Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف تقنية التصوير في الجسم الحي باستخدام التصوير المقطعي للتماسك البصري لتسهيل التشخيص والقياس الكمي لاعتلال الشبكية في الفئران.

Abstract

يقدم التصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT) طريقة غير جراحية لتشخيص اعتلال الشبكية. يمكن لجهاز OCT التقاط صور مقطعية للشبكية يمكن من خلالها حساب سمك الشبكية. على الرغم من أن OCT يستخدم على نطاق واسع في الممارسة السريرية ، إلا أن تطبيقه في الأبحاث الأساسية ليس سائدا ، خاصة في الحيوانات الصغيرة مثل الفئران. نظرا لصغر حجم مقل العيون ، من الصعب إجراء فحوصات تصوير قاع العين في الفئران. لذلك ، يلزم وجود نظام متخصص لتصوير الشبكية لاستيعاب التصوير المقطعي المحوسب على الحيوانات الصغيرة. توضح هذه المقالة نظاما خاصا بالحيوانات الصغيرة لإجراءات فحص OCT وطريقة مفصلة لتحليل الصور. تم عرض نتائج فحص OCT في شبكية العين لمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة (Vldlr) والفئران C57BL / 6J. أظهرت صور OCT للفئران C57BL / 6J طبقات شبكية العين ، بينما أظهرت صور الفئران بالضربة القاضية Vldlr الأوعية الدموية الجديدة تحت الشبكية وترقق الشبكية. باختصار ، يمكن أن يسهل فحص OCT الكشف غير الجراحي وقياس اعتلال الشبكية في نماذج الفئران.

Introduction

التصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT) هو تقنية تصوير يمكن أن توفر في الجسم الحي تصويرا مقطعيا عالي الدقة وتصويرا مقطعيا للأنسجة1،2،3،4،5،6،7،8 ، خاصة للفحص غير الباضع في شبكية العين9،10،11،12 . يمكن استخدامه أيضا لتحديد بعض المؤشرات الحيوية المهمة ، مثل سمك الشبكية وسمك طبقة الألياف العصبية في شبكية العين. مبدأ OCT هو قياس انعكاس التماسك البصري ، والذي يحصل على معلومات الأنسجة المقطعية من تماسك الضوء المنعكس من عينة ويحولها إلى شكل رسومي أو رقمي من خلال نظام كمبيوتر7. يستخدم OCT على نطاق واسع في عيادات طب العيون كأداة أساسية للتشخيص والمتابعة والإدارة للمرضى الذين يعانون من اضطرابات الشبكية. يمكن أن يوفر أيضا نظرة ثاقبة على التسبب في أمراض الشبكية.

بالإضافة إلى التطبيقات السريرية ، تم استخدام OCT أيضا في الدراسات على الحيوانات. على الرغم من أن علم الأمراض هو المعيار الذهبي للتوصيف المورفولوجي ، إلا أن OCT يتمتع بميزة التصوير غير الجراحي في الجسم الحي والمتابعة الطولية. علاوة على ذلك ، فقد ثبت أن OCT يرتبط ارتباطا جيدا بعلم أمراض الأنسجة في النماذج الحيوانية لاعتلال الشبكية11،13،14،15،16،17،18،19،20. الفأر هو الحيوان الأكثر استخداما في الدراسات الطبية الحيوية. ومع ذلك ، فإن مقل العيون الصغيرة تشكل تحديا تقنيا لإجراء تصوير OCT في الفئران.

مقارنة ب OCT المستخدم لأول مرة لتصوير شبكية العين في الفئران21,22 ، تم الآن تحسين OCT في الحيوانات الصغيرة فيما يتعلق بأنظمة الأجهزة والبرامج. على سبيل المثال ، OCT ، بالاقتران مع المتعقب ، يقلل بشكل كبير من نسبة الإشارة إلى الضوضاء ؛ تسمح ترقيات نظام برنامج OCT باكتشاف المزيد من طبقات الشبكية تلقائيا ؛ ويساعد جهاز عرض DLP المدمج على تقليل عناصر الحركة.

مستقبلات البروتين الدهني منخفضة الكثافة (Vldlr) هي بروتين عبر الغشاء في الخلايا البطانية. يتم التعبير عنه على الخلايا البطانية الوعائية في شبكية العين ، والخلايا الظهارية الصبغية في شبكية العين ، وحول الغشاء الخارجيالمحدد 23,24. الأوعية الدموية تحت الشبكية هي النمط الظاهري لفئران Vldlr بالضربة القاضية23. لذلك ، يتم استخدام فئران Vldlr بالضربة القاضية للتحقيق في التسبب في المرض والعلاج المحتمل للأوعية الدموية تحت الشبكية. توضح هذه المقالة تطبيق التصوير المقطعي المحوسب للكشف عن آفات الشبكية في فئران Vldlr بالضربة القاضية ، على أمل توفير بعض المراجع الفنية لأبحاث اعتلال الشبكية في نماذج الحيوانات الصغيرة.

Protocol

تم إجراء العمليات بعد بيان استخدام الحيوانات في أبحاث العيون والرؤية من جمعية أبحاث الرؤية وطب العيون. تمت الموافقة على التصميم التجريبي من قبل لجنة أخلاقيات الحيوان المؤسسية (لجنة الأخلاقيات الطبية في JSIEC ، EC 20171213 (4) -P01). تم استخدام الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر شهرين وفئران Vldlr بالضربة القاضية في هذه الدراسة. كان هناك 7 فئران في كل مجموعة ، وكلها من الإناث ووزنها 20 جم إلى 24 جم.

1. الظروف التجريبية

  1. قم بتعيين الفئران إلى مجموعتين: مجموعة تجريبية تتكون من فئران Vldlr بالضربة القاضية ومجموعة تحكم تتكون من فئران C57BL / 6J.
  2. إطعام الفئران مع الطعام والماء تقليديا.
  3. رفع الفئران في مختبر الحيوانات في ظل ظروف مستقرة من درجة حرارة الغرفة (22 درجة مئوية) ، والرطوبة (50-60 ٪) ، ودورة الضوء والظلام (12 ساعة - 12 ساعة) ، وشدة ضوء الغرفة (350-400 لوكس).
  4. تحضير المعدات التجريبية: التصوير المقطعي للتماسك البصري مع منظار العين بالليزر المسح البؤري (cSLO) للحيوانات الصغيرة (الشكل 1 أ).
  5. تحضير جميع المواد اللازمة للتجربة (الشكل 1 ب) ووزن الفئران (الشكل 1 ج).

2. سجلات المعلومات

  1. سجل المعلومات: المجموعة ، الرمز ، تاريخ الميلاد ، العمر ، الجنس ، الوزن ، وجرعة التخدير.

3. بدء تشغيل الأداة واختبارها

  1. قم بتشغيل الكمبيوتر وابدأ تشغيل البرنامج.
  2. انقر فوق الزر اختبار البرنامج لإكمال برنامج الاختبار.
  3. قم بتشغيل منظم الحرارة وقم بتسخينه مسبقا إلى درجة حرارة 37 درجة مئوية.
  4. ابدأ إجراء الوحدة النمطية OCT بعد اختبار البرنامج.
  5. قم بإنشاء موضوع جديد واملأ معلومات الماوس.
  6. سخن البطانية الكهربائية وقم بتغطيتها بمناشف جراحية.

4. التخدير

  1. استخدم مسحوق مخدر مجفف بالتجميد يحتوي على تيلتامين وزولازيبام لتحضير خليط التخدير.
    ملاحظة: اتبع توصيات لجنة أخلاقيات الحيوان المحلية لاختيار وجرعة وطريقة إدارة التخدير. تخدير الحيوان بمخدر يوفر الجمود وفقدان إدراك الألم لمدة 1 ساعة على الأقل ، وبعد ذلك يتعافى الحيوان بسرعة. يجب أن تعتمد الجرعة على طول وقت التجربة ووزن الحيوان وعوامل أخرى.
  2. تخدير الحيوان باستخدام خليط التخدير المحضر. تأكد من إبقاء الحيوان دافئا أثناء الإجراء بأكمله حتى الشفاء.

5. تطبيق قطرات حدقة العين

  1. حقق ضبط النفس اليدوي للماوس بواسطة القفا ، واجعل مقلة العين تبرز قليلا ، وقم بتدوير رأس الماوس مع توجيه عين واحدة لأعلى.
  2. ضع قطرات حدقة العين لتوسيع حدقة العين (الشكل 2 أ).
  3. تحقق من اتساع حدقة العين بعد 10 دقائق.

6. وضع الماوس

  1. ضع الماوس على منصة بطانية كهربائية.
  2. معطف كلتا العينين مع هلام هيالورونات الصوديوم الطبية (الشكل 2B).
  3. قم بربط عدسة كروية مزدوجة 60 D (عدسة محددة مسبقا) على جهاز cSLO (الشكل 1A-5 ، 6).
  4. ضع عدسة لاصقة 100 D على قرنية الفأر بحيث يلامس الجانب المقعر جل هيالورونات الصوديوم على سطح القرنية (الشكل 2C و D والشكل 3A-II).
  5. ضع الماوس على منصة حيوانية صغيرة ذات درجة حرارة ثابتة وأبق العين على بعد 1-2 مم من عدسة جهاز cSLO (الشكل 3 أ).
  6. اضبط زاوية العدسة اللاصقة بالملقط لإبقاء بؤبؤ العين في وسط العدسة.
  7. قم بضبط التعديلات على الرأس لجعل وجه العين مستقيما للأمام.

7. منظار العين بالليزر المسح البؤري (cSLO)

  1. انقر فوق الزر OCT ، واختر وحدة الماوس ، وابدأ برنامج cSLO (الشكل 4 ب).
  2. حدد وضع الأشعة تحت الحمراء (مصدر الضوء: الضوء الأحمر) ، واضبط المعلمة (النطاق: 2047 ، الشكل 4D).
  3. حدد العين المراد فحصها (العين اليمنى: الشكل 4C-1 ؛ العين اليسرى: الشكل 4C-2).
  4. تحكم في الرافعة وحرك العدسة المحددة مسبقا نحو العدسة اللاصقة ببطء.
  5. اضبط قيمة الديوبتر حتى يصبح تصوير القطب الخلفي واضحا (الشكل 4E).
  6. قم بإجراء المزيد من التعديلات لمحاذاة صورة القطب الخلفي للشبكية ، مع توسيطها عند رأس العصب البصري.

8. التصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT)

  1. ابدأ برنامج OCT (الشكل 4G).
  2. انقر فوق شريط التقدم لأعلى ولأسفل حتى تظهر صورة OCT (الشكل 4H).
  3. ضبط المعلمات: الحد الأدنى للنطاق (الشكل 4I) = 0-20 ، المدى الأقصى (الشكل 4J) = 40-60.
  4. اضبط مسافة العدسة المضبوطة مسبقا واتجاه الموضع حتى يتم الحصول على صورة OCT مثالية.
  5. حدد موضع المسح عن طريق تحريك الخط القياسي في cSLO (الشكل 4M).
  6. ابدأ المسح من رأس العصب البصري.
  7. جمع الصور بنفس الترتيب لكل عين: الخط الأفقي: رأس العصب البصري → أعلى → أدنى. الخط العمودي: رأس العصب البصري → الأنف → الصدغي.
  8. اجمع الصور من أربعة اتجاهات.
  9. انقر فوق المتوسط لتراكب إشارات صورة cSLO و OCT (الشكل 4F والشكل 4O).
  10. انقر فوق زر اللقطة للحصول على صورة SLO-OCT (الشكل 4P).
  11. حفظ وتصدير جميع الصور (الشكل 4Q ، R).

9. نهاية التجربة (بعد فحص OCT)

  1. ضع الماوس على البطانية الكهربائية لإبقائها دافئة حتى تستيقظ.
    ملاحظة: يجب مراقبة الماوس حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على استلقاء القص. يجب تقليل التعرض بعد العملية الجراحية للضوء الساطع.
  2. قم بإزالة العدسات اللاصقة 100 D.
  3. ضع جل العين ليفوفلوكساسين لحماية القرنية.
  4. ضع الماوس مرة أخرى في القفص بعد استيقاظه.
    ملاحظة: تأكد من عدم إرجاع الفأر الذي تم فحصه إلى صحبة الفئران الأخرى حتى يتم استرداده بالكامل.
  5. قم بإيقاف تشغيل البرنامج وإيقاف تشغيل الكمبيوتر.
  6. تنظيف العدسات اللاصقة 100 D بالماء. جفف العدسة.
  7. تنظيف وتطهير البيئة.

10. تحليل الصور

  1. قارن صور OCT لفئران Vldlr بالضربة القاضية مع صور الفئران C57BL / 6J.
  2. مراقبة مواقف متعددة: المسح الرأسي والأفقي الذي يمر عبر الحليمة البصرية. المسح العلوي ، السفلي ، الأنفي ، والزمني ؛ ومسح موقع الانعكاس غير الطبيعي.
  3. راقب سمك وشكل وطبقات وآفات الانعكاس غير الطبيعية لشبكية العين في كل صورة ، وكذلك الواجهة الزجاجية للشبكية والجسم الزجاجي.
  4. سجل مواقع وخصائص وأعداد الآفات.

11. تصحيح التقسيم الطبقي للشبكية

  1. انقر فوق تحميل الفحص على واجهة OCT (الشكل 5 أ).
  2. قم باستدعاء صور OCT للماوس من نافذة منبثقة.
  3. تحديد الصور: مسح صور OCT من خلال الحليمة البصرية ، أفقيا أو رأسيا.
  4. انقر نقرا مزدوجا فوق الصورة في حاوية الوسائط لعرضها على الشاشة (الشكل 5C).
  5. انقر فوق اكتشاف الطبقة لإكمال الطبقات التلقائية على شبكية العين (الشكل 5D).
  6. حدد الخطوط الفاصلة على جانبي الطبقة المعدة للتحليل (الشكل 6D-10).
  7. حدد خطا فاصلا منفصلا (الشكل 6B-6) وانقر فوق تحرير الطبقة (الشكل 6A-1) لتنشيط الخط عند ظهور دائرة حمراء (الشكل 6B-7).
  8. اضبط التباعد (الشكل 6A-4 ، على سبيل المثال ، 50) ونطاق الحد (الشكل 6A-5 ، على سبيل المثال ، 50).
  9. قم بتعديل الخط الفاصل عن طريق تحريك الدائرة الحمراء (قارن الخط الفاصل الأخضر في الشكل 6B والشكل 6C ؛ يوضح الشكل 6C النتيجة المعدلة).

12. سمك تصفيح الشبكية

  1. انقر فوق زر علامة القياس (الشكل 6D-9).
  2. حدد الخط الفاصل للطبقة المراد تحليلها (على سبيل المثال ، في الطبقة النووية الخارجية ، حدد الخط الفاصل4 و 5 في القائمة) لعرض حدود الطبقة على صورة OCT (الشكل 6D-10).
  3. حدد الاتصال بالطبقة (الشكل 6D-11) والبقاء على اتصال أثناء التنقل (الشكل 6D-12).
  4. حدد المنطقة لعرض النتائج (العمود المحدد ملون ، الشكل 6D-13).
  5. انقر فوق الموضع المراد تحليله على صورة OCT لإظهار خط القياس (عموديا على المحور الأفقي ومتسقا مع لون المنطقة الناتجة) (الشكل 6D-14).
  6. انقر فوق العمود التالي للقياس التالي واكشف عن البيانات السابقة (الشكل 6E-15).
  7. اقرأ قيمة Vert (سمك الموضع المقاس) في صف الطول في ميكرومتر (الأنسجة) (الشكل 6E ، المستطيل الأحمر).
  8. انقر فوق حذف العلامة (الشكل 6E-16) والعلامة الجديدة (الشكل 6E-17) لإعادة الاختبار بحيث تغطي النتائج البيانات الأصلية (إذا كانت إعادة القياس ضرورية).
  9. صحافة طباعة Scr على لوحة المفاتيح لحفظ لقطات الشاشة ، أو انقر فوق حفظ الفحص للحفظ مباشرة (الشكل 5H).
  10. أدخل البيانات في جدول بيانات أو برنامج إحصائي للتحليل الإحصائي.

13. قياس سمك الشبكية الكامل

  1. حدد السطر 1 (ILM ، غشاء الحد الداخلي ، الشكل 7B) والسطر 7 (OS-RPE ، OS: قطاعات مستقبلات الضوء الخارجية ؛ RPE: الطبقة الظهارية الصبغية الشبكية ، الشكل 7C) في القائمة في الزاوية اليمنى العليا.
    ملاحظة: سمك الشبكية الكامل يعني سمك طبقة الظهارة العصبية في الشبكية ، وهي شبكية العين بين ILM و OS-RPE على OCT).
  2. قياس سمك الشبكية على جانبي الحليمة البصرية في فترة محددة.
    1. على سبيل المثال: من ظهور بنية الشبكية على حافة الحليمة البصرية ، قم بقياس 4 قيم مع تباعد 200 ميكرومتر للمسطرة الأفقية (الشكل 7G ، H).
  3. سجل جميع القيم المقاسة في جدول بيانات.
  4. استخدم اختبارات t متعددة (واحد لكل صف) لمقارنة القيم المقاسة لكل موضع مقابل في كلتا المجموعتين.

النتائج

بفضل عمليات المسح عالية الدقة ل OCT ، يمكن ملاحظة طبقات شبكية العين ، ويمكن تحديد الانعكاسات غير الطبيعية ومواقعها الدقيقة. تمت مقارنة صور OCT الشبكية لفئران Vldlr بالضربة القاضية والفئران C57BL / 6J في هذه الدراسة. أظهرت صور OCT لجميع الفئران C57BL / 6J طبقات شبكية مختلفة ذات انعكاسية مختلفة ، وكان ...

Discussion

في هذه الدراسة ، تم تطبيق التصوير المقطعي المحوسب باستخدام نظام تصوير شبكية العين للحيوانات الصغيرة لتقييم تغيرات الشبكية في فئران Vldlr بالضربة القاضية ، والتي تظهر انفصالا زجاجيا خلفيا غير مكتمل ، والأوعية الدموية تحت الشبكية ، وترقق سمك الشبكية. OCT هي طريقة تصوير غير جراحية لفحص حال...

Disclosures

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب محتمل في المصالح.

Acknowledgements

مصدر المشروع: مؤسسة العلوم الطبيعية بمقاطعة قوانغدونغ (2018A0303130306). يود المؤلفون أن يشكروا مختبر أبحاث العيون ومركز شانتو الدولي المشترك للعيون بجامعة شانتو والجامعة الصينية في هونغ كونغ على التمويل والمواد.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
100-Dpt contact lensVolk Optical,Inc, Mentor, OHAccessory belonging to the RETImap
Double aspheric 60-Dpt glass lensVolk Optical,Inc, Mentor, OHAccessory belonging to the RETImap
Electric heating blanketPOPOCOLACW-DRT-0150 x 35 cm
Injection syringe (1 mL)Kaile0.45 x 16RWLB
Levofloxacin Hydrochloride Eye GelEBE PHARMACEUTICAL Co.LTD5 g: 0.015 g
Medical sodium hyaluronate gelAlcon16H01E
Microliter syringesShanghai high pigeon industry and trade co., LTDQ31/0113000236C001-201750 µL
Povidone iodine solutionGuangdong medihealth pharmaceutical Co.,LTD100 mL
RETImapROLAND CONSULT19-99_50-2.1_1.2EcSLO/ERG/VEP/FA/OCT/GFP
Small animal ear studsOSMO POCKET OT110INS1005-1S
Tropicamide Phenylephrine Eye DropsSanten Pharmaceutical Co.,LTD5 mg/mL
XylazinSigmaX1251-5G5 g
Zoletil 50Virbac.S.A7FRPATiletamine 125 mg + Zolazepam 125 mg

