JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

תיאור של שני מודלים שונים של חזירים מפרצתיים לקורסי הכשרה ומחקרי נוירורדיולוגיה. מחקר זה מספק ראיות להיתכנות של יצירות מודל חזירי מפרצת אלה והשיטות הניתנות לשחזור הקרובות לסביבה הקלינית.

Abstract

מודלים של בעלי חיים גדולים, במיוחד חזירים, נמצאים בשימוש נרחב לחקר מחלות לב וכלי דם וטיפולים, כמו גם למטרות אימון. מאמר זה מתאר שני מודלים שונים של חזירים מפרצתיים שעשויים לסייע לחוקרים לחקור טיפולים חדשים למחלות מפרצת. מודלים מפרצתיים אלה נוצרים על ידי הוספה כירורגית של רקמה לעורקי הצוואר בחזירים. כאשר המודל משמש למחקר, השקית חייבת להיות אוטולוגית; למטרות אימון, נרתיק סינטטי מספיק.

ראשית, יש לחשוף בניתוח את וריד הצוואר החיצוני הימני (EJV) ואת עורק הצוואר המשותף הימני (CCA). ה-EJV קשור ונרתיק ורידים מעוצב מקטע קצר. לאחר מכן תופרים את השקית הזו לכריתת עורקים אליפטית המבוצעת ב-CCA. יש לשמור על בעלי חיים הפריניים במהלך יצירת המודל, וניתן להשתמש במרחיבי כלי דם מקומיים כדי להפחית את התכווצויות כלי הדם. לאחר השלמת התפר, יש לבדוק את זרימת הדם הנכונה, לבדוק אם יש דימום מקו התפר וסבלנות כלי הדם. לבסוף, החתך הניתוחי נסגר על ידי שכבות ואנגיוגרפיה מבוצעת כדי לדמות את המודל המפרצתי.

פישוט של מודל הצוואר המפרצתי הזה שמפחית את הפולשניות ואת זמן הניתוח הוא השימוש בכיס סינתטי ולא ורידי. לשם כך, שקית מותאמת מראש עם קטע של תותבת פוליטטרפלואורואתילן (PTFE), שקצהו האחד נתפר קרוב באמצעות תפר כלי דם מפוליפרופילן ומעוקר לפני הניתוח. "שק" זה מחובר לאחר מכן לכריתת עורקים המבוצעת