JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

وصف نموذجين مختلفين من الخنازير تمدد الأوعية الدموية للدورات التدريبية في طب الأشعة العصبية والدراسات البحثية. تقدم هذه الدراسة دليلا على جدوى إبداعات نموذج تمدد الأوعية الدموية والطرق القابلة للتكرار القريبة من البيئة السريرية.

Abstract

تستخدم النماذج الحيوانية الكبيرة ، وتحديدا الخنازير ، على نطاق واسع للبحث عن أمراض القلب والأوعية الدموية والعلاجات ، وكذلك لأغراض التدريب. تصف هذه الورقة نموذجين مختلفين من الخنازير تمدد الأوعية الدموية قد يساعدان الباحثين على دراسة علاجات جديدة لأمراض تمدد الأوعية الدموية. يتم إنشاء نماذج تمدد الأوعية الدموية هذه عن طريق إضافة كيس من الأنسجة جراحيا إلى الشرايين السباتية في الخنازير. عند استخدام النموذج للبحث ، يجب أن تكون الحقيبة ذاتية التصميم. لأغراض التدريب ، تكفي الحقيبة الاصطناعية.

أولا ، يجب تعريض الوريد الوداجي الخارجي الأيمن (EJV) والشريان السباتي المشترك الأيمن (CCA) جراحيا. يتم ربط EJV وحقيبة وريدية مصنوعة من جزء قصير. ثم يتم خياطة هذه الحقيبة في بضع الشرايين الإهليلجي الذي يتم إجراؤه في CCA. يجب الحفاظ على هيبارينية أثناء إنشاء النموذج ، ويمكن استخدام موسعات الأوعية الدموية المحلية لتقليل التشنجات الوعائية. بمجرد اكتمال الخيط ، يجب فحص تدفق الدم الصحيح ، والتحقق من وجود نزيف من خط الخياطة وسالكية الأوعية الدموية. أخيرا ، يتم إغلاق الشق الجراحي بطبقات ويتم إجراء تصوير الأوعية الدموية لتصوير نموذج تمدد الأوعية الدموية.

تبسيط نموذج تمدد الأوعية الدموية السباتي هذا الذي يقلل من الغزو ووقت الجراحة هو استخدام كيس اصطناعي بدلا من الوريدي. لهذا الغرض ، تم تصميم الحقيبة مسبقا بجزء من بدلة بولي تترافلورو إيثيلين (PTFE) ، يتم خياطة أحد طرفيها عن طريق الإغلاق باستخدام خياطة الأوعية الدموية المصنوعة من مادة البولي بروبلين وتعقيمها قبل الجراحة. ثم يتم إرفاق هذا "الكيس" ببضع الشرايين الذي يتم إجراؤه في CCA كما هو موضح.

على الرغم من أن هذه النماذج لا تعيد إنتاج العديد من الأحداث الفيزيولوجية المرضية المتعلقة بتكوين تمدد الأوعية الدموية ، إلا أنها تشبه من الناحية الديناميكية الدموية الوضع الموجود في البيئة السريرية. لذلك ، يمكن استخدامها لأغراض البحث أو التدريب ، مما يسمح للأطباء بتعلم وممارسة تقنيات الأوعية الدموية المختلفة في النماذج الحيوانية القريبة من الجهاز البشري.