References

  1. Frombach, J., et al. Serine protease-mediated cutaneous inflammation: characterization of an ex vivo skin model for the assessment of dexamethasone-loaded core multishell-nanocarriers. Pharmaceutics. 12 (9), 862 (2020).
  2. Osiac, E., Săftoiu, A., Gheonea, D. I., Mandrila, I., Angelescu, R. Optical coherence tomography and Doppler optical coherence tomography in the gastrointestinal tract. Journal of Gastroenterology. 17 (1), 15-20 (2011).
  3. Xiong, Y. Q., et al. Diagnostic accuracy of optical coherence tomography for bladder cancer: A systematic review and meta-analysis. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 27, 298-304 (2019).
  4. Andrews, P. M., et al. Optical coherence tomography of the aging kidney. & Clinical Transplantation. 14 (6), 617-622 (2016).
  5. Terashima, M., Kaneda, H., Suzuki, T. The role of optical coherence tomography in coronary intervention. The Korean Journal of Internal Medicine. 27 (1), 1-12 (2012).
  6. Avital, Y., Madar, A., Arnon, S., Koifman, E. Identification of coronary calcifications in optical coherence tomography imaging using deep learning. Scientific Reports. 11 (1), 11269 (2021).
  7. Huang, D., et al. Optical coherence tomography. Science. 254 (5035), 1178-1181 (1991).
  8. Tsai, T. H., et al. Optical coherence tomography in gastroenterology: a review and future outlook. Journal of Biomedical Optics. 22 (12), 1-17 (2017).
  9. Chen, J., et al. Relationship between optical intensity on optical coherence tomography and retinal ischemia in branch retinal vein occlusion. Scientific Reports. 8 (1), 9626 (2018).
  10. Chen, X., et al. Quantitative analysis of retinal layer optical intensities on three-dimensional optical coherence tomography. Investigative Opthalmology & Visual Science. 54 (10), 6846-6851 (2013).
  11. Cruz-Herranz, A., et al. Monitoring retinal changes with optical coherence tomography predicts neuronal loss in experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Neuroinflammation. 16 (1), 203 (2019).
  12. Podoleanu, A. G. Optical coherence tomography. Journal of Microscopy. 247 (3), 209-219 (2012).
  13. Augustin, M., et al. Optical coherence tomography findings in the retinas of SOD1 knockout mice. Translational Vision Science & Technology. 9 (4), 15 (2020).
  14. Berger, A., et al. Spectral-domain optical coherence tomography of the rodent eye: highlighting layers of the outer retina using signal averaging and comparison with histology. PLoS One. 9 (5), 96494 (2014).
  15. Burns, M. E., et al. New developments in murine imaging for assessing photoreceptor degeneration in vivo. Advances in Experimental Medicine & Biology. 854, 269-275 (2016).
  16. Jagodzinska, J., et al. Optical coherence tomography: imaging mouse retinal ganglion cells in vivo. Journal of Visualized Experiments: Jove. (127), e55865 (2017).
  17. Kocaoglu, O. P., et al. Simultaneous fundus imaging and optical coherence tomography of the mouse retina. Investigative Opthalmology & Visual Science. 48 (3), 1283-1289 (2007).
  18. Tode, J., et al. Thermal stimulation of the retina reduces Bruch's membrane thickness in age related macular degeneration mouse models. Translational Vision Science & Technology. 7 (3), 2 (2018).
  19. Wang, R., Jiang, C., Ma, J., Young, M. J. Monitoring morphological changes in the retina of rhodopsin-/- mice with spectral domain optical coherence tomography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (7), 3967-3972 (2012).
  20. Xie, Y., et al. A spectral-domain optical coherence tomographic analysis of Rdh5-/- mice retina. PLoS ONE. 15 (4), 0231220 (2020).
  21. Li, Q., et al. Noninvasive imaging by optical coherence tomography to monitor retinal degeneration in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 42 (12), 2981-2989 (2001).
  22. Horio, N., et al. Progressive change of optical coherence tomography scans in retinal degeneration slow mice. Archives of Ophthalmology. 119 (9), 1329-1332 (2001).
  23. Hu, W., et al. Expression of VLDLR in the retina and evolution of subretinal neovascularization in the knockout mouse model's retinal angiomatous proliferation. Investigative Opthalmology & Visual Science. 49 (1), 407-415 (2008).
  24. Wyne, K. Expression of the VLDL receptor in endothelial cells. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 16 (3), 407-415 (1996).
  25. Augustin, M., et al. In vivo characterization of spontaneous retinal neovascularization in the mouse eye by multifunctional optical coherence tomography. Investigative Opthalmology & Visual Science. 59 (5), 2054-2068 (2018).
  26. Fang, Y., et al. Fundus autofluorescence, spectral-domain optical coherence tomography, and histology correlations in a Stargardt disease mouse model. The FASEB Journal. 34 (3), 3693-3714 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

179

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved