JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

כאן אנו מתארים טכניקת הדמיה in vivo באמצעות טומוגרפיה קוהרנטית אופטית כדי להקל על האבחון והמדידה הכמותית של רטינופתיה בעכברים.

Abstract

טומוגרפיה קוהרנטית אופטית (OCT) מציעה שיטה לא פולשנית לאבחון רטינופתיה. מכונת OCT יכולה ללכוד תמונות חתך רשתית שמהן ניתן לחשב את עובי הרשתית. למרות OCT נמצא בשימוש נרחב בפועל קליני, היישום שלה במחקר בסיסי אינו נפוץ כמו, במיוחד בבעלי חיים קטנים כגון עכברים. בגלל גודלם הקטן של גלגלי העיניים שלהם, מאתגר לערוך בדיקות הדמיית פונדוס בעכברים. לכן, נדרשת מערכת הדמיית רשתית מיוחדת כדי להתאים להדמיית OCT על בעלי חיים קטנים. מאמר זה מדגים מערכת ספציפית לבעלי חיים קטנים עבור הליכי בדיקת OCT ושיטה מפורטת לניתוח תמונה. מוצגות התוצאות של בדיקת OCT ברשתית של עכברי קולטן ליפופרוטאין בצפיפות נמוכה מאוד (Vldlr) ועכברי C57BL/6J. תמונות ה-OCT של עכברי C57BL/6J הראו שכבות רשתית, ואילו אלה של עכברי Vldlr נוקאאוט הראו ניאו-וסקולריזציה תת-רשתית ודילול רשתית. לסיכום, בדיקת OCT יכולה להקל על זיהוי ומדידה לא פולשניים של רטינופתיה במודלים של עכברים.

Introduction

טומוגרפיה קוהרנטית אופטית (OCT) היא טכניקת הדמיה שיכולה לספק ברזולוציה גבוהה in vivo והדמיית חתך עבור רקמות 1,2,3,4,5,6,7,8, במיוחד עבור בדיקה לא פולשנית ברשתית 9,10,11,12 . זה יכול לשמש גם כדי לכמת כמה סמנים ביולוגיים חשובים, כגון עובי הרשתית ועובי שכבת סיבי עצב הרשתית. העיקרון של OCT הוא רפלקטומטריית קוהרנטיות אופטית, המקבלת מידע על רקמת חתך מקוהרנטיות האור המוחזרת מדגימה וממירה אותו לצורה גרפית או דיגיטלית באמצעות מערכת מחשב7. OCT נמצא בשימוש נרחב במרפאות עיניים ככלי חיוני לאבחון, מעקב וניהול עבור מטופלים עם הפרעות ברשתית. זה יכול גם לספק תובנה לגבי הפתוגנזה של מחלות רשתית.

בנוסף ליישומים קליניים, OCT שימש גם במחקרים בבעלי חיים. למרות שפתולוגיה היא תקן הזהב של אפיון מורפולוגי, ל- OCT יש את היתרון של הדמיית in vivo לא פולשנית ומעקב אורכי. יתר על כן, הוכח כי OCT מתואם היטב עם היסטופתולוגיה במודלים של חיות רטינופתיה 11,13,14,15,16,17,18,19,20. העכבר הוא החיה הנפוצה ביותר במחקרים ביו-רפואיים. עם זאת, גלגלי העיניים הקטנים שלו מהווים אתגר טכני לביצוע הדמיית OCT בעכברים.

בהשוואה ל-OCT ששימש לראשונה להדמיית רשתית בעכברים21,22, OCT בבעלי חיים קטנים עבר כעת אופטימיזציה ביחס למערכות חומרה ותוכנה. לדוגמה, OCT, בשילוב עם הגשש, מקטין באופן משמעותי את יחס האות לרעש; שדרוגי מערכת תוכנת OCT מאפשרים לזהות שכבות רשתית רבות יותר באופן אוטומטי; וקרן DLP המשולבת מסייעת להפחית את תוצרי התנועה.