Introduction

تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة (IA) هو مرض وعائي دماغي حاد يرتبط بمعدل وفيات يصل إلى 50٪ عند التمزق. إنها حالة شائعة نسبيا وربما قاتلة ، حيث تم الإبلاغ عن انتشارها بين 3.6٪ و 6٪ في دراسات تصوير الأوعيةالدموية 1. الأوعية داخل الجمجمة متوسعة بشكل غير طبيعي وتعاني من الانتفاخ بسبب عوامل الخطر متعددة العوامل ، بما في ذلك ، على سبيل المثال لا الحصر ، التدخين أو ارتفاع ضغط الدم أو الإفراط في تناول الكحول أو زيادة العمر. عند تركه دون علاج ، يمكن أن يتمزق IA تلقائيا ، مما يؤدي إلى نزيف تحت العنكبوتية (SAH) المسؤول عن المراضة والوفاةالكبيرة 2،3،4. بالإضافة إلى ذلك ، يحتاج ثلث المرضى إلى دخول المستشفى أو الرعاية التمريضية ، ويمكن ل 30٪ فقط من المرضى المصابين ب SAH العودة إلى الحياة المستقلة ، مما يمثل عبئا مرضيا خطيرا لدى البشر يبرر في الواقع الحاجة إلى التجارب على5.

في الوقت الحاضر ، يتم علاج المرضى المعرضين لخطر كبير من تمزق ونزيف IA بالانسداد بشكل أساسي عن طريق اللف داخل الأوعية الدموية أو القص الجراحي المجهري أو الدعامات التي تحولالتدفق 6،7. تم تقييم الإجراء داخل الأوعية الدموية من قبل التجربة الدولية لتمدد الأوعية الدموية تحت العنكبوتية (ISAT) ، مما يدل على أن اللف أكثر أمانا وأقل توغلا ، وبالتالي له آثار ضارة أقل أهمية من العلاج الجراحيالمجهري 3. لهذه الأسباب ، فإن إجراءات الأوعية الدموية هي أكثر التقنيات شيوعا المستخدمة لعلاج IA3. مطلوب تدريب متخصص للأطباء لأداء هذه الإجراءات طفيفة التوغل بشكل صحيح8.

علاوة على ذلك ، يجب أن يكون تطوير أجهزة أو علاجات جديدة لعلاج IA راسخا واختبارا في الدراسات قبل السريرية قبل ترجمتها إلى البيئة السريرية6،9. هناك نماذج حيوانية تجريبية مختلفة من IA وفقا للهدف الرئيسي من أغراض البحث أو التدريب. تم تنفيذ هذه النماذج في العديد من الأنواع ، مع حدودها ومزاياها. ومع ذلك ، فإن جميعها تستلزم تحريضا اصطناعيا أو إبداعا جراحيا بسبب عدم وجود IA طبيعي في2،6،9،10،11،12.

على الرغم من عدم وجود نموذج حيواني يعيد إنتاج الفيزيولوجيا المرضية البشرية بشكل مثالي ، إلا أن الصغيرة ، مثل القوارض ، هي الأكثر استخداما في دراسات أبحاث IA6. عادة ما يتم استخدام الأنواع الكبيرة لتطوير أجهزة جديدة داخل الأوعية الدموية أو التدريب على التدخلات العلاجية2. من بين النماذج الحيوانية الكبيرة ، من الشائع استخدام الخنازير للبحث في اضطرابات وعلاجات IA ، وكذلك للدورات التدريبية. هذا بسبب قدرتهم على تحمل العملية الجراحية وقطر الأوعية الدموية المماثل وتدفق الدم عند مقارنتهم بالأوعية الدماغية البشرية2،13.

تختلف طريقة اختيار إنشاء نموذج حيواني IA اعتمادا على الهدف الرئيسي لكل مشروع بحثي فردي ، مثل ما إذا كان سيتم تقييم نقاط النهاية الوعائية أو النسيجية. بهذا المعنى ، يتم استخدام النماذج التي تم إنشاؤها عن طريق الربط الجراحي أو عن طريق إضافة كيس ذاتي من الأنسجة إلى CCA لأبحاث نمو IA. يجب الجمع بين النماذج الجراحية وتحريض ارتفاع ضغط الدم إذا كانت نقطة النهاية الأساسية للدراسة هي تمزق IA. عند استخدام النموذج لأغراض التدريب ، يمكن تبسيط التقنية باستخدام كيس اصطناعي مخيط على CCA دون الحاجة إلى ارتفاع ضغط الدم6.

تصف هذه الورقة نموذجين مختلفين من الخنازير تمدد الأوعية الدموية قد تساعد الباحثين على دراسة علاجات جديدة أو التدريب على التدخلات داخل الأوعية الدموية لأمراض IA. يتم إنشاء نماذج تمدد الأوعية الدموية هذه عن طريق إضافة كيس من الأنسجة جراحيا إلى CCA في الخنازير. عندما يتم استخدام النموذج للبحث ، يكون الحقيبة ذاتية المظهر ، مما يوفر القدرة على دراسة شفاء تمدد الأوعية الدموية بعد الاستبعاد دون تدخل أي مادة خارجية. لأغراض التدريب ، يكفي الحقيبة الاصطناعية التي تلخص تشريح الأوعية الدموية لإعادة إنتاج الإجراء.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تمت الموافقة على التجربة من قبل اللجنة الأخلاقية لمركز الجراحة طفيفة التوغل في خيسوس أوسون ، وتم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا للمرسوم الملكي الإسباني 53/2013 واللائحة الأوروبية (2010/63 / EC).

1. التحضير والتخدير قبل الجراحة

  1. يحتوي على خنازير بيضاء كبيرة تزن 35-40 كجم بشكل فردي ، مع حرية الوصول إلى الماء والأعلاف مرة واحدة في اليوم. التأقلم لمدة أسبوعين قبل تاريخ التدخل ، لإجراء الفحص السريري وإتاحة الوقت للكشف عن الأمراض الصامتة.
  2. يجب تطبيق الأدوية الفموية التالية للوقاية من أحداث التخثر أثناء الدراسة: حمض أسيتيل الساليسيليك (1 غ//24 ساعة) وكلوبيدوغريل (75 ملغ//24 ساعة) من 7 أيام قبل تحريض النموذج حتى العلاج بالمرض.
  3. حقن الكيتامين (10 ملغ/كغ) في العضل بعد فترة صيام لمدة 24 ساعة. بعد عشر دقائق ، قم بتحفيز التخدير بنسبة 1٪ بروبوفول عن طريق الوريد (3 مجم / كغ).
  4. بعد التنبيب الرغامي ، استخدم سيفوفلوران المستنشق للحفاظ على التخدير (3٪ -4.5٪ جزء الشهيق). قم بتوصيل أنابيب القصبة الهوائية بدائرة تخدير دائرية شبه مغلقة متصلة بجهاز التنفس الصناعي بمعدل تدفق غاز جديد يتراوح بين 0.5 و1 لتر/دقيقة.
  5. للحصول على نورموكابنيا (35-45 مم زئبق ثاني أكسيدالكربون 2) ، تحكم في التهوية بحجم المد والجزر 8-10 مل / كجم. ضمان تسكين كاف أثناء الجراحة عن طريق جرعة أولية من الكيتورولاك (1 ملغ/كغ) والترامادول (1 ملغ/كغ) وتسريب مستمر للريميفنتانيل (15-18 ميكروغرام/كغ/ساعة).
  6. تأكد من مستوى التخدير الحيواني المناسب مع مراعاة فقدان الوعي (التنويم المغناطيسي) ، وعدم الحساسية للألم ، واسترخاء العضلات ، وغياب الاستجابات الانعكاسية14.
  7. لمنع الجفاف أثناء التخدير ، استخدم مرهما بيطريا على العينين أثناء إجراء الجراحة.
  8. ثبت المخدرة على طاولة العمليات في وضع ضعيف. احلق أعناق ، وافركه ببوفيدون - اليود ، وثنيه في ظروف معقمة.
  9. قم بتنفيذ جميع الإجراءات في ظل ظروف معقمة ، باستخدام قفازات ومواد معقمة.

2. الجراحة

  1. النهج الجراحي
    1. قم بإجراء شق جلدي طولي بطول 10 سم 2-3 سم على يمين خط الوسط للرقبة.
  2. خياطة الحقيبة
    1. الحقيبة الذاتية
      1. لفضح EJV ، قم بتشريح الأنسجة تحت الجلد والدهنية وإجراء الإرقاء.
      2. افصل العضلة القصية الرأسية اليمنى عن النسيج الضام وسحبها باستخدام ضام Weitlaner لتسهيل التعرض ل EJV.
      3. كشف وتحديد EJV ، وهو جانبي وأعمق من CCA (الشكل 1 أ).
      4. استخدم اثنين من المشابك الوعائية للبلدغ لإيقاف تدفق الدم داخل الوعاء أثناء استخراج الجزء الوريدي.
      5. اعزل قطعة 15-20 مم من EJV للحصول على الحقيبة الذاتية.
      6. ربط الأطراف القريبة والبعيدة من EJV.
      7. اغسل الجزء الوريدي المستخرج بمحلول ملحي هيباريني (5,000 وحدة دولية / لتر).
      8. تحقق من الجزء الداخلي من EJV المستأصل وحدد قطعة بطول 7-8 مم حيث لا توجد صمامات وريدية.
      9. صمم هذا الجزء في كيس عن طريق إغلاق أحد طرفيه بخياطة تشغيل 7/0 من مادة البولي بروبيلين (الشكل 1 ب).
      10. احتفظ بالحقيبة مغمورة في محلول ملحي هيباريني حتى الاستخدام.
      11. تأكد من عدم وجود نزيف من EJV المربوط.
    2. الحقيبة الاصطناعية
      1. قم بقص قطعة بطول 1 سم من طرف اصطناعي PTFE (قطره 6-8 مم ، اعتمادا على حجم تمدد الأوعية الدموية الذي سيتم إنشاؤه).
      2. خياطة أحد طرفيها باستخدام خياطة الأوعية الدموية 6/0 من مادة البولي بروبيلين. أغلق هذا الجزء المغلق من الطرف الاصطناعي بغراء وعائي لتجنب النزيف من خط الخياطة.
      3. تعقيم هذا الكسب غير المشروع الاصطناعي قبل تكوين تمدد الأوعية الدموية الجراحي.
  3. جراحة تكوين تمدد الأوعية الدموية
    1. لفضح CCA ، قم بتشريح الأنسجة تحت الجلد والدهنية وإجراء الإرقاء.
    2. افصل العضلة القصية الرأسية اليمنى عن النسيج الضام المحيط وسحبها باستخدام ضام Weitlaner لتسهيل التعرض ل CCA.
    3. حدد CCA. ضع 2 حلقات من وعاء السيليكون في الطرف الجمجمي والبعيد من CCA المكشوف (الشكل 2 أ). قم بتشريح 5 سم من هذا الوعاء ، وإزالة adventitia مع تشريح (الشكل 2 ب). أثناء هذا الوصول الجراحي ، احرص على تجنب إصابة العصب المبهم الذي يمكن أن يؤدي إلى متلازمة هورنر.
    4. تطبيق موسعات الأوعية الدموية موضعيا (مثل 1-2 مل من نيموديبين 10 ملغ/50 مل) للوقاية من التشنجات الوعائية.
    5. يتم تطبيق الهيبارين عن طريق الوريد (150 وحدة دولية / كغ) قبل 5 دقائق من التثبيت المتقاطع لتقييم التوغف الموحد المشترك.
    6. ضع مشبك وعائي بولدوج في الجزء الذيلي من CCA ومشبك وعائي بولدوج آخر على بعد 4-5 سم في الجزء الجمجمي من الوعاء (الشكل 2 ج).
    7. استخدم مقص دقيق لإجراء بضع الشرايين الإهليلجي 8 مم في CCA بين المشابك الوعائية للبلدغ (الشكل 2 د).
    8. استخدم محلول ملحي هيبارين (5,000 وحدة دولية / لتر) لشطف جزء CCA داخل اللمعة.
    9. قم بخياطة الكيس الذاتي أو الاصطناعي في بضع الشرايين الإهليلجي باستخدام خياطة تشغيل 6/0 من مادة البولي بروبيلين (الشكل 3 أ ، ب). اغسل المشابك البعيدة والقريبة قبل الانتهاء من خياطة الحقيبة.
    10. حماية الوعاء والهياكل المجاورة بمحلول ملحي دافئ وهبارين أثناء إجراء الجراحة المجهرية.
    11. بمجرد خياطة الطرف الاصطناعي أو الحقيبة الذاتية في CCA ، تحقق من عدم وجود نزيف (الشكل 3C ، D). أولا ، قم بإزالة المشبك الوعائي للبلدغ القحفي ، ثم المشبك الذيلي.
    12. قم بإجراء الإرقاء عن طريق الضغط باستخدام مسحات مبللة إذا كان هناك بعض النزيف من خط الخياطة. إذا لزم الأمر ، قم بتطبيق الجر على حلقات الوعاء الدموي ، أو استبدل المشابك الوعائية للبلدغ وقم بإجراء غرز مرقئ في موقع النزيف. إذا لزم الأمر ، ضع قطعة من إسفنجة الجيلاتين المرقئ حول الطرف الاصطناعي.
    13. افحص جمجمة نبض CCA إلى كيس تمدد الأوعية الدموية للتأكد من استعادة سالكية الشريان السباتي الصحيحة.
    14. أغلق الشق الجراحي بطبقات باستخدام 2/0 خيوط قابلة للامتصاص والجلد بغرز مفردة مع 0 خيوط غير قابلة للامتصاص.
    15. يتم تطبيق البوبرينورفين (10 ميكروغرام/كغ/12 ساعة) في العضل خلال أول 24 ساعة ووضع رقعة إطلاق الفنتانيل عبر الجلد (25 ميكروغرام/ساعة) بعد العمليات الجراحية لتحقيق تسكين ما بعد الجراحة.
    16. تقليل السيفوفلوران المستنشق وزيادة معدل تدفق الغاز الطازج (20 لتر / دقيقة) للحصول على ظروف الاسترداد. قم بإزالة الأنبوب الرغامي عندما تتنفس تلقائيا ويتم استرداد المعلمات الفسيولوجية ، مثل تشبع الأكسجين ومعدل ضربات القلب.
      ملاحظة: الغاز الطازج عبارة عن مزيج من O2 النقي (100٪) والهواء الطبي (21٪ O2). أخيرا ، فإن جزء الأكسجين المستوحى هو 50٪ إلى 45٪ (FiO2 = 0.5-0.45).
    17. لا تترك دون رقابة حتى تستعيد وعيها الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي.
    18. احتفظ بالحيوانات التي خضعت لعملية جراحية معزولة عن الأخرى حتى تتعافى تماما.

3. اختبار تصوير الأوعية الدموية ومرحلة ما بعد الجراحة

  1. انتظر لمدة 24-48 ساعة لتجنب إتلاف خط الخياطة.
  2. قم بتخدير مرة أخرى كما هو موضح أعلاه وحلق منطقة الفخذ. تحضير المنطقة باستخدام بوفيدون اليود وتطبيق لف معقم.
  3. قم بالوصول إلى شريان الفخذ باستخدام تقنية Seldinger المعدلة مع غمد إدخال 6Fr.
  4. أدخل قسطرة صائد الرأس 5Fr من خلال غمد الفخذ على 0.035 في سلك توجيه محب للماء. تحت التوجيه الفلوري ، قم بدفع هذه القسطرة إلى أصل CCA وقم بإزالة السلك التوجيهي.
  5. حقن وسط التباين (حمض أميدوتريزويك المخفف بنسبة 50٪ بمحلول ملحي) من خلال قسطرة صائد الرأس لتصوير CCA باستخدام نموذج تمدد الأوعية الدموية.
  6. بمجرد أن يؤكد تصوير الأوعية الدموية إنشاء نموذج تمدد الأوعية الدموية الصحيح ، استخدم نماذج حيوانية للبحث أو للتدريب على إجراءات علاج الأوعية الدموية.
  7. القتل الرحيم للحيوانات عند انتهاء الدراسات أو الدورات التدريبية بإعطاء كلوريد البوتاسيوم الوريدي المميت (2 مليمول / كغ) أثناء التخدير العميق.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تم استخدام التقنية المقدمة لأغراض مختلفة ، وهي البحث في التئام تمدد الأوعية الدموية بعد اللف والتدريب على تقنيات الانصمام. تم استخدام الأكياس الوريدية لاختبار الشفاء التفريقي باستخدام كل من الملفات البلاتينية والنشطة بيولوجيا. تم خياطة الحقائب كما هو موضح أعلاه ، وبعد...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

هناك تقنيات مختلفة لإنشاء نماذج حيوانية لتمدد الأوعية الدموية بناء على الهدف من الدراسة. تتضمن بعض بروتوكولات نموذج تمدد الأوعية الدموية الإجراءات الجراحية جنبا إلى جنب مع ارتفاع ضغط الدم أو تحريض الإجهاد الدموي عن طريق إعطاء الأنجيوتنسين II ، أو استئصال الكلية ، أو نظا...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

تم إجراء الدراسة بواسطة ICTS "NANBIOSIS" ، وبشكل أكثر تحديدا من قبل U-21 (غرف العمليات التجريبية) و U-22 (إسكان) و U-24 (التصوير الطبي) التابع لمركز الجراحة طفيفة التوغل في جيسوس أوسون (JUMISC). تم تمويل هذا العمل من قبل معهد Salud Carlos III (CB16 / 11/00494) وConsejeria de Economía ، Ciencia y Agenda Digital ، Junta de Extremadura (GR21201) ، بتمويل مشترك من صندوق التنمية الإقليمية الأوروبي "طريقة لجعل أوروبا". يقر المؤلفون بجميع الأعمال التي قام بها مساكن والفنيين التجريبيين وخواكين غونزاليس لالتقاط صور للإجراء الجراحي.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Acetylsalicylic acidSanofi700693500 mg tablets
Amidotrizoic acidBayer Hispania914614.6Contrast medium 76%
Anesthesia MachineMaquet Clinical Care AB6677200Maquet Flow-i C20
Bulldog vascular clampDimeda12.092.077.5 cm
BuprenorphineRichter Pharma Ag5788160.3 mg/mL
ClopidogrelSandoz70400575 mg tablets
Contrast mediumBayer Hispania914614Urografin 36%
DissectorDimeda12.421.0121 cm
Fentanyl MatrixKern Pharma664823Transdermic release patch 25 µg/h
Fluoroscopy equipmentPhilips Medical SystemsVeradius Unity
Hemostatic gelatin spongeTakeda Farmaceutica España, SA324459Absorbable hemostatic agent. Espongostan
Head hunter catheterBoston ScientificRF*YB15110M5 Fr 100 cm
HeparinRovi641639Heparin 5%
Hydrophilic guidewireTerumoRF*GA35153M0.035” 150 cm
Introducer sheathTerumoRS*B60N10MQ6 Fr 10 cm
KetamineRichter Pharma Ag580395100 mg/mL
KetorolacLaboratorios Normon, S.A.60307930 mg/mL
Micro-forcepsS&TJFA-5b (1:1)Forceps for microsugery
Micro-needle holderS&TCurved C-14 (Art nº 00088)Needle holder for microsurgery
MicroscissorsS&TAdventitia SAS-15 R-8 (Art nº 00102)Straight- scissors for microsurgery
Needle holderDimeda24.114.1212 cm
NimodipineBayer Hispania, S.L64196910 mg/50 mL
Povidone-iodineCV Medica193203Povidone iodine solution (10%)
PropofolOrion Corporation58847510 mg/mL
PTFE prosthesisMaquetM00201501086B0Synthetic prosthesis 6mm
RemifentanilLaboratorios Normon, S.A.6922952 mg
Scalpel handleDimeda06.104.0013.5 cm
Scissors (Mayo)Dimeda07.164.1414.5 cm
Scissors  (Metzenbaum)Dimeda07.287.1515 cm
Surgical bladesDimeda06.122.0022
Sutures: absorbable sutureMedtronicGL-1232/0
Sutures: poplypropylene sutureAragó378036/0 and 7/0
SwabsTexpol1063.0120 x 20 cm
Tissue forcepsDimeda10.102.11 /10.120.1111.5 cm
Vascular glueHistoacryl Braun1050060Tissue adhesive
Vessel loopsBraunB10952181.5 mm diammeter
WeitlanerDimeda18.670.1414 cm

References

  1. Keedy, A. An overview of intracranial aneurysms. Mcgill Journal of Medicine. 9 (2), 141-146 (2006).
  2. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
  3. Diaz, O., Rangel-Castilla, L. Endovascular treatment of intracranial aneurysms. Handbook of Clinical Neurology. 136, 1303-1309 (2016).
  4. Texakalidis, P., et al. Aneurysm formation, growth, and rupture: the biology and physics of cerebral aneurysms. World Neurosurgery. 130, 277-284 (2019).
  5. Petridis, A. K., et al. Aneurysmal subarachnoid hemorrhage: diagnosis and treatment. Deutsches Ärzteblatt International. 114 (13), 226-236 (2017).
  6. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: A systematic review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
  7. Diana, F., et al. Microsurgical clipping versus newer endovascular techniques in treatment of unruptured anterior communicating artery-complex aneurysms: a meta-analysis and systematic review. Neurosurgical Review. , (2021).
  8. Fernández-portales, J., et al. Modelos animales en el aprendizaje de cardiología intervencionista. Revista Española de Cardiologia Suplementos. 13, 40-46 (2013).
  9. Boillat, G., et al. Creation of two saccular elastase-digested aneurysms with different hemodynamics in one rabbit. Journal of Visualized Experiments. 170, 62518(2021).
  10. Marbacher, S., Strange, F., Frösén, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  11. Murayama, Y., et al. Ion implantation and protein coating of detachable coils for endovascular treatment of cerebral aneurysms: concepts and preliminary results in swine models. Neurosurgery. 40 (6), 1233-1244 (1997).
  12. da Silva Júnior, S. L., et al. Stable experimental model of carotid artery saccular aneurysm in swine using the internal jugular vein. Revista do Colegio Brasileiro de Cirurgioes. 40, 130-136 (2013).
  13. Crisóstomo, V., et al. Common swine models of cardiovascular disease for research and training. Lab Animal. 45 (2), 67-74 (2016).
  14. Cobo, A. A., et al. Anesthesia protocols used to create ischemia reperfusion myocardial infarcts in swine. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 59 (5), 478-487 (2020).
  15. Musk, G. C., King, M., He, B. Horner Syndrome in 2 Pigs (Sus scrofa) after Vascular Grafting of the Carotid Artery and Jugular Vein. Comparative Medicine. 67 (6), 518-523 (2017).
  16. Mocco, J., et al. Aneurysm morphology and prediction of rupture: An international study of unruptured intracranial aneurysms analysis. Neurosurgery. 82 (4), 491-495 (2018).
  17. Lee, D., et al. Thrombus organization and healing in the swine experimental aneurysm model. Part I. A histological and molecular analysis. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 94-108 (2007).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

PTFE

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved