Misurazione della gittata cardiaca in un modello suino

Riepilogo

La termodiluizione, i cateteri ad ansa pressione-volume e la ventricolografia con mezzo di contrasto sono metodi affidabili e accurati per determinare la fisiologia cardiaca, come la gittata sistolica e la gittata cardiaca in un ambiente di laboratorio nei suini.

Abstract

I suini sono spesso utilizzati nella ricerca medica data la loro fisiologia cardiaca simile a quella degli esseri umani. La misurazione dei parametri cardiaci, come la gittata sistolica e la gittata cardiaca, è essenziale in questo tipo di ricerca. I cateteri per ventricolografia con mezzo di contrasto, termodiluizione e ansa pressione-volume (PV-loop) possono essere utilizzati per ottenere con precisione i dati sulle prestazioni cardiache a seconda delle risorse e delle competenze disponibili. Per questo studio, cinque suini dello Yorkshire sono stati anestetizzati e intubati. L'accesso venoso e arterioso centrale è stato ottenuto per posizionare gli strumenti di misurazione necessari. Una sonda di temperatura è stata posizionata nella radice aortica. Un bolo salino freddo è stato erogato nell'atrio destro ed è stata registrata la curva di deflessione della temperatura. L'integrazione dell'area sotto la curva ha permesso il calcolo della gittata cardiaca attuale. Un catetere a spirale è stato posizionato per via percutanea nel ventricolo sinistro e 30 ml di mezzo di contrasto iodato sono stati iniettati in 2 secondi. Le immagini dell'angiografia a sottrazione digitale sono state caricate su un software di analisi volumetrica per calcolare la gittata sistolica e la gittata cardiaca. Un catetere ad ansa di volume di pressione è stato posizionato nel ventricolo sinistro (LV) e ha fornito dati continui di pressione e volume del LV, che hanno permesso il calcolo sia del volume sistolico che della gittata cardiaca. Tutti e tre i metodi hanno dimostrato una buona correlazione tra loro. Il catetere PV-loop e la termodiluizione hanno mostrato la migliore correlazione con un errore del 3% e un coefficiente di Pearson di 0,99, con IC 95% = 0,97 a 1,1, (p = 0,002). Anche il catetere PV-loop contro la ventricolografia ha mostrato una buona correlazione con un errore del 6% e un coefficiente di Pearson di 0,95, IC 95% = 0,96 a 1,1 (p = 0,01). Infine, la termodiluizione contro la ventricolografia ha avuto un errore del 2% con r=0,95, IC 95% = 0,93 a 1,11, (p = 0,01). In conclusione, affermiamo che il catetere PV-loop, la ventricografia con mezzo di contrasto e la termodiluizione offrono ciascuno alcuni vantaggi a seconda delle esigenze del ricercatore. Ogni metodo è affidabile e accurato per misurare vari parametri cardiaci nei suini, come la gittata sistolica e la gittata cardiaca.

Introduzione

I suini sono spesso utilizzati nel controllo delle emorragie e nella ricerca sulla rianimazione a causa della loro fisiologia simile a quella umana. Parte integrante della ricerca sulla rianimazione è il monitoraggio continuo della gittata cardiaca per valutare la risposta fisiologica agli interventi. Esistono diversi sistemi clinici, come i cateteri dell'arteria polmonare (PA) e i sistemi basati sull'analisi del contorno del polso¹. Inoltre, l'ecocardiografia (eco), la tomografia computerizzata (TC) e la risonanza magnetica per immagini (MRI) possono essere utilizzate per acquisire dati emodinamici. Le immagini ottenute durante la telediastole e la sistole possono essere utilizzate per determinare il volume di sangue espulso durante quel ciclo cardiaco. Sebbene queste tecniche siano minimamente invasive, presentano solo i dati acquisiti al momento dell'imaging e non forniscono misure continue². Inoltre, dipendono in gran parte dall'operatore (eco) o richiedono apparecchiature avanzate e costose (TC e risonanza magnetica). Date le diverse capacità e risorse dei diversi laboratori, esistono vari metodi alternativi per misurare la gittata cardiaca in modo ottimale in ogni caso.

La termodiluizione è un metodo comune per misurare la gittata cardiaca in ambito clinico utilizzando un catetere Swan-Ganz³. Questo metodo può essere ricreato in un ambiente di laboratorio nei suini per misurare direttamente la gittata cardiaca. La ventricolografia con mezzo di contrasto può essere utilizzata anche se la capacità fluoroscopica è prontamente disponibile⁴. Infine, i cateteri ad ansa pressione-volume offrono un mezzo per misurare direttamente la pressione e il volume ventricolare su base battito per battito e possono generare dati più sfumati⁵. Questo metodo utilizza l'ammettenza elettrica e l'equazione di Wei per misurare il volume della camera. Rispetto ai vecchi cateteri basati sulla conduttanza, i cateteri di ammissione eliminano il fenomeno della conduttanza parallela tra il sangue e il muscolo cardiaco, producendo così misurazioni più accurate senza richiedere ripetute calibrazioni⁶.

Lo scopo di questo studio è quello di convalidare l'accuratezza di questi tre metodi l'uno rispetto all'altro in termini di misurazione del volume e della gittata estolteica cardiaca in un modello suino sano. In definitiva, ogni ricercatore può scegliere quale approccio si adatta meglio alle proprie esigenze, a seconda dei requisiti di studio e delle risorse a sua disposizione.

Protocollo

Le procedure sono state approvate dall'Università del Maryland, Baltimore Institutional Animal Care and Use Committee (Approvazione #0320017) e conformi alle linee guida del National Institutes of Health per la ricerca etica sugli animali. Nello studio sono stati arruolati cinque suini maschi adulti dello Yorkshire di peso compreso tra 50 e 70 kg. Questo studio ha utilizzato un sistema di raccolta dati digitale e un software accoppiato per registrare tutti i dati emodinamici e di temperatura. La misurazione dei parametri cardiaci nel modello suino consisteva nelle seguenti fasi: preparazione, termodiluizione, ventricolografia, inserimento del catetere PV-loop e infine eutanasia. Tutti e cinque gli animali sono stati sottoposti a ciascuno dei tre protocolli di misurazione della gittata cardiaca.

1. Selezione degli animali e stabulazione

1. Utilizzare suini maschi adolescenti dello Yorkshire (Sus Scrofa) del peso di 50-70 kg.
2. Animali domestici in gabbia di almeno 30 piedi quadrati in un'area con lettiera ad alto tenore di carbonio come fieno, paglia o trucioli di pino. Alloggia l'animale individualmente, la notte prima della procedura.
3. Consentire il periodo di acclimatazione per i nuovi animali secondo le linee guida dell'istituto.
   NOTA: Questo è tipicamente 48-72 h per i grandi mammiferi⁷.
4. Nutrire gli animali con una dieta standard e fornire libero accesso all'acqua fino alla notte prima dell'esperimento.
5. Digiunare gli animali la notte prima della procedura per ridurre al minimo il rischio di aspirazione durante l'intubazione endotracheale.
6. Monitora settimanalmente la salute degli animali ispezionando la pelle alla ricerca di segni di lesioni come croste, graffi o abrasioni. Garantire il normale lavoro di respirazione (15-30 respiri/min) e un comportamento corretto e interattivo. Assicurarsi che la mucosa orale sia rosa, umida e senza secrezioni.
   1. Pesare regolarmente gli animali per assicurarsi che abbiano un'alimentazione adeguata. Segnalare eventuali anomalie al personale veterinario e poi escludere l'animale dal protocollo.

2. Sedazione e induzione dell'anestesia generale

1. Sedare l'animale nella sua area di stabulazione mediante iniezione intramuscolare di Telazol (4-5 mg/kg)/ xilazina (1,8-2,2 mg/kg) nel cuscinetto adiposo caudale all'orecchio.
2. Attendere che l'animale sia completamente sedato e che la risposta alla stimolazione sia minima o nulla per garantire una manipolazione e un trasporto sicuri dell'animale.
3. Trasportare l'animale dall'area di stabulazione alla sala operatoria e posizionarlo in decubito dorsale sul tavolo operatorio.
4. Posizionare una sonda per pulsossimetria sull'orecchio dell'animale e iniziare a ventilare l'animale con una maschera per il muso utilizzando un ventilatore meccanico con O₂ al 100%. Assicurarsi che la guarnizione in gomma della maschera sia sigillata correttamente attorno al muso. Una volta assicurata una tenuta adeguata, somministrare isoflurano al 3-4% fino a quando non viene indotta l'anestesia generale e la mascella è rilassata.
   NOTA: Assicurati di seguire le linee guida istituzionali per l'uso di agenti volatili per via inalatoria. In generale, la sala operatoria deve essere ben ventilata e deve essere utilizzato un adeguato meccanismo di lavaggio/ventilazione per eliminare l'esposizione per inalazione.
5. Posizionare un tubo orotracheale utilizzando un laringoscopio spegnendo il vaporizzatore di isoflurano e rimuovendo la maschera del muso. Chiedi a un'altra persona di tenere le mascelle aperte mentre l'operatore inserisce il laringoscopio e sposta l'epiglottide ventralmente lontano dal palato molle. Una volta visualizzate le corde vocali, inserire un 8-0 tubo endotracheale (ET) attraverso le corde vocali di almeno 5 cm.
6. Gonfiare il bracciale ET con 10 ml di aria e fissare il tubo ET al muso dell'animale utilizzando del nastro ombelicale. Confermare il posizionamento del tubo mediante l'innalzamento del torace, la CO₂ di fine espirazione e/o l'auscultazione toracica.
7. Collegare il tubo ET alla macchina per anestesia con uno scambiatore di calore e umidità.
8. Regolare le impostazioni del ventilatore meccanico per erogare una frazione di O₂ inspirata del 30%, con un volume corrente di 7-10 ml/kg e una frequenza respiratoria di 10-16 respiri/min, per mantenere una tensione di CO₂ di fine espirazione di 38-42 mmHg.
9. Restituire e mantenere l'anestetico inalato utilizzando isoflurano all'1,5-3%. Monitora l'animale per segni di dolore e disagio come movimenti involontari o tachicardia. Regolare l'isoflurano fino a quando i movimenti non si estinguono o la tachicardia si risolve.

3. Sterilizzazione e preparazione del sito chirurgico

1. Tagliare i capelli sovrastanti e i siti di accesso percutaneo (collo ventrale bilaterale) utilizzando un tagliacapelli elettrico.
2. Preparare e strofinare tutti i siti di puntura percutanea con betadina e alcol isopropilico e lasciare asciugare completamente.
3. Posizionare teli sterili intorno ai siti operativi per preservare i campi chirurgici sterili e prevenire la contaminazione. Fissali in posizione con le graffette.
4. Fissare l'animale al tavolo operatorio trattenendo gli arti anteriori e posteriori al tavolo usando del nastro adesivo o una corda. Posizionare il termoforo sotto l'animale e impostare a 37 °C.
5. Applicare un lubrificante a base d'acqua sulla punta della sonda di temperatura e inserire la sonda nel retto per fornire dati continui sulla temperatura corporea.
6. Posizionare gli elettrodi adesivi ECG sulla parete toracica laterale destra e sinistra. Collegare le derivazioni ECG agli elettrodi adesivi e collegare le derivazioni ECG all'unità di raccolta dati.
7. Con attenzione, capovolgere l'animale in decubito ventrale, assicurandosi che il tubo delle vie aeree e le derivazioni ECG siano controllati durante il trasferimento.

4. Incannulamento della vena giugulare esterna

NOTA: L'accesso venoso giugulare si ottiene per l'inserimento della cannula venosa atriale destra durante la procedura di termodiluizione.

1. Utilizzare la guida ecografica (US) per localizzare la vena giugulare esterna nel solco giugulare situato nella regione laterale del collo. Perforare la pelle con un ago da 18 G posizionato a un angolo di 45° rispetto alla pelle e far avanzare la punta nel lume venoso sotto la guida dell'ecografia.
2. Far passare un filo guida Seldinger da 0,035" attraverso l'ago e nel lume venoso. Rimuovere l'ago lasciando il filo guida in posizione all'interno del lume venoso.
3. Praticare un'incisione cutanea di 5 mm adiacente al filo utilizzando un bisturi a lama #11 e infilare una guaina da 15 cm e 7 Fr con un dilatatore nella vena sopra il filo guida. Rimuovere il filo guida e il dilatatore. Assicurarsi che la guaina rimanga in posizione. Cucire la guaina in posizione suturandola sulla pelle con punti di sutura di seta 3-0.
4. Ripetere i passaggi da 4.1 a 4.3 per incannulare la vena giugulare esterna controlaterale.

5. Incannulamento dell'arteria carotidea

NOTA: L'incannulamento dell'arteria carotide viene eseguita per fornire l'accesso al ventricolo sinistro e alla radice aortica durante la termodiluizione, la ventricografia con mezzo di contrasto e l'inserimento del catetere PV-loop.

1. Localizzare l'arteria carotide lateralmente alla trachea utilizzando una sonda ecografica. Garantisci il flusso pulsatile utilizzando l'imaging color Doppler, se disponibile.
2. Perforare la pelle con un ago da 18 G posizionato a un angolo di 45° rispetto alla pelle e farlo avanzare nel lume arterioso sotto la visione ecografica. Far avanzare un filo guida Seldinger da 0,035" attraverso l'ago e nel lume arterioso. Rimuovere l'ago lasciando il filo guida in posizione all'interno del lume arterioso.
3. Praticare un'incisione cutanea di 5 mm adiacente al filo con un bisturi a lama #11 e infilare una guaina da 20 cm e 7 Fr con un dilatatore nell'arteria sopra il filo guida. Lasciare 5-10 cm di guaina all'esterno della pelle. Rimuovere il filo guida e il dilatatore e assicurarsi che la guaina rimanga in posizione. Fissare la guaina in posizione suturandola sulla pelle con punti di sutura di seta 3-0⁸.

6. Misurazione della gittata cardiaca

NOTA: Tutti i seguenti metodi vengono eseguiti in sequenza in ciascuno dei 5 animali utilizzati in questo studio.

1. Termodiluizione
   1. Inserire una sonda a termocoppia di tipo T attraverso la guaina arteriosa carotidea e guidare la sonda nella radice aortica utilizzando la guida fluoroscopica.
   2. Collegare la sonda al sistema di raccolta dati. Attendere diversi minuti di raccolta dei dati per stabilire una temperatura aortica basale sicura. Una temperatura basale sicura si ottiene quando la temperatura rimane entro 1 °C dal valore centrale per 2-3 minuti dalla raccolta dei dati.
   3. Quindi, inserire un catetere da 5 Fr e 110 cm attraverso la guaina della vena giugulare esterna e guidare il catetere verso l'atrio destro utilizzando la fluoroscopia.
   4. Una volta verificata la posizione, versare con forza 20 mL di soluzione fisiologica a 12 °C nel catetere.
   5. Osservare la curva di deflessione della temperatura sul software di raccolta dati. Evidenziare questa regione e utilizzare la funzione di gittata cardiaca del software per calcolare la gittata cardiaca (Figura 1).
   6. Ripetere questo processo 3-5 volte secondo necessità per ottenere un valore medio tra queste misurazioni.
2. Ventricolografia
   1. Utilizzando la guida fluoroscopica portatile a raggi X, inserire un filo guida da 0,035" attraverso la guaina arteriosa carotide e nel ventricolo sinistro. Far avanzare la guaina in modo che la punta attraversi la valvola aortica. Rimuovere il filo guida da 0,035" e inserire un catetere a spirale marker da 80 cm attraverso la guaina arteriosa carotide in modo che il codino poggi nell'apice LV. Estrarre la guaina di 5 cm lasciando il codino in posizione in modo che la guaina non sia più all'interno del ventricolo sinistro.
      1. Assicurarsi che tutto il personale nella stanza indossi un grembiule di piombo equivalente a 0,5 mm. Chiedere a chiunque si trovi entro 1 m dall'emettitore di indossare occhiali al piombo.
      2. Ridurre al minimo il tempo di accensione del fascio e assicurarsi che l'emettitore sia ben collimato per ridurre l'esposizione del personale di laboratorio.
      3. Assicurarsi che tutto il personale si trovi il più lontano possibile dall'emettitore pur essendo in grado di eseguire la procedura per ridurre l'esposizione.
   2. Collegare il catetere a un iniettore di mezzo di contrasto con almeno 30 mL di mezzo di contrasto iodato caricato. Prendere nota della frequenza cardiaca attuale dell'animale.
   3. Configurare l'iniettore di alimentazione in modo che fornisca 15 mL/s di contrasto per un totale di 30 mL e inserire il dispositivo.
   4. Configura il fluoroscopio per l'angiografia a sottrazione digitale (DSA) a 30 fotogrammi/s a 30° di obliquità anteriore sinistra.
   5. Avviare il DSA sul fluoroscopio e attendere che l'immagine venga sottratta. Iniziare l'iniezione di potenza non appena l'immagine di sottrazione viene mostrata dalla macchina per fluoroscopia. A tale scopo, premere il pulsante dell'iniettore non appena la macchina per fluoroscopia sottrae il materiale radioopaco dall'immagine in modo che solo la camera LV venga opacizzata durante la serie di immagini (Figura 2A).
      NOTA: In alternativa, la fluoroscopia classica può essere utilizzata per la ventricolografia se il DSA non è disponibile.
   6. Caricare queste immagini su un sistema di archiviazione e comunicazione delle immagini (PACS).
   7. Importa le immagini del ventricologramma in un software di imaging quantitativo.
   8. Utilizzando la funzione di analisi del ventricolo sinistro, calibrare il software sull'immagine utilizzando come riferimento i segni di 1 cm sul codino del marcatore.
   9. Fare clic sul pulsante Fine diastole e cercare nelle immagini DSA il fotogramma raffigurante il volume LV più grande che indica la fine diastole. Quindi, traccia il bordo LV usando il mouse con piccoli incrementi per garantire la precisione.
   10. Quindi, fare clic sul pulsante Termina sistole e cercare il fotogramma che rappresenta la sistole finale in cui il volume LV è il minimo. Anche in questo caso, tracciare il bordo LV nello stesso modo del passaggio precedente.
   11. Fare clic sul pulsante Analizza . Il programma esegue quindi un'analisi volumetrica quantitativa utilizzando il metodo Dodge-Sandler area-length⁹ per calcolare il volume telesistolico, il volume telediastolico e il volume sistolico. I dati vengono quindi emessi in un documento di analisi BT.
   12. Determinare la gittata cardiaca moltiplicando la gittata sistolica misurata per la frequenza cardiaca registrata in precedenza.
3. Catetere ad ansa pressione-volume
   1. Immergere il catetere PV-loop in soluzione fisiologica normale per almeno 20 minuti prima dell'uso. Collegare il catetere al sistema di raccolta dati.
   2. Inserire la punta del catetere PV-loop contenente il trasduttore di pressione in una siringa di soluzione fisiologica e tenere il trasduttore di pressione appena sotto il menisco. Utilizzando i pulsanti di regolazione grossolana e fine sul modulo catetere, regolare il segnale della pressione di uscita fino a quando non legge 0 mmHg sul software di raccolta dati.
   3. Calibrare la resistività ematica e la gittata sistolica del catetere PV-loop secondo le istruzioni del produttore.
      NOTA: Il produttore suggerisce di utilizzare una resistività del sangue di 1,5 mΩ e una gittata sistolica di 60 mL per i modelli animali di grandi dimensioni.
   4. Come al punto 6.2.1, inserire un filo guida da 0,035" nella guaina arteriosa carotidea e farlo avanzare nel ventricolo sinistro utilizzando la guida fluoroscopica. Far avanzare la guaina fino a quando non attraversa la valvola aortica. Rimuovere il filo guida lasciando la guaina in posizione e inserire il catetere PV-loop sotto guida fluoroscopica attraverso la guaina arteriosa carotide fino a quando la porzione del codino non si trova all'apice del ventricolo sinistro (Figura 2B). Estrarre la guaina di ~5 cm in modo che non sia più all'interno del ventricolo sinistro lasciando il codino in posizione.
   5. In base alle istruzioni del produttore, eseguire una scansione di base prima di raccogliere i dati accedendo all'opzione Scansione di base nella schermata di acquisizione dati e premere il pulsante Invio . Viene eseguita una scansione di base utilizzando il sistema di catetere PV-loop per confermare una misurazione accurata della frequenza cardiaca. Premere nuovamente il pulsante Invio per avviare l'acquisizione dei dati di pressione e volume. I segmenti del volume possono essere fatti scorrere per acquisire la migliore forma d'onda del volume.
   6. Controllare la curva del volume di pressione che viene inviata al software di raccolta dati. Assicurarsi che il loop PV sia registrato adeguatamente, che dovrebbe essere rettangolare con bordi lisci. (Figura 2C). In caso contrario, riposizionare delicatamente il catetere ruotandolo o muovendolo avanti e indietro fino a quando non viene registrato un anello adeguato. Calcola la gittata sistolica e la gittata cardiaca moltiplicando la frequenza cardiaca per la differenza tra il volume telediastolico e quello telesistolico.
   7. Fissare il catetere in posizione con nastro adesivo o sutura per garantire un posizionamento adeguato in tutto.

7. Eutanasia

1. Sopprimere l'animale utilizzando un'iniezione di >2 mEq/kg di cloruro di potassio (50-70 mL di 2 mEq/mL KCl) attraverso la guaina della vena giugulare.
2. Continuare l'anestesia generale e il monitoraggio cardiaco fino a quando il tracciato ECG non mostra alcuna attività elettrica cardiaca e la tensione di CO₂ di fine espirazione raggiunge 0 mmHg.
   NOTA: Il monitoraggio emodinamico è stato mantenuto per tutta la durata dell'esperimento.

Risultati

Il peso del suino variava da 51,4 kg a 61,5 kg con un peso medio di 56,6 ± 3,6 kg. I volumi medi di sistole misurati mediante catetere PV-loop, ventricografia e termodiluizione in tutti e cinque i soggetti sono stati rispettivamente di 58,0 ± 12,0 ml, 57,6 ± 8,5 ml e 53,0 ± 9,8 ml. La gittata cardiaca media misurata da un catetere PV-loop, ventricografia e termodiluizione in tutti e cinque i soggetti è stata rispettivamente di 5,0 ± 1,1 L/min, 5,3 ± 1,2 L/min e 5,2 ± 1,0 L/min (<...

Discussione

Questo studio descrive in dettaglio un metodo standardizzato di tre diversi modi per misurare con precisione la gittata cardiaca nei suini. I suini hanno un'anatomia e una fisiologia cardiovascolare analoghe a quelle umane ed è comunemente usato come modello per la fisiologia cardiaca umana, in particolare per le valutazioni precliniche dei processi chirurgici e interventistici¹⁰. Ciò consente ai suini di fungere da modello primario per la fisiologia cardiovasc...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% sodium chloride injection	Hospira	0409-4888-50
7 Fr Introducer Kit	Terumo	RCFW-5.0-35
Anesthesia Machine	Drager	Fabius Tiro
Contrast Power Injector	GEHealthcare	E8004N
Fluoroscope	GEHealthcare	OEC 9800
Heating/Cooling T/pump	Gaymar	Tp-700
Isoflurane	Baxter	10019-360-40
Jackie catheter	Terumo	40-5023
Omnipaque	GEHealthcare	559289
PowerChart	ADinstruments	ML866/P	Software
PowerLab	ADinstruments	PL3516
PV-loop catheter	Transonic		Prefer pigtail tip to straight tip
PV-loop module	Transonic	FFS-097-A004
Surgical suture, black braided silk, 3.0	Surgical Speciaties Corp.
Thermocouple probe	ADinstruments	MLT1401
Ultrasound probe	Philips	L12-4
Various-sized syringes
ViewPlus	Sanders Data Systems		Software