קולטן ליפופרוטאין בצפיפות נמוכה מאוד (Vldlr) הוא חלבון טרנס-ממברנה בתאי אנדותל. הוא מתבטא על תאי אנדותל של כלי הדם ברשתית, תאי אפיתל פיגמנט רשתית, וסביב הממברנה המגבילה החיצונית23,24. ניאו-וסקולריזציה תת-קרקעית היא הפנוטיפ של עכברי הנוקאאוט של Vldlr 23. לכן, עכברי נוקאאוט Vldlr משמשים לחקור את הפתוגנזה ואת הטיפול הפוטנציאלי של neovascularization subretinal. מאמר זה מדגים את היישום של הדמיית OCT לזיהוי נגעים ברשתית בעכברי נוקאאוט Vvldler, בתקווה לספק התייחסות טכנית למחקר רטינופתיה במודלים של בעלי חיים קטנים.

Protocol

הניתוחים בוצעו בעקבות ההצהרה על השימוש בבעלי חיים במחקרי עיניים וראייה של האגודה לחקר הראייה והעיניים. תכנון הניסוי אושר על ידי ועדת האתיקה המוסדית לבעלי חיים (ועדת האתיקה הרפואית של JSIEC, EC 20171213(4)-P01). במחקר זה נעשה שימוש בעכברי C57BL/6J בני חודשיים ובעכברי נוקאאוט Vldler. בכל קבוצה היו 7 עכברים, כולם נקבות ושקלו 20 גרם עד 24 גרם.

1. תנאי ניסוי

  1. הקצה את העכברים לשתי קבוצות: קבוצת ניסוי המורכבת מעכברי נוקאאוט Vldlr וקבוצת ביקורת המורכבת מעכברי C57BL/6J.
  2. האכילו את העכברים במזון ובמים באופן קונבנציונלי.
  3. הגדילו את העכברים במעבדת החיות בתנאים יציבים של טמפרטורת החדר (22 מעלות צלזיוס), לחות (50-60%), מחזור אור-חושך (12 שעות עד 12 שעות) ועוצמת האור בחדר (350-400 לוקס).
  4. הכן את ציוד הניסוי: טומוגרפיה קוהרנטית אופטית עם אופתלמוסקופ לייזר סריקה קונפוקלית (cSLO) עבור חיות קטנות (איור 1A).
  5. הכינו את כל החומרים הדרושים לניסוי (איור 1B) ושקלו את העכברים (איור 1C).

2. רשומות מידע

  1. תעד את המידע: קבוצה, קוד, תאריך לידה, גיל, מין, משקל ומינון הרדמה.

3. הפעלה ובדיקה של מכשירים

  1. הפעל את המחשב והפעל את התוכנה.
  2. לחץ על לחצן בדוק תוכנית כדי להשלים את תוכנית הבדיקה.
  3. מפעילים את התרמוסטט ומחממים אותו לטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס.
  4. התחל את הליך מודול OCT לאחר בדיקת התוכנית.
  5. צור נושא חדש ומלא את פרטי העכבר.
  6. מחממים מראש את השמיכה החשמלית ומכסים אותה במגבות כירורגיות.

4. הרדמה

  1. השתמש אבקת הרדמה lyophilized המכיל Tiletamine ו Zolazepam כדי להכין את תערובת ההרדמה.
    הערה: עקוב אחר המלצות ועדת האתיקה המקומית לבעלי חיים לבחירה, מינון ומסלול מתן הרדמה. להרדים את החיה עם הרדמה שתספק חוסר תנועה ואובדן תפיסת כאב במשך שעה לפחות, ולאחר מכן החיה מתאוששת במהירות. המינון צריך להתבסס על משך זמן הניסוי, משקל בעלי החיים וגורמים אחרים.
  2. הרדימו את החיה באמצעות תערובת ההרדמה המוכנה. הקפד לשמור על החיה חמה במהלך כל ההליך עד ההתאוששות.

5. יישום של טיפות mydriatic

  1. השג ריסון ידני של העכבר על ידי השפשוף, הפוך את גלגל העין לבלוט מעט, וסובב את ראש העכבר כשעין אחת פונה כלפי מעלה.
  2. מרחו את הטיפות המידריאטיות כדי להרחיב את האישונים (איור 2A).
  3. בדוק את התרחבות האישון לאחר 10 דקות.

