מדידת תפוקת לב במודל חזירים

Neerav Patel; Hossam Abdou; Joseph Edwards; Noha N. Elansary; Kelly Poe; Michael J. Richmond; Marta J. Madurska; Todd E. Rasmussen; Jonathan J. Morrison

doi:10.3791/62333

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

Summary

דילול תרמי, צנתרי לולאת לחץ-נפח וונטריקולוגרפיה ניגודית הן שיטות אמינות ומדויקות לקביעת פיזיולוגיה של הלב כגון נפח שבץ ותפוקת לב בסביבת מעבדה בחזירים.

Abstract

חזירים משמשים לעתים קרובות במחקר רפואי בהתחשב בפיזיולוגיה הלבבית הדומה שלהם לזו של בני אדם. מדידת פרמטרים לבביים כגון נפח שבץ ותפוקת לב חיונית במחקר מסוג זה. ניתן להשתמש בצנתרי ניגודיות, דילול תרמי ולולאת לחץ-נפח (PV-loop) כדי להשיג במדויק נתוני ביצועי לב בהתאם למשאבים ולמומחיות הזמינים. לצורך מחקר זה, חמישה חזירי יורקשייר הורדמו והוחדרו. הושגה גישה ורידית ועורקית מרכזית להצבת מכשירי המדידה הדרושים. בדיקת טמפרטורה הוצבה בשורש אבי העורקים. בולוס מי מלח קר הועבר לאטריום הימני ונרשמה עקומת סטיית טמפרטורה. שילוב האזור שמתחת לעקומה איפשר לחשב את תפוקת הלב הנוכחית. קטטר צמה הונח מלעורית בחדר השמאלי ו-30 מ"ל של ניגודיות יוד הוזרקו כוח במשך 2 שניות. תמונות אנגיוגרפיה של חיסור דיגיטלי הועלו לתוכנת ניתוח נפחי כדי לחשב את נפח השבץ ותפוקת הלב. קטטר לולאת נפח לחץ הוכנס לחדר השמאלי (LV) וסיפק נתוני לחץ ונפח רציפים של ה-LV, מה שאפשר לחשב הן את נפח השבץ והן את תפוקת הלב. כל שלוש השיטות הראו מתאם טוב זו עם זו. צנתר לולאת ה-PV ודילול התרמו-דילול הראו את המתאם הטוב ביותר עם שגיאה של 3% ומקדם פירסון של 0.99, עם 95% CI=0.97 עד 1.1, (p=0.002). צנתר לולאת ה-PV כנגד ונטריקולוגרפיה הראה גם מתאם טוב עם שגיאה של 6% ומקדם פירסון של 0.95, 95% CI=0.96 עד 1.1 (p=0.01). לבסוף, בדילול תרמי כנגד ונטריקולוגרפיה הייתה שגיאה של 2% עם r=0.95, 95% CI=0.93 עד 1.11, (p=0.01). לסיכום, אנו קובעים כי צנתר לולאת PV, ונטריקולוגרפיה ניגודית ודילול תרמי מציעים כל אחד יתרונות מסוימים בהתאם לדרישות החוקר. כל שיטה אמינה ומדויקת למדידת פרמטרים לבביים שונים בחזירים כגון נפח השבץ ותפוקת הלב.

Introduction

חזירים משמשים לעתים קרובות בבקרת דימומים ובמחקר החייאה בשל הפיזיולוגיה הדומה שלהם לבני אדם. חלק בלתי נפרד ממחקר ההחייאה הוא ניטור רציף של תפוקת הלב כדי להעריך את התגובה הפיזיולוגית להתערבויות. קיימות מספר מערכות קליניות כגון צנתרים של עורקי ריאה (PA) ומערכות מבוססות ניתוח מתאר דופק¹. בנוסף, ניתן להשתמש באקו-לב (אקו), טומוגרפיה ממוחשבת (CT) והדמיית תהודה מגנטית (MRI) כדי ללכוד נתונים המודינמיים. ניתן להשתמש בתמונות המתקבלות במהלך סוף הדיאסטולה והסיסטולה כדי לקבוע את נפח הדם שנפלט במהלך אותו מחזור לב. בעוד שטכניקות אלה הן זעיר פולשניות, הן מציגות רק נתונים שנרכשו בזמן ההדמיה ואינן מספקות מדדים רציפים². הם גם תלויים במידה רבה במפעיל (הד) או דורשים ציוד מתקדם ויקר (CT ו-MRI). בהתחשב ביכולות ובמשאבים של מעבדות שונות, ישנן שיטות חלופיות שונות למדידת תפוקת הלב בצורה אופטימלית בכל מקרה.

דילול תרמי הוא שיטה נפוצה למדידת תפוקת לב בסביבה הקלינית באמצעות צנתר Swan-Ganz³. ניתן לשחזר שיטה זו במעבדה בחזירים כדי למדוד ישירות את תפוקת הלב. ניתן להשתמש בוונטריקולוגרפיה ניגודית גם אם היכולת הפלואורוסקופית זמינה⁴. לבסוף, צנתרי לולאת לחץ-נפח מציעים אמצעי למדידה ישירה של הלחץ והנפח של החדר על בסיס פעימה לפעימות ויכולים לייצר נתונים ניואנסים יותר⁵. שיטה זו משתמשת בכניסה חשמלית ובמשוואת ווי כדי למדוד את נפח החדר. בהשוואה לצנתרים ישנים מבוססי מוליכות, צנתרי כניסה מבטלים את תופעת המוליכות המקבילה בין הדם לשריר הלב, ובכך מייצרים מדידות מדויקות יותר ללא צורך בכיול חוזר⁶.

מטרת מחקר זה היא לאמת את הדיוק של שלוש השיטות הללו זו מול זו במונחים של מדידת נפח ותפוקה של שבץ לב במודל חזירים בריאים. בסופו של דבר, כל חוקר יכול לבחור איזו גישה מתאימה ביותר לצרכיו, בהתאם לדרישות המחקר שלו ולמשאבים העומדים לרשותו.

Protocol

הנהלים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת מרילנד, בולטימור (אישור #0320017) והתאימו להנחיות המכונים הלאומיים לבריאות למחקר אתי בבעלי חיים. חמישה חזירי יורקשייר זכרים בוגרים במשקל של בין 50 ל-70 ק"ג נרשמו למחקר. מחקר זה השתמש במערכת איסוף נתונים דיגיטלית ותוכנה מותאמת כדי לתעד את כל הנתונים ההמודינמיים והטמפרטורה. מדידת פרמטרים לבביים במודל החזירים כללה את השלבים הבאים: הכנה, דילול תרמי, ונטריקולוגרפיה, החדרת קטטר לולאת PV ולבסוף המתת חסד. כל חמשת בעלי החיים עברו כל אחד משלושת פרוטוקולי מדידת תפוקת הלב.

1. בחירת בעלי חיים ודיור

השתמש בחזיר יורקשייר זכר מתבגר (Sus Scrofa) במשקל 50-70 ק"ג.
בעלי חיים בכלוב של לפחות 30 רגל רבוע בשטח עם מצעים עתירי פחמן כגון חציר, קש או שבבי אורן. שכן את בעל החיים בנפרד, בלילה שלפני ההליך.
אפשר תקופת התאקלמות לבעלי חיים חדשים בהתאם להנחיות המוסד.
הערה: זה בדרך כלל 48-72 שעות עבור יונקים גדולים⁷.
האכילו בעלי חיים בתזונה סטנדרטית וספקו גישה חופשית למים עד הלילה שלפני הניסוי.
צום בעלי החיים בלילה שלפני ההליך כדי למזער את הסיכון לשאיפה במהלך אינטובציה אנדוטרכיאלית.
עקוב אחר בריאות בעלי החיים מדי שבוע על ידי בדיקת העור לאיתור סימני פציעה כגון גלדים, שריטות או שפשופים. הקפידו על עבודת נשימה תקינה (15-30 נשימות לדקה) והתנהגות נכונה ואינטראקטיבית. ודא שרירית הפה ורודה, לחה וללא הפרשות.
1. שקלו בעלי חיים באופן קבוע כדי לוודא שיש להם תזונה מספקת. דווח על כל חריגה לצוות הווטרינרי ולאחר מכן אל תכלול את בעל החיים בפרוטוקול.

2. טשטוש ואינדוקציה של הרדמה כללית

הרדימו את בעל החיים באזור המגורים שלו על ידי הזרקה תוך שרירית של טלזול (4-5 מ"ג/ק"ג)/קסילזין (1.8-2.2 מ"ג/ק"ג) בכרית השומן הזנב לאוזן.
המתן עד שהחיה מורדמת לחלוטין ויש תגובה מינימלית עד אפסית לגירוי כדי להבטיח טיפול והובלה בטוחים של בעל החיים.
העבירו את בעל החיים מאזור הדיור לחדר הניתוח והניחו אותו בשכיבה גבית על שולחן הניתוחים.
הנח בדיקת אוקסימטריית דופק על אוזן החיה והתחל לאוורר את החיה עם מסכת חוטם באמצעות מכונת הנשמה מכנית עם 100% O₂. הקפידו על אטימה נכונה של אטם הגומי של המסכה סביב החוטם. לאחר הבטחת אטימה נכונה, יש לתת 3-4% איזופלורן עד להרדמה כללית והלסת רפויה.
הערה: הקפד לעקוב אחר ההנחיות המוסדיות לשימוש בחומרים נדיפים בשאיפה. באופן כללי, חדר ההליכים חייב להיות מאוורר היטב, ויש להשתמש במנגנון ניקוי / אוורור מתאים כדי למנוע חשיפה לשאיפה.
הנח צינור אורוטרכאל באמצעות לרינגוסקופ על ידי כיבוי מכשיר האידוי איזופלורן והסרת מסכת החוטם. בקש מאדם שני להחזיק את הלסתות פתוחות בזמן שהמפעיל מחדיר את הגרון ומעביר את האפיגלוטיס בגחון הרחק מהחיך הרך. לאחר הדמיית מיתרי הקול, הכנס 8-0 צינור אנדוטרכיאלי (ET) דרך מיתרי הקול ב-5 ס"מ לפחות.
נפח את שרוול ה-ET ב-10 מ"ל אוויר והדק את צינור ה-ET לחוטם החיה באמצעות סרט טבורי. אשר את מיקום הצינור על ידי עליית החזה, CO₂ בסוף הגאות ו/או האזנה בחזה.
חבר את צינור ה-ET למכונת ההרדמה באמצעות מחליף חום ולחות.
כוונן את הגדרות המאוורר המכני כדי לספק שבר O₂מעורר השראה של 30%, עם נפח גאות של 7-10 מ"ל/ק"ג, וקצב נשימה של 10-16 נשימות לדקה, כדי לשמור על מתח_CO2 בסוף הגאות של 38-42 מ"מ כספית.
יש להחזיר ולשמור על חומר הרדמה בשאיפה באמצעות 1.5-3% איזופלורן. עקוב אחר החיה לאיתור סימני כאב ואי נוחות כגון תנועות לא רצוניות או טכיקרדיה. התאם איזופלורן עד לכיבוי התנועות או לפתרון טכיקרדיה.

3. עיקור והכנה של אתר הניתוח

גזוז את השיער מעל ואתרי הגישה המלעוריים (צוואר גחון דו-צדדי) באמצעות קוצץ שיער חשמלי.
הכינו ושפשפו את כל אתרי הניקוב המלעוריים עם בטדין ואלכוהול איזופרופיל והניחו להתייבש לחלוטין.
הניחו וילונות סטריליים סביב אתרי הניתוח כדי לשמר את שדות הניתוח הסטריליים ולמנוע זיהום. אבטח אותם במקומם בעזרת סיכות.
אבטח את החיה לשולחן הניתוחים על ידי ריסון הגפיים הקדמיות והאחוריות לשולחן באמצעות סרט או חבל. הנח את כרית החימום מתחת לבעל החיים והגדר ל-37 מעלות צלזיוס.
מרחו חומר סיכה על בסיס מים על קצה בדיקת הטמפרטורה והכנסו את הגשושית לתוך פי הטבעת כדי לספק נתוני טמפרטורת גוף רציפים.
הנח את אלקטרודות הדבק של האק"ג על דופן החזה הצדדית הימנית והשמאלית. חבר את מובילי האק"ג לאלקטרודות ההדבקה וחבר את מובילי האק"ג ליחידת איסוף הנתונים.
בזהירות, הפוך את החיה לשכיבה גחונית, וודא שצינורות דרכי הנשימה ומובילי האק"ג נשלטים במהלך ההעברה.

4. קנולציה של וריד צוואר חיצוני

הערה: מתקבלת גישה ורידית צווארית להחדרת צינורית ורידים פרוזדורית ימנית במהלך הליך הדילול התרמי.

השתמש בהנחיית אולטרסאונד (US) כדי לאתר את וריד הצוואר החיצוני בתלם הצוואר הממוקם באזור הצוואר הצדדי. יש לנקב את העור בעזרת מחט 18 גרם הממוקמת בזווית של 45 מעלות לעור ולקדם את הקצה לתוך לומן הוורידי בהנחיית ארה"ב.
העבירו חוט מנחה של סלדינגר בגודל 0.035 אינץ' דרך המחט ולתוך הלומן הוורידי. הסר את המחט תוך השארת חוט ההנחיה במקומו בתוך הלומן הוורידי.
בצע חתך עור של 5 מ"מ בסמוך לחוט באמצעות אזמל להב #11, והשחיל נדן של 15 ס"מ, 7 Fr עם מרחיב לווריד מעל חוט המנחה. הסר את חוט ההנחיה ואת המרחיב. ודא שהנדן נשאר במקומו. תפר את הנדן למקומו על ידי תפירתו לעור בעזרת 3-0 תפרי משי.
חזור על שלבים 4.1 עד 4.3 כדי לשרוף את וריד הצוואר החיצוני הנגדי.

5. קנולציה של עורק הצוואר

הערה: צינורית עורק הצוואר מתבצעת כדי לספק גישה ל-LV ולשורש אבי העורקים במהלך דילול תרמי, ונטריקולוגרפיה ניגודית והחדרת קטטר לולאת PV.

אתר את עורק הצוואר לרוחב קנה הנשימה באמצעות בדיקה אמריקאית. הקפידו על זרימה פועמת באמצעות הדמיית דופלר צבעונית, אם היא זמינה.
לנקב את העור עם מחט 18 גרם המונחת בזווית של 45 מעלות לעור ולקדם אותו ללומן העורקי תחת ראייה אמריקאית. קדם חוט מנחה של סלדינגר בגודל 0.035 אינץ' דרך המחט ולתוך לומן העורק. הסר את המחט תוך השארת חוט ההנחיה במקומו בתוך לומן העורק.
בצע חתך עור של 5 מ"מ בסמוך לחוט עם אזמל להב #11, והשחיל נדן 20 ס"מ 7 Fr עם מרחיב לתוך העורק מעל חוט ההנחיה. יש להשאיר 5-10 ס"מ מהמעטפת מחוץ לעור. הסר את חוט ההנחיה ואת המרחיב וודא שהנדן נשאר במקומו. אבטח את הנדן במקומו על ידי תפירתו לעור עם 3-0 תפרי משי⁸.

6. מדידת תפוקת לב

הערה: כל השיטות הבאות מבוצעות ברצף בכל אחת מ-5 החיות ששימשו במחקר זה.

דילול תרמי
1. הכנס בדיקה של צמד תרמי מסוג T דרך מעטפת עורקי הצוואר והנח את הגשושית לתוך שורש אבי העורקים באמצעות הנחיה פלואורוסקופית.
2. חבר את הגשושית למערכת איסוף הנתונים. אפשר מספר דקות של איסוף נתונים כדי לקבוע טמפרטורת אבי העורקים הבסיסית הבטוחה. טמפרטורת בסיס בטוחה מושגת כאשר הטמפרטורה נשארת בטווח של 1 מעלות צלזיוס מהערך המרכזי במשך 2-3 דקות של איסוף הנתונים.
3. לאחר מכן, הכנס קטטר 5 Fr, 110 ס"מ דרך מעטפת וריד הצוואר החיצונית ונווט את הצנתר לאטריום הימני באמצעות פלואורוסקופיה.
4. לאחר אימות המיקום, שטפו בכוח 20 מ"ל של מי מלח של 12 מעלות צלזיוס לתוך הצנתר.
5. שים לב לעקומת הטיית הטמפרטורה בתוכנת איסוף הנתונים. הדגש אזור זה והשתמש בפונקציית תפוקת הלב של התוכנה כדי לחשב את תפוקת הלב (איור 1).
6. חזור על תהליך זה 3-5 פעמים לפי הצורך כדי לקבל ערך ממוצע על פני מדידות אלה.
ונטריקולוגרפיה
1. באמצעות הנחיה פלואורוסקופית ניידת של רנטגן, הכנס חוט מנחה בגודל 0.035 אינץ' דרך מעטפת עורקי הצוואר ולחדר השמאלי. קדם את הנדן כך שהקצה יחצה את שסתום אבי העורקים. הסר את חוט ההנחיה בגודל 0.035 אינץ' והכנס קטטר צמה באורך 80 ס"מ דרך מעטפת עורקי הצוואר כך שהצמה מונחת בקודקוד ה-LV. משוך את הנדן 5 ס"מ תוך השארת הצמה במקומה כך שהנדן כבר לא יהיה בתוך ה- LV.
  1. ודא שכל הצוות בחדר לובש שווה ערך לסינר עופרת 0.5 מ"מ. בקש מכל מי שנמצא בטווח של 1 מטר מהפולט להרכיב משקפיים עם עופרת.
  2. צמצם את זמן הפעלת האלומה וודא שהפולט מקולקל היטב כדי להפחית את החשיפה לאנשי המעבדה.
  3. ודא שכל אנשי הצוות עומדים רחוק ככל האפשר מהפולט תוך יכולת לבצע את ההליך על מנת להפחית את החשיפה.
2. חבר את הצנתר למזרק כוח ניגודיות עם לפחות 30 מ"ל של ניגודיות יוד. שימו לב לקצב הלב הנוכחי של החיה.
3. הגדר את מזרק הכוח כך שיספק ניגודיות של 15 מ"ל לשנייה בסך הכל 30 מ"ל וחמש את המכשיר.
4. הגדר את הפלואורוסקופ לאנגיוגרפיה חיסור דיגיטלית (DSA) ב-30 פריימים/שנייה באלכסון קדמי שמאלי של 30°.
5. הפעל את DSA על הפלואורוסקופ והמתן עד שהתמונה תחסר. התחל את הזרקת הכוח ברגע שתמונת החיסור מוצגת על ידי מכונת הפלואורוסקופיה. עשו זאת על ידי לחיצה על כפתור המזרק ברגע שמכונת הפלואורוסקופיה מחסירה את החומר הרדיו-אטום מהתמונה כך שרק תא ה-LV אטום במהלך סדרת התמונות (איור 2A).
  הערה: לחלופין, ניתן להשתמש בפלואורוסקופיה קלאסית עבור ונטריקולוגרפיה אם DSA אינו זמין.
6. העלה תמונות אלה למערכת ארכיון ותקשורת תמונות (PACS).
7. ייבא את תמונות הוונטריקולוגרמה לתוכנת הדמיה כמותית.
8. באמצעות פונקציית ניתוח החדר השמאלי, כייל את התוכנה לתמונה באמצעות סימני 1 ס"מ על צמת הסמן כהפניה.
9. לחץ על כפתור סיים דיאסטולה וחפש בתמונות ה-DSA את המסגרת המתארת את נפח ה-LV הגדול ביותר המציין דיאסטולה סופית. לאחר מכן, עקוב אחר גבול ה-LV באמצעות העכבר במרווחים קטנים כדי להבטיח דיוק.
10. לאחר מכן לחץ על כפתור סיום סיסטולה וחפש את המסגרת המתארת את סיסטולת הקצה שבה עוצמת הקול של LV היא הנמוכה ביותר. שוב, עקוב אחר גבול ה-LV באותו אופן כמו השלב הקודם.
11. לחץ על לחצן ניתוח . לאחר מכן התוכנית מבצעת ניתוח נפחי כמותי באמצעות שיטת דודג'-סנדלר באורך שטח⁹ לחישוב נפח הקצה הסיסטולי, נפח הקצה הדיאסטולי, כמו גם נפח השבץ. לאחר מכן הנתונים מופקים במסמך ניתוח LV.
12. קבע את תפוקת הלב על ידי הכפלת נפח השבץ הנמדד בדופק שנרשם קודם לכן.
קטטר לולאה לחץ-נפח
1. יש להשרות מראש את צנתר לולאת ה-PV במי מלח רגילים למשך 20 דקות לפחות לפני השימוש. חבר את הצנתר למערכת איסוף הנתונים.
2. הכנס את קצה צנתר לולאת ה-PV המכיל את מתמר הלחץ למזרק של מי מלח והחזק את מתמר הלחץ ממש מתחת למניסקוס. באמצעות לחצני הכוונון הגסים והעדינים במודול הצנתר, כוונן את אות לחץ המוצא עד שהוא קורא 0 מ"מ כספית בתוכנת איסוף הנתונים.
3. כייל את התנגדות הדם של צנתר לולאת ה-PV ונפח השבץ לפי הוראות היצרן.
  הערה: היצרן מציע להשתמש בהתנגדות דם של 1.5 mΩ ובנפח שבץ של 60 מ"ל עבור דגמי בעלי חיים גדולים.
4. כמו בשלב 6.2.1, הכנס חוט מנחה בגודל 0.035 אינץ' לתוך מעטפת עורקי הצוואר וקדם אותו לתוך ה-LV באמצעות הנחיה פלואורוסקופית. מקדמים את הנדן עד שהוא חוצה את המסתם האאורטלי. הסר את חוט ההנחיה והשאיר את הנדן במקומו והכנס את צנתר לולאת ה-PV בהנחיה פלואורוסקופית דרך מעטפת עורקי הצוואר עד שחלק הצמה נח בקודקוד ה-LV (איור 2B). משוך את הנדן ~5 ס"מ כך שהוא כבר לא יהיה בתוך ה-LV תוך השארת הצמה במקומה.
5. לפי הוראות היצרן, בצע סריקה בסיסית לפני איסוף הנתונים על ידי ניווט לאפשרות הסריקה הבסיסית במסך רכישת הנתונים ולחץ על כפתור Enter . סריקה בסיסית מתבצעת באמצעות מערכת צנתר לולאת PV כדי לאשר מדידת דופק מדויקת. לחץ שוב על כפתור Enter כדי להתחיל ברכישת נתוני לחץ ונפח. ניתן לגלול את מקטעי הנפח כדי להשיג את צורת הגל הטובה ביותר של הנפח.
6. בדוק את עקומת נפח הלחץ המוצאת לתוכנת איסוף הנתונים. ודא שלולאת ה-PV מוקלטת כראוי, שאמורה להיות מלבנית עם קצוות חלקים. (איור 2C). אם לא, מקם מחדש בעדינות את הקטטר על ידי סיבוב, או תנועה קדימה ואחורה עד לרישום לולאה מתאימה. חשב את נפח השבץ ואת תפוקת הלב על ידי הכפלת הדופק בהפרש בין נפח הקצה הדיאסטולי לנפח הקצה הסיסטולי.
7. אבטח את הצנתר במקומו עם סרט או תפר כדי להבטיח מיקום הולם לאורך כל הדרך.

7. המתת חסד

המתת חסד של בעל החיים באמצעות הזרקת אשלגן כלורי של >2 mEq/kg (50-70 מ"ל של 2 mEq/mL KCl) דרך מעטפת וריד הצוואר.
המשך בהרדמה כללית וניטור לב עד שמעקב אחר א.ק.ג לא יראה פעילות חשמלית לבבית ומתח_CO2 בסוף הגאות יגיע ל-0 מ"מ כספית.
הערה: ניטור המודינמי נשמר לאורך כל הניסוי.

תוצאות

משקל החזירים נע בין 51.4 ק"ג ל-61.5 ק"ג עם משקל ממוצע של 56.6 ±-3.6 ק"ג. נפחי המהלך הממוצעים שנמדדו על ידי צנתר לולאת PV, ונטריקולוגרפיה ודילול תרמי בכל חמשת הנבדקים היו 58.0 ±-12.0 מ"ל, 57.6 ±-8.5 מ"ל ו-53.0 ±-9.8 מ"ל, בהתאמה. תפוקות הלב הממוצעות שנמדדו על ידי צנתר לולאת PV, ונטריקולוגרפיה ודילול תר?...

Discussion

מחקר זה מפרט שיטה סטנדרטית של שלוש דרכים שונות למדידה מדויקת של תפוקת הלב בחזירים. לחזירים יש אנטומיה ופיזיולוגיה קרדיווסקולרית אנלוגיות לבני אדם והוא משמש בדרך כלל כמודל לפיזיולוגיה של הלב האנושי, במיוחד להערכות פרה-קליניות של תהליכים כירורגיים והתערבותיים^1...

Disclosures

המחברים מצהירים כי אין ניגוד אינטרסים.

Acknowledgements

ללא

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% sodium chloride injection	Hospira	0409-4888-50
7 Fr Introducer Kit	Terumo	RCFW-5.0-35
Anesthesia Machine	Drager	Fabius Tiro
Contrast Power Injector	GEHealthcare	E8004N
Fluoroscope	GEHealthcare	OEC 9800
Heating/Cooling T/pump	Gaymar	Tp-700
Isoflurane	Baxter	10019-360-40
Jackie catheter	Terumo	40-5023
Omnipaque	GEHealthcare	559289
PowerChart	ADinstruments	ML866/P	Software
PowerLab	ADinstruments	PL3516
PV-loop catheter	Transonic		Prefer pigtail tip to straight tip
PV-loop module	Transonic	FFS-097-A004
Surgical suture, black braided silk, 3.0	Surgical Speciaties Corp.
Thermocouple probe	ADinstruments	MLT1401
Ultrasound probe	Philips	L12-4
Various-sized syringes
ViewPlus	Sanders Data Systems		Software

References

Pinsky, M. R., Payen, D. Functional hemodynamic monitoring. Critical Care. 9, 566-572 (2005).
Geerts, B. F., Aarts, L. P., Jansen, J. R. Methods in pharmacology: Measurement of cardiac output. British Journal of Clinical Pharmacology. 71, 316-330 (2011).
Argueta, E. E., Paniagua, D. Thermodilution cardiac output: A concept over 250 years in the making. Cardiology in Review. 27, 138-144 (2019).
Higgins, C. B., et al. Quantitation of left ventricular dimensions and function by digital video subtraction angiography. Radiology. 144, 461-469 (1982).
Abraham, D., Mao, L. Cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in Mice. Journal of Visual Experiments. (103), e52942 (2015).
Porterfield, J. E., et al. Dynamic correction for parallel conductance, GP, and gain factor, α, in invasive murine left ventricular volume measurements. Journal of Applied Physiology. 107, 1693-1703 (2009).
Obernier, J. A., Baldwin, R. L. Establishing an appropriate period of acclimatization following transportation of laboratory animals. Institution of Laboratory Animal Research Journal. 47, 364-369 (2006).
Madurska, M. J., et al. Development of a selective aortic arch perfusion system in a porcine model of exsanguination cardiac arrest. Journal of Visualized Experiments. (162), e61573 (2020).
Dodge, H. T., Sandler, H., Ballew, D. W., Lord, J. D. The use of biplane angiocardigraphy for the measurement of left ventricular volume in man. American Heart Journal. 60, 762-776 (1960).
Crick, S. J., Sheppard, M. N., Ho, S. Y., Gebstein, L., Anderson, R. H. Anatomy of the pig heart: comparisons with normal human cardiac structure. Journal of Anatomy. 193, 105-119 (1998).
Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of Swine for the Laboratory. Institution of Laboratory Animal Research Journal. 47, 358-363 (2006).
Franklin, D. L., Van Citters, R. L., Rushmer, R. F. Balance between right and left ventricular output. Circulation Research. 10, 17-26 (1962).
Borlaug, B. A., Kass, D. A. Invasive hemodynamic assessment in heart failure. Cardiology Clinics. 29, 269-280 (2011).
Thrush, D., Downs, J. B., Smith, R. A. Continuous thermodilution cardiac output: Agreement with fick and bolus thermodilution methods. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 9, 399-404 (1995).
Izer, J., Wilson, R., Hernon, K., Ündar, A. Ultrasound-guided vessel catheterization in adult Yorkshire cross-bred pigs. Veterinary Anesthesia and Analgesia. 44, 133-137 (2017).
Hanneman, S. K. Design, analysis, and interpretation of method-comparison studies. AACN Advanced Critical Care. 19, 223-234 (2008).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated: