Messung des Herzzeitvolumens in einem Schweinemodell

Zusammenfassung

Thermodilution, Druck-Volumen-Schlingenkatheter und Kontrastventrikulographie sind zuverlässige und genaue Methoden zur Bestimmung der Herzphysiologie wie Schlagvolumen und Herzzeitvolumen in einer Laborumgebung bei Schweinen.

Zusammenfassung

Schweine werden häufig in der medizinischen Forschung verwendet, da sie eine ähnliche Herzphysiologie wie der des Menschen haben. Die Messung von kardialen Parametern wie Schlagvolumen und Herzzeitvolumen ist bei dieser Art der Forschung unerlässlich. Kontrastventrikulographie-, Thermodilutions- und PV-Loop-Katheter (Pressure-Volume Loop) können verwendet werden, um genaue kardiale Leistungsdaten zu erhalten, je nachdem, welche Ressourcen und Fachkenntnisse verfügbar sind. Für diese Studie wurden fünf Yorkshire-Schweine anästhesiert und intubiert. Es wurde ein zentralvenöser und arterieller Zugang erhalten, um die notwendigen Messgeräte zu platzieren. Ein Temperaturfühler wurde in die Aortenwurzel eingesetzt. Ein kalter Kochsalzlösungsbolus wurde in den rechten Vorhof abgegeben und die Temperaturlenkungskurve aufgezeichnet. Die Integration der Fläche unter der Kurve ermöglichte die Berechnung des aktuellen Herzzeitvolumens. Ein Pigtail-Katheter wurde perkutan in den linken Ventrikel eingeführt und 30 ml jodhaltiges Kontrastmittel wurden über 2 Sekunden injiziert. Bilder der digitalen Subtraktionsangiographie wurden in eine volumetrische Analysesoftware hochgeladen, um das Schlagvolumen und das Herzzeitvolumen zu berechnen. Ein Druckvolumenschlaufenkatheter wurde in den linken Ventrikel (LV) eingeführt und lieferte kontinuierliche Druck- und Volumendaten des LV, die die Berechnung sowohl des Schlagvolumens als auch des Herzzeitvolumens ermöglichten. Alle drei Methoden zeigten eine gute Korrelation zueinander. Der PV-Schleifenkatheter und die Thermodilution zeigten die beste Korrelation mit einem Fehler von 3 % und einem Pearson-Koeffizienten von 0,99, mit einem 95 % CI = 0,97 bis 1,1 (p = 0,002). Der PV-Loop-Katheter gegen Ventrikulographie zeigte ebenfalls eine gute Korrelation mit einem Fehler von 6% und einem Pearson-Koeffizienten von 0,95, 95% CI=0,96 bis 1,1 (p=0,01). Schließlich hatte die Thermodilution gegen Ventrikulographie einen Fehler von 2 % mit r=0,95, 95 % CI = 0,93 bis 1,11 (p = 0,01). Zusammenfassend stellen wir fest, dass der PV-Loop-Katheter, die Kontrastventrikulographie und die Thermodilution je nach Bedarf des Forschers jeweils gewisse Vorteile bieten. Jede Methode ist zuverlässig und genau für die Messung verschiedener kardialer Parameter bei Schweinen, wie z. B. des Schlagvolumens und des Herzzeitvolumens.

Einleitung

Schweine werden aufgrund ihrer ähnlichen Physiologie wie beim Menschen häufig in der Blutungskontrolle und Wiederbelebungsforschung eingesetzt. Ein wesentlicher Bestandteil der Wiederbelebungsforschung ist die kontinuierliche Überwachung des Herzzeitvolumens, um die physiologische Reaktion auf Eingriffe zu beurteilen. Es gibt mehrere klinische Systeme, wie z. B. Katheter für die Lungenarterie (PA) und Systeme, die auf der Pulskonturanalyse basieren¹. Darüber hinaus können die Echokardiographie (Echo), die Computertomographie (CT) und die Magnetresonanztomographie (MRT) zur Erfassung hämodynamischer Daten verwendet werden. Bilder, die während der Enddiastole und der Systole aufgenommen wurden, können verwendet werden, um das Volumen des während dieses Herzzyklus ausgestoßenen Bluts zu bestimmen. Diese Techniken sind zwar minimalinvasiv, enthalten aber nur Daten, die zum Zeitpunkt der Bildgebung erfasst wurden, und liefern keine kontinuierlichen Messungen². Außerdem sind sie entweder weitgehend bedienerabhängig (Echo) oder erfordern fortschrittliche, teure Geräte (CT und MRT). Aufgrund der unterschiedlichen Möglichkeiten und Ressourcen der Labore gibt es verschiedene alternative Methoden, um das Herzzeitvolumen jeweils optimal zu messen.

Die Thermodilution ist eine gängige Methode zur Messung des Herzzeitvolumens im klinischen Umfeld mit einem Swan-Ganz-Katheter³. Diese Methode kann in einer Laborumgebung bei Schweinen nachgebildet werden, um das Herzzeitvolumen direkt zu messen. Die Kontrastventrikulographie kann ebenfalls eingesetzt werden, wenn die Durchleuchtungsfunktion leicht verfügbar ist⁴. Schließlich bieten Druck-Volumen-Schlaufenkatheter die Möglichkeit, den ventrikulären Druck und das ventrikuläre Volumen direkt von Schlag zu Schlag zu messen und nuanciertere Daten zu generieren⁵. Bei dieser Methode werden die elektrische Admittanz und die Wei-Gleichung verwendet, um das Kammervolumen zu messen. Im Vergleich zu älteren leitfähigkeitsbasierten Kathetern eliminieren Aufnahmekatheter das Phänomen der parallelen Leitfähigkeit zwischen Blut und Herzmuskel und ermöglichen so genauere Messungen ohne wiederholte Kalibrierung⁶.

Das Ziel dieser Studie ist es, die Genauigkeit dieser drei Methoden gegeneinander in Bezug auf die Messung des Herzschlagvolumens und der Herzschlagleistung in einem gesunden Schweinemodell zu validieren. Letztendlich kann jeder Prüfer wählen, welcher Ansatz am besten zu seinen Bedürfnissen passt, abhängig von seinen Studienanforderungen und den ihm zur Verfügung stehenden Ressourcen.

Protokoll

Die Verfahren wurden von der University of Maryland, Baltimore Institutional Animal Care and Use Committee (Zulassung #0320017) genehmigt und entsprachen den Richtlinien der National Institutes of Health für ethische Tierversuche. Fünf erwachsene männliche Yorkshire-Schweine mit einem Gewicht zwischen 50 und 70 kg wurden in die Studie aufgenommen. In dieser Studie wurden ein digitales Datenerfassungssystem und eine gekoppelte Software verwendet, um alle hämodynamischen und Temperaturdaten aufzuzeichnen. Die Messung der kardialen Parameter im Schweinemodell bestand aus den folgenden Schritten: Vorbereitung, Thermodilution, Ventrikulographie, Einführen des PV-Loop-Katheters und schließlich Euthanasie. Alle fünf Tiere wurden jedem der drei Protokolle zur Messung des Herzzeitvolumens unterzogen.

1. Auswahl und Haltung der Tiere

1. Verwenden Sie jugendliche männliche Yorkshire-Schweine (Sus Scrofa) mit einem Gewicht von 50-70 kg.
2. Halten Sie Tiere in Käfigen von mindestens 30 Quadratmetern in einem Bereich mit kohlenstoffreicher Einstreu wie Heu, Stroh oder Kiefernspänen. Bringen Sie das Tier in der Nacht vor dem Eingriff einzeln unter.
3. Ermöglichen Sie neuen Tieren eine Eingewöhnungsphase gemäß den Richtlinien der Institution.
   HINWEIS: Dies sind in der Regel 48-72 Stunden für große Säugetiere⁷.
4. Füttern Sie die Tiere mit einer Standardnahrung und sorgen Sie bis zur Nacht vor dem Versuch für freien Zugang zu Wasser.
5. Fasten Sie die Tiere in der Nacht vor dem Eingriff, um das Aspirationsrisiko während der endotrachealen Intubation zu minimieren.
6. Überwachen Sie die Gesundheit der Tiere wöchentlich, indem Sie die Haut auf Anzeichen von Verletzungen wie Schorf, Kratzern oder Schürfwunden untersuchen. Sorgen Sie für eine normale Atemarbeit (15-30 Atemzüge/min) und ein korrektes, interaktives Verhalten. Stellen Sie sicher, dass die Mundschleimhaut rosa, feucht und ohne Ausfluss ist.
   1. Wiegen Sie die Tiere regelmäßig, um sicherzustellen, dass sie ausreichend ernährt sind. Melden Sie alle Anomalien dem Veterinärpersonal und schließen Sie das Tier dann aus dem Protokoll aus.

2. Sedierung und Einleitung einer Vollnarkose

1. Sedieren Sie das Tier in seinem Stallbereich durch intramuskuläre Injektion von Telazol (4-5 mg/kg)/Xylazin (1,8-2,2 mg/kg) in das Fettpolster kaudal des Ohrs.
2. Warten Sie, bis das Tier vollständig sediert ist und es nur minimale bis keine Reaktion auf die Stimulation gibt, um eine sichere Handhabung und einen sicheren Transport des Tieres zu gewährleisten.
3. Transportieren Sie das Tier aus dem Stallbereich in den Eingriffsraum und legen Sie es in Rückenlage auf den OP-Tisch.
4. Legen Sie eine Pulsoximetrie-Sonde auf das Ohr des Tieres und beginnen Sie mit der Beatmung des Tieres mit einer Schnauzenmaske unter Verwendung eines mechanischen Beatmungsgeräts mit 100 % O₂. Stellen Sie sicher, dass die Gummidichtung der Maske um die Schnauze herum ordnungsgemäß abgedichtet ist. Sobald eine ordnungsgemäße Abdichtung gewährleistet ist, verabreichen Sie 3-4% Isofluran, bis eine Vollnarkose eingeleitet und der Kiefer entspannt ist.
   HINWEIS: Befolgen Sie unbedingt die institutionellen Richtlinien für die Verwendung von inhalativen flüchtigen Mitteln. Im Allgemeinen muss der Behandlungsraum gut belüftet sein, und es muss ein geeigneter Spül-/Belüftungsmechanismus verwendet werden, um eine Inhalationsexposition zu vermeiden.
5. Platzieren Sie einen Orotrachealkanüle mit einem Laryngoskop, indem Sie den Isofluran-Verdampfer ausschalten und die Schnauzenmaske entfernen. Lassen Sie eine zweite Person den Kiefer offen halten, während der Bediener das Laryngoskop einführt und die Epiglottis ventral vom weichen Gaumen weg verschiebt. Sobald die Stimmbänder visualisiert sind, setzen Sie eine 8-0 Endotrachealtubus (ET) durch die Stimmbänder um mindestens 5 cm.
6. Blasen Sie die ET-Manschette mit 10 mL Luft auf und befestigen Sie den ET-Schlauch mit Nabelband an der Schnauze des Tieres. Bestätigen Sie die Platzierung des Schlauchs durch die Brusthebung, das endtidale CO₂ und/oder die Thoraxauskultation.
7. Verbinden Sie den ET-Schlauch mit einem Wärme- und Feuchtigkeitsaustauscher mit dem Anästhesiegerät.
8. Passen Sie die Einstellungen des Beatmungsgeräts an, um eine eingeatmete O₂ -Fraktion von 30 % mit einem Atemzugvolumen von 7-10 ml/kg und einer Atemfrequenz von 10-16 Atemzügen/min zu liefern, um eine endtidale CO₂ -Spannung von 38-42 mmHg aufrechtzuerhalten.
9. Rückgabe und Aufrechterhaltung des Inhalationsanästhetikums mit 1,5-3% Isofluran. Überwachen Sie das Tier auf Anzeichen von Schmerzen und Unwohlsein wie unwillkürliche Bewegungen oder Tachykardie. Passen Sie Isofluran an, bis die Bewegungen erlöschen oder die Tachykardie verschwindet.

3. Sterilisation und Vorbereitung der Operationsstelle

1. Schneiden Sie das Haar über den darüber liegenden und perkutanen Zugangsstellen (beidseitiger Bauchhals) mit einem elektrischen Haarschneider.
2. Alle perkutanen Einstichstellen vorbereiten, mit Betadin und Isopropylalkohol schrubben und vollständig trocknen lassen.
3. Platzieren Sie sterile Abdecktücher um die Operationsstellen, um die sterilen Operationsfelder zu schonen und eine Kontamination zu verhindern. Befestigen Sie diese mit Klammern.
4. Befestigen Sie das Tier auf dem Operationstisch, indem Sie die Vorder- und Hinterbeine mit Klebeband oder Seil an den Tisch binden. Legen Sie das Heizkissen unter das Tier und stellen Sie es auf 37 °C ein.
5. Tragen Sie ein Gleitmittel auf Wasserbasis auf die Spitze des Temperaturfühlers auf und führen Sie den Fühler in das Rektum ein, um kontinuierliche Körpertemperaturdaten zu liefern.
6. Platzieren Sie die EKG-Klebeelektroden an der rechten und linken seitlichen Brustwand. Befestigen Sie die EKG-Ableitungen an den Klebeelektroden und verbinden Sie die EKG-Ableitungen mit der Datenerfassungseinheit.
7. Drehen Sie das Tier vorsichtig in die Bauchlage und stellen Sie sicher, dass die Atemwegsschläuche und EKG-Ableitungen während des Transfers kontrolliert werden.

4. Kanülierung der Vena jugularis extern

HINWEIS: Der jugularvenöse Zugang wird für das Einführen der rechten Vorhofvenenkanüle während des Thermodilutionsverfahrens erhalten.

1. Verwenden Sie eine Ultraschallanleitung (US), um die Vena jugularis externa in der Jugularfurche im Bereich des lateralen Halses zu lokalisieren. Punktieren Sie die Haut mit einer 18 G-Nadel, die in einem 45°-Winkel zur Haut platziert ist, und schieben Sie die Spitze unter US-Anleitung in das venöse Lumen vor.
2. Führen Sie einen 0,035" Seldinger-Führungsdraht durch die Nadel und in das venöse Lumen. Entfernen Sie die Nadel, während Sie den Führungsdraht im venösen Lumen an Ort und Stelle lassen.
3. Machen Sie mit einem Skalpell mit der Klinge #11 einen 5 mm dicken Hautschnitt neben dem Draht und fädeln Sie eine 15 cm lange Scheide mit einem Dilatator über den Führungsdraht in die Vene. Entfernen Sie den Führungsdraht und den Dilatator. Stellen Sie sicher, dass die Schleuse in Position bleibt. Nähen Sie die Hülle an Ort und Stelle, indem Sie sie mit 3-0 Seidennähten an die Haut nähen.
4. Wiederholen Sie die Schritte 4.1 bis 4.3, um die kontralaterale Vena jugularis externa zu kanülieren.

5. Kanülierung der Halsschlagader

HINWEIS: Die Kanülierung der Halsschlagader wird durchgeführt, um den Zugang zur LV- und Aortenwurzel während der Thermodilution, der Kontrastventrikulographie und der PV-Schlingenkathetereinführung zu ermöglichen.

1. Lokalisieren Sie die Halsschlagader lateral der Luftröhre mit einer US-Sonde. Stellen Sie den pulsierenden Fluss mit Farbdoppler-Bildgebung sicher, falls verfügbar.
2. Punktieren Sie die Haut mit einer 18 G-Nadel, die in einem 45°-Winkel zur Haut platziert ist, und schieben Sie sie unter US-Sicht in das arterielle Lumen vor. Schieben Sie einen 0,035" Seldinger-Führungsdraht durch die Nadel in das arterielle Lumen. Entfernen Sie die Nadel, während Sie den Führungsdraht im arteriellen Lumen in Position lassen.
3. Machen Sie mit einem Skalpell #11 Klingen einen 5 mm breiten Hautschnitt neben dem Draht und fädeln Sie eine 20 cm lange 7 Fr Scheide mit einem Dilatator über den Führungsdraht in die Arterie ein. Lassen Sie 5-10 cm der Hülle außerhalb der Haut. Entfernen Sie den Führungsdraht und den Dilatator und stellen Sie sicher, dass der Mantel in Position bleibt. Befestigen Sie die Hülle, indem Sie sie mit 3-0 Seidennähten⁸ an die Haut nähen.

6. Messung des Herzzeitvolumens

HINWEIS: Alle folgenden Methoden werden nacheinander bei jedem der 5 in dieser Studie verwendeten Tiere durchgeführt.

1. Thermodilution
   1. Führen Sie eine Thermoelementsonde vom Typ T über die Arterienschleuse der Halsschlagader ein und führen Sie die Sonde unter fluoroskopischer Führung in die Aortenwurzel.
   2. Schließen Sie die Sonde an das Datenerfassungssystem an. Warten Sie einige Minuten für die Datenerfassung, um eine zuverlässige Ausgangstemperatur für die Aorta zu ermitteln. Eine zuverlässige Ausgangstemperatur wird erreicht, wenn die Temperatur über 2-3 Minuten nach der Datenerfassung innerhalb von 1 °C vom zentralen Wert bleibt.
   3. Führen Sie anschließend einen Katheter von 5 Fr, 110 cm über die Venenscheide jugularis externa ein und navigieren Sie den Katheter mittels Durchleuchtung in den rechten Vorhof.
   4. Sobald die Position überprüft wurde, spülen Sie 20 ml 12 °C Kochsalzlösung gewaltsam in den Katheter.
   5. Beobachten Sie die Temperaturabweichungskurve in der Datenerfassungssoftware. Markieren Sie diesen Bereich und verwenden Sie die Herzzeitvolumen-Funktion der Software, um das Herzzeitvolumen zu berechnen (Abbildung 1).
   6. Wiederholen Sie diesen Vorgang je nach Bedarf 3-5 Mal, um einen Durchschnittswert für diese Messungen zu erhalten.
2. Ventrikulographie
   1. Führen Sie mit einer tragbaren Röntgendurchleuchtungskontrolle einen 0,035" Führungsdraht über die Arterienscheide der Halsschlagader in den linken Ventrikel ein. Schieben Sie die Schleuse so vor, dass die Spitze die Aortenklappe durchquert. Entfernen Sie den 0,035"-Führungsdraht und führen Sie einen 80 cm langen Marker-Pigtail-Katheter über die arterielle Karotisschleuse ein, so dass der Pigtail in der LV-Spitze aufliegt. Ziehen Sie die Schleuse 5 cm zurück, während Sie den Zopf an Ort und Stelle lassen, so dass sich die Schleuse nicht mehr innerhalb der LV befindet.
      1. Stellen Sie sicher, dass alle Mitarbeiter im Raum 0,5 mm Bleischürzenäquivalente tragen. Lassen Sie alle Personen im Umkreis von 1 m um den Emitter eine Bleibrille tragen.
      2. Minimieren Sie die Einschaltzeit und stellen Sie sicher, dass der Emitter gut kollimiert ist, um die Exposition des Laborpersonals zu reduzieren.
      3. Stellen Sie sicher, dass das gesamte Personal so weit wie möglich vom Strahler entfernt steht und das Verfahren dennoch durchführen kann, um die Exposition zu reduzieren.
   2. Befestigen Sie den Katheter an einem Kontrastmittelinjektor, in dem mindestens 30 ml jodhaltiges Kontrastmittel geladen sind. Notieren Sie sich die aktuelle Herzfrequenz des Tieres.
   3. Konfigurieren Sie den Power-Injektor so, dass er einen Kontrast von 15 ml/s für insgesamt 30 ml liefert, und aktivieren Sie das Gerät.
   4. Konfigurieren Sie das Fluoroskop für die digitale Subtraktionsangiographie (DSA) mit 30 Bildern/s bei 30° linker vorderer Schräglage.
   5. Starten Sie DSA auf dem Fluoroskop und warten Sie, bis das Bild subtrahiert ist. Beginnen Sie mit der Power-Injektion, sobald das Subtraktionsbild von der Durchleuchtungsanlage angezeigt wird. Drücken Sie dazu die Injektortaste, sobald das Durchleuchtungsgerät das röntgenundurchlässige Material vom Bild subtrahiert, so dass während der Bildserie nur die LV-Kammer trüb wird (Abbildung 2A).
      HINWEIS: Alternativ kann die klassische Fluoroskopie für die Ventrikulographie verwendet werden, wenn DSA nicht verfügbar ist.
   6. Laden Sie diese Bilder in ein Bildarchivierungs- und Kommunikationssystem (PACS) hoch.
   7. Importieren Sie die Ventrikulogramm-Bilder in eine quantitative Bildgebungssoftware.
   8. Kalibrieren Sie die Software mit der linksventrikulären Analysefunktion auf das Bild mit den 1 cm großen Markierungen auf dem Marker-Pigtail als Referenz.
   9. Klicken Sie auf die Schaltfläche Enddiastole und durchsuchen Sie die DSA-Bilder nach dem Rahmen, der das größte LV-Volumen darstellt, das die Enddiastole anzeigt. Verfolgen Sie dann den LV-Rand mit der Maus in kleinen Schritten, um die Genauigkeit zu gewährleisten.
   10. Klicken Sie anschließend auf die Schaltfläche Endsystole und suchen Sie nach dem Rahmen, der die Endsystole darstellt, bei der das LV-Volumen am geringsten ist. Verfolgen Sie den LV-Rand erneut auf die gleiche Weise wie im vorherigen Schritt.
   11. Klicken Sie auf die Schaltfläche Analysieren . Das Programm führt dann eine quantitative volumetrische Analyse unter Verwendung der Dodge-Sandler-Flächenlängenmethode⁹ durch, um das endsystolische Volumen, das enddiastolische Volumen sowie das Schlagvolumen zu berechnen. Die Daten werden dann in einem LV-Analysebeleg ausgegeben.
   12. Ermitteln Sie das Herzzeitvolumen, indem Sie das gemessene Schlagvolumen mit der zuvor aufgezeichneten Herzfrequenz multiplizieren.
3. Druck-Volumen-Schlaufenkatheter
   1. Weichen Sie den PV-Schlaufenkatheter vor der Anwendung mindestens 20 Minuten in normaler Kochsalzlösung ein. Verbinden Sie den Katheter mit dem Datenerfassungssystem.
   2. Führen Sie die Spitze des PV-Schlingenkatheters mit dem Druckaufnehmer in eine Spritze mit Kochsalzlösung ein und halten Sie den Druckaufnehmer direkt unter den Meniskus. Stellen Sie mit den Grob- und Feineinstelltasten am Kathetermodul das Ausgangsdrucksignal ein, bis es in der Datenerfassungssoftware 0 mmHg anzeigt.
   3. Kalibrieren Sie den Blutwiderstand und das Schlagvolumen des PV-Schlaufenkatheters gemäß den Anweisungen des Herstellers.
      HINWEIS: Der Hersteller empfiehlt, für Großtiermodelle einen Blutwiderstand von 1,5 mΩ und ein Hubvolumen von 60 mL zu verwenden.
   4. Wie in Schritt 6.2.1 wird ein 0,035" Führungsdraht in die Arterienscheide der Halsschlagader eingeführt und mit fluoroskopischer Führung in das LV eingeführt. Schieben Sie die Schleuse vor, bis sie die Aortenklappe durchquert. Entfernen Sie den Führungsdraht, lassen Sie die Schleuse an Ort und Stelle und führen Sie den PV-Schlingenkatheter unter fluoroskopischer Führung über die arterielle Karotisschleuse ein, bis der Pigtail-Teil in der LV-Spitze aufliegt (Abbildung 2B). Ziehen Sie die Schleuse ~5 cm zurück, so dass sie sich nicht mehr innerhalb des LV befindet, während Sie den Zopf an Ort und Stelle lassen.
   5. Führen Sie gemäß den Anweisungen des Herstellers vor der Datenerfassung einen Baseline-Scan durch, indem Sie auf dem Datenerfassungsbildschirm zur Option Baseline-Scan navigieren und die Eingabetaste drücken. Mit dem PV-Loop-Kathetersystem wird ein Baseline-Scan durchgeführt, um die genaue Herzfrequenzmessung zu bestätigen. Drücken Sie die Eingabetaste erneut, um die Erfassung von Druck- und Volumendaten zu starten. Die Lautstärkesegmente können durchlaufen werden, um die beste Lautstärkewellenform zu erhalten.
   6. Überprüfen Sie die Druckvolumenkurve, die an die Datenerfassungssoftware ausgegeben wird. Stellen Sie sicher, dass der PV-Loop ausreichend aufgezeichnet wird, der rechteckig mit glatten Kanten sein sollte. (Abbildung 2C). Wenn nicht, positionieren Sie den Katheter vorsichtig neu, indem Sie ihn entweder drehen oder hin und her bewegen, bis eine ausreichende Schleife aufgezeichnet wird. Berechnen Sie das Schlagvolumen und das Herzzeitvolumen, indem Sie die Herzfrequenz mit der Differenz zwischen dem enddiastolischen und dem endsystolischen Volumen multiplizieren.
   7. Befestigen Sie den Katheter entweder mit Klebeband oder Naht, um eine angemessene Positionierung zu gewährleisten.

7. Euthanasie

1. Euthanasieren Sie das Tier mit >2 mEq/kg Kaliumchlorid (50-70 mL von 2 mEq/ml KCl) über die Halsvenenscheide.
2. Fahren Sie mit der Vollnarkose und der Herzüberwachung fort, bis die EKG-Aufzeichnung keine elektrische Aktivität des Herzens zeigt und die endtidale CO₂ -Spannung 0 mmHg erreicht.
   HINWEIS: Die hämodynamische Überwachung wurde während des gesamten Experiments aufrechterhalten.

Ergebnisse

Das Gewicht der Schweine reichte von 51,4 kg bis 61,5 kg mit einem Durchschnittsgewicht von 56,6 ± 3,6 kg. Die durchschnittlichen Schlagvolumina, die mittels PV-Loop-Katheter, Ventrikulographie und Thermodilution bei allen fünf Probanden gemessen wurden, betrugen 58,0 ± 12,0 ml, 57,6 ± 8,5 ml bzw. 53,0 ± 9,8 ml. Die durchschnittlichen Herzzeiträume, die bei allen fünf Probanden mit einem PV-Schleifenkatheter, einer Ventrikulographie und einer Thermodilution gemessen wurden, betrug...

Diskussion

Diese Studie beschreibt eine standardisierte Methode mit drei verschiedenen Methoden zur genauen Messung des Herzzeitvolumens bei Schweinen. Das Schwein hat eine analoge kardiovaskuläre Anatomie und Physiologie wie der Mensch und wird häufig als Modell für die menschliche Herzphysiologie verwendet, insbesondere für die präklinische Bewertung chirurgischer und interventioneller Prozesse¹⁰. Dies ermöglicht es dem Schwein, als primäres Modell für die kardiov...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% sodium chloride injection	Hospira	0409-4888-50
7 Fr Introducer Kit	Terumo	RCFW-5.0-35
Anesthesia Machine	Drager	Fabius Tiro
Contrast Power Injector	GEHealthcare	E8004N
Fluoroscope	GEHealthcare	OEC 9800
Heating/Cooling T/pump	Gaymar	Tp-700
Isoflurane	Baxter	10019-360-40
Jackie catheter	Terumo	40-5023
Omnipaque	GEHealthcare	559289
PowerChart	ADinstruments	ML866/P	Software
PowerLab	ADinstruments	PL3516
PV-loop catheter	Transonic		Prefer pigtail tip to straight tip
PV-loop module	Transonic	FFS-097-A004
Surgical suture, black braided silk, 3.0	Surgical Speciaties Corp.
Thermocouple probe	ADinstruments	MLT1401
Ultrasound probe	Philips	L12-4
Various-sized syringes
ViewPlus	Sanders Data Systems		Software