq/kg (50 à 70 mL de KCl à 2 mEq/mL) par la gaine de la veine jugulaire.
2. Poursuivez l’anesthésie générale et la surveillance cardiaque jusqu’à ce que le tracé ECG ne montre aucune activité électrique cardiaque et que la tension de_CO2 en fin d’expiration atteigne 0 mmHg.
   REMARQUE : La surveillance hémodynamique a été maintenue tout au long de l’expérience.

Résultats

Le poids des porcs variait de 51,4 kg à 61,5 kg, avec un poids moyen de 56,6 ± 3,6 kg. Les volumes systoliques moyens mesurés par cathéter PV-loop, ventriculographie et thermodilution chez les cinq sujets étaient respectivement de 58,0 ± 12,0 ml, 57,6 ± 8,5 ml et 53,0 ± 9,8 ml. Les débits cardiaques moyens mesurés par un cathéter à boucle PV, une ventriculographie et une thermodilution chez les cinq sujets étaient respectivement de 5,0 ± 1,1 L/min, de 5,3 ± de 1,2 L/min et...

Discussion

Cette étude détaille une méthode standardisée de trois façons différentes de mesurer avec précision le débit cardiaque chez les porcs. L’anatomie et la physiologie cardiovasculaires du porc sont analogues à celles des humains et est couramment utilisé comme modèle pour la physiologie cardiaque humaine, en particulier pour les évaluations précliniques des processus chirurgicaux et interventionnels¹⁰. Cela permet aux porcs de servir de modèle princi...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% sodium chloride injection	Hospira	0409-4888-50
7 Fr Introducer Kit	Terumo	RCFW-5.0-35
Anesthesia Machine	Drager	Fabius Tiro
Contrast Power Injector	GEHealthcare	E8004N
Fluoroscope	GEHealthcare	OEC 9800
Heating/Cooling T/pump	Gaymar	Tp-700
Isoflurane	Baxter	10019-360-40
Jackie catheter	Terumo	40-5023
Omnipaque	GEHealthcare	559289
PowerChart	ADinstruments	ML866/P	Software
PowerLab	ADinstruments	PL3516
PV-loop catheter	Transonic		Prefer pigtail tip to straight tip
PV-loop module	Transonic	FFS-097-A004
Surgical suture, black braided silk, 3.0	Surgical Speciaties Corp.
Thermocouple probe	ADinstruments	MLT1401
Ultrasound probe	Philips	L12-4
Various-sized syringes
ViewPlus	Sanders Data Systems		Software