6. מיקום העכבר

  1. הניחו עכבר על משטח שמיכה חשמלית.
  2. מצפים את שתי העיניים בג'ל נתרן היאלורונאט רפואי (איור 2B).
  3. הברג עדשה כדורית כפולה 60 D (עדשה מוגדרת מראש) בהתקן cSLO (איור 1A-5, 6).
  4. הניחו עדשת מגע 100 D על קרנית העכבר כשהצד הקעור נוגע בג'ל נתרן היאלורונאט על פני הקרנית (איור 2C, D ואיור 3A-II).
  5. הניחו את העכבר על פלטפורמת בעלי החיים הקטנה בטמפרטורה קבועה והרחיקו את העין 1-2 מ"מ מהעדשה של מכשיר ה-cSLO (איור 3A).
  6. התאם את זווית עדשת המגע באמצעות מלקחיים כדי לשמור על האישון במרכז העדשה.
  7. כוונן את ההתאמות לראש כדי לגרום לעין לפנות ישר קדימה.

7. סריקה קונפוקלית לייזר אופתלמוסקופ (cSLO)

  1. לחץ על לחצן OCT , בחר את מודול העכבר והפעל את תוכנית cSLO (איור 4B).
  2. בחר את מצב IR (מקור אור: אור אדום), והתאם את הפרמטר (טווח: 2047, איור 4D).
  3. בחר את העין לבדיקה (עין ימין: איור 4C-1; עין שמאל: איור 4C-2).
  4. שלטו בידית והזיזו את העדשה המוגדרת מראש לכיוון עדשת המגע באיטיות.
  5. התאימו את ערך הדיופטר עד שהדמיית הקוטב האחורי תהיה ברורה (איור 4E).
  6. בצע התאמות נוספות כדי ליישר את התמונה של הקוטב האחורי של הרשתית, ומרכזו בראש עצב הראייה.

8. טומוגרפיה קוהרנטית אופטית (OCT)

  1. הפעל את תוכנית OCT (איור 4G).
  2. לחץ על מד ההתקדמות למעלה ולמטה עד שתמונת ה-OCT תופיע (איור 4H).
  3. התאמת פרמטרים: טווח מינימום (איור 4I) = 0-20, טווח מרבי (איור 4J) = 40-60.
  4. התאם את המרחק וכיוון המיקום המוגדרים מראש של העדשה עד לקבלת תמונת OCT אידיאלית.
  5. בחר את מיקום הסריקה על-ידי הזזת הקו הרגיל ב-cSLO (איור 4M).
  6. התחל לסרוק מראש עצב הראייה.
  7. אסוף תמונות באותו סדר עבור כל עין: קו אופקי: ראש עצב הראייה → מעולה → נחות; קו אנכי: ראש עצב הראייה → האף → טמפורלי.
  8. אסוף תמונות מארבעה כיוונים.
  9. לחצו על ' ממוצע' כדי לכסות את אותות התמונה cSLO ו-OCT (איור 4F ואיור 4O).
  10. לחץ על לחצן הצילום כדי להשיג את תמונת SLO-OCT (איור 4P).
  11. שמור וייצא את כל התמונות (איור 4Q, R).

9. סוף הניסוי (לאחר בדיקת OCT)

  1. הניחו את העכבר על השמיכה החשמלית כדי לשמור על חום גופה עד שיתעורר.
    הערה: יש לעקוב אחר העכבר עד שהוא חוזר להכרה מספקת כדי לשמור על יציבות החזה. יש למזער את החשיפה לאחר הניתוח לאור בהיר.
  2. הסר את עדשת המגע 100 D.
  3. יש למרוח את ג'ל העיניים levofloxacin כדי להגן על הקרנית.
  4. החזירו את העכבר לכלוב לאחר שהוא מתעורר.
    הערה: ודא שהעכבר הנבדק אינו מוחזר לחברתם של עכברים אחרים עד להחלמה מלאה.
  5. כבה את התוכנה וכבה את המחשב.
  6. נקה את עדשת המגע 100 D עם מים; לייבש את העדשה.
  7. לנקות ולחטא את הסביבה.

10. ניתוח תמונות

  1. השווה את תמונות ה-OCT של עכברי הנוקאאוט של Vldlr לאלה של עכברי C57BL/6J.
  2. שימו לב למספר מיקומים: סריקות אנכיות ואופקיות העוברות דרך הפפילה האופטית; סריקות עליונות, נחותות, אף וטמפורליות; וסריקות אתר השתקפות חריגות.
  3. שימו לב לעובי, לצורה, לשכבות ולנגעי ההשתקפות החריגים של הרשתית בכל תמונה, כמו גם לממשק הזגוגי של הרשתית והגוף הזגוגי.
  4. תעד את המיקומים, המאפיינים והמספרים של הנגעים.

11. תיקון ריבוד הרשתית

  1. לחץ על בדיקת עומס בממשק OCT (איור 5A).
  2. קרא את תמונות ה- OCT של עכבר מחלון מוקפץ.
  3. בחר תמונות: סריקת תמונת OCT דרך הפפילה האופטית, אופקית או אנכית.
  4. לחץ פעמיים על התמונה בגורם המכיל של המדיה כדי להציג אותה על המסך (איור 5C).
  5. לחצו על ' זיהוי שכבות' כדי להשלים את השכבות האוטומטיות על הרשתית (איור 5D).
  6. בחרו את הקווים המפרידים משני צידי השכבה שהוכנה לניתוח (איור 6D-10).
  7. בחרו קו מפריד נפרד (איור 6B-6) ולחצו על 'ערוך שכבה' (איור 6A-1) כדי להפעיל את הקו כשמופיע עיגול אדום (איור 6B-7).
  8. התאם את המרווח (איור 6A-4, לדוגמה, 50) ואת טווח הגבולות (איור 6A-5, לדוגמה, 50).
  9. שנה את הקו המפריד על-ידי הזזת העיגול האדום (השווה את הקו המפריד הירוק באיור 6B ובאיור 6C; איור 6C מציג את התוצאה שהשתנתה).

12. עובי למינציה רשתית

  1. לחצו על הלחצן 'סמן מדידה' (איור 6D-9).
  2. בחרו את הקו המפריד של השכבה לניתוח (לדוגמה, בשכבה הגרעינית החיצונית, בחרו את הקו המפרידה-4 וה-5 ברשימה) כדי להציג את גבול השכבה בתמונת OCT (איור 6D-10).
  3. בחרו 'התחבר לשכבה' (איור 6D-11) ו'הישאר מחובר תוך כדי תנועה' (איור 6D-12).
  4. בחר את האזור כדי להציג את התוצאות (העמודה שנבחרה צבועה, איור 6D-13).
  5. לחצו על המיקום שיש לנתח בתמונת OCT כדי לגרום לקו המדידה להיראות (בניצב לציר האופקי ועקבי לצבע האזור המתקבל) (איור 6D-14).
  6. לחץ על העמודה הבאה למדידה הבאה וגלה את הנתונים הקודמים (איור 6E-15).
  7. קרא את הערך Vert (עובי המיקום הנמדד) בשורה אורך במיקרומטר (רקמה) (איור 6E, מלבן אדום).
  8. לחצו על 'מחק סמן' (איור 6E-16) ועל 'סמן חדש' (איור 6E-17) כדי לבדוק שוב כך שהתוצאות יכסו את הנתונים המקוריים (אם יש צורך במדידה מחדש).
  9. לחץ על Print Scr בלוח המקשים כדי לשמור צילומי מסך, או לחץ על שמור בדיקה כדי לשמור ישירות (איור 5H).
  10. הזן את הנתונים לגיליון אלקטרוני או לתוכנה סטטיסטית לצורך ניתוח סטטיסטי.

13. מדידת עובי רשתית מלא

  1. בחר קו 1 (ILM, קרום מגביל פנימי, איור 7B) וקו 7 (OS-RPE, OS: מקטעי פוטורצפטור חיצוניים; RPE: שכבת אפיתל פיגמנט רשתית, איור 7C) ברשימה בפינה הימנית העליונה.
    הערה: עובי הרשתית המלא פירושו עובי שכבת הנויריפיתליום ברשתית, שהיא הרשתית בין ILM ל-OS-RPE ב-OCT).
  2. מדוד את עובי הרשתית משני צידי הפפילה האופטית במרווח מסוים.
    1. לדוגמה: ממראה מבנה הרשתית בקצה הפפילה האופטית, מדוד 4 ערכים עם מרווח של 200 מיקרומטר של הסרגל האופקי (איור 7G, H).
  3. הקלט את כל הערכים הנמדדים בגיליון אלקטרוני.
  4. השתמש במספר מבחני t (אחד בכל שורה) כדי להשוות את הערכים הנמדדים של כל מיקום מתאים בשתי הקבוצות.

תוצאות

הודות לסריקות ברזולוציה גבוהה של OCT, ניתן לראות את שכבות רשתית העכבר, וניתן לזהות השתקפויות חריגות ומיקומן המדויק. תמונות ה-OCT של הרשתית של עכברי נוקאאוט Vldlr ועכברי C57BL/6J הושוו במחקר זה. תמונות ה-OCT של כל עכברי C57BL/6J הראו שכבות רשתית שונות עם רפלקטיביות שונה, והתיחום היה ברור (א?...

Discussion

במחקר זה, הדמיית OCT באמצעות מערכת הדמיית רשתית של בעלי חיים קטנים יושמה כדי להעריך שינויים ברשתית בעכברי Vldlr knockout, אשר מדגימים ניתוק זגוגית אחורית לא שלם, ניאו-וסקולריזציה תת-רשתית והידלדלות עובי הרשתית. OCT היא שיטת הדמיה לא פולשנית לבחינת מצב הרשתית in vivo. רוב מכשירי OCT מיועדים לבדי...

Disclosures

המחברים מצהירים על היעדר ניגוד עניינים פוטנציאלי.

Acknowledgements

מקור הפרויקט: הקרן למדעי הטבע של מחוז גואנגדונג (2018A0303130306). המחברים רוצים להודות למעבדה לחקר העיניים, למרכז העיניים הבינלאומי המשותף של שנטאו באוניברסיטת שנטאו ולאוניברסיטה הסינית של הונג קונג על המימון והחומרים.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
100-Dpt contact lensVolk Optical,Inc, Mentor, OHAccessory belonging to the RETImap
Double aspheric 60-Dpt glass lensVolk Optical,Inc, Mentor, OHAccessory belonging to the RETImap
Electric heating blanketPOPOCOLACW-DRT-0150 x 35 cm
Injection syringe (1 mL)Kaile0.45 x 16RWLB
Levofloxacin Hydrochloride Eye GelEBE PHARMACEUTICAL Co.LTD5 g: 0.015 g
Medical sodium hyaluronate gelAlcon16H01E
Microliter syringesShanghai high pigeon industry and trade co., LTDQ31/0113000236C001-201750 µL
Povidone iodine solutionGuangdong medihealth pharmaceutical Co.,LTD100 mL
RETImapROLAND CONSULT19-99_50-2.1_1.2EcSLO/ERG/VEP/FA/OCT/GFP
Small animal ear studsOSMO POCKET OT110INS1005-1S
Tropicamide Phenylephrine Eye DropsSanten Pharmaceutical Co.,LTD5 mg/mL
XylazinSigmaX1251-5G5 g
Zoletil 50Virbac.S.A7FRPATiletamine 125 mg + Zolazepam 125 mg

References

  1. Frombach, J., et al. Serine protease-mediated cutaneous inflammation: characterization of an ex vivo skin model for the assessment of dexamethasone-loaded core multishell-nanocarriers. Pharmaceutics. 12 (9), 862 (2020).
  2. Osiac, E., Săftoiu, A., Gheonea, D. I., Mandrila, I., Angelescu, R. Optical coherence tomography and Doppler optical coherence tomography in the gastrointestinal tract. Journal of Gastroenterology. 17 (1), 15-20 (2011).
  3. Xiong, Y. Q., et al. Diagnostic accuracy of optical coherence tomography for bladder cancer: A systematic review and meta-analysis. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 27, 298-304 (2019).
  4. Andrews, P. M., et al. Optical coherence tomography of the aging kidney. & Clinical Transplantation. 14 (6), 617-622 (2016).
  5. Terashima, M., Kaneda, H., Suzuki, T. The role of optical coherence tomography in coronary intervention. The Korean Journal of Internal Medicine. 27 (1), 1-12 (2012).
  6. Avital, Y., Madar, A., Arnon, S., Koifman, E. Identification of coronary calcifications in optical coherence tomography imaging using deep learning. Scientific Reports. 11 (1), 11269 (2021).
  7. Huang, D., et al. Optical coherence tomography. Science. 254 (5035), 1178-1181 (1991).
  8. Tsai, T. H., et al. Optical coherence tomography in gastroenterology: a review and future outlook. Journal of Biomedical Optics. 22 (12), 1-17 (2017).
  9. Chen, J., et al. Relationship between optical intensity on optical coherence tomography and retinal ischemia in branch retinal vein occlusion. Scientific Reports. 8 (1), 9626 (2018).
  10. Chen, X., et al. Quantitative analysis of retinal layer optical intensities on three-dimensional optical coherence tomography. Investigative Opthalmology & Visual Science. 54 (10), 6846-6851 (2013).
  11. Cruz-Herranz, A., et al. Monitoring retinal changes with optical coherence tomography predicts neuronal loss in experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Neuroinflammation. 16 (1), 203 (2019).
  12. Podoleanu, A. G. Optical coherence tomography. Journal of Microscopy. 247 (3), 209-219 (2012).
  13. Augustin, M., et al. Optical coherence tomography findings in the retinas of SOD1 knockout mice. Translational Vision Science & Technology. 9 (4), 15 (2020).
  14. Berger, A., et al. Spectral-domain optical coherence tomography of the rodent eye: highlighting layers of the outer retina using signal averaging and comparison with histology. PLoS One. 9 (5), 96494 (2014).
  15. Burns, M. E., et al. New developments in murine imaging for assessing photoreceptor degeneration in vivo. Advances in Experimental Medicine & Biology. 854, 269-275 (2016).
  16. Jagodzinska, J., et al. Optical coherence tomography: imaging mouse retinal ganglion cells in vivo. Journal of Visualized Experiments: Jove. (127), e55865 (2017).
  17. Kocaoglu, O. P., et al. Simultaneous fundus imaging and optical coherence tomography of the mouse retina. Investigative Opthalmology & Visual Science. 48 (3), 1283-1289 (2007).
  18. Tode, J., et al. Thermal stimulation of the retina reduces Bruch's membrane thickness in age related macular degeneration mouse models. Translational Vision Science & Technology. 7 (3), 2 (2018).
  19. Wang, R., Jiang, C., Ma, J., Young, M. J. Monitoring morphological changes in the retina of rhodopsin-/- mice with spectral domain optical coherence tomography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (7), 3967-3972 (2012).
  20. Xie, Y., et al. A spectral-domain optical coherence tomographic analysis of Rdh5-/- mice retina. PLoS ONE. 15 (4), 0231220 (2020).
  21. Li, Q., et al. Noninvasive imaging by optical coherence tomography to monitor retinal degeneration in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 42 (12), 2981-2989 (2001).
  22. Horio, N., et al. Progressive change of optical coherence tomography scans in retinal degeneration slow mice. Archives of Ophthalmology. 119 (9), 1329-1332 (2001).
  23. Hu, W., et al. Expression of VLDLR in the retina and evolution of subretinal neovascularization in the knockout mouse model's retinal angiomatous proliferation. Investigative Opthalmology & Visual Science. 49 (1), 407-415 (2008).
  24. Wyne, K. Expression of the VLDL receptor in endothelial cells. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 16 (3), 407-415 (1996).
  25. Augustin, M., et al. In vivo characterization of spontaneous retinal neovascularization in the mouse eye by multifunctional optical coherence tomography. Investigative Opthalmology & Visual Science. 59 (5), 2054-2068 (2018).
  26. Fang, Y., et al. Fundus autofluorescence, spectral-domain optical coherence tomography, and histology correlations in a Stargardt disease mouse model. The FASEB Journal. 34 (3), 3693-3714 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

179

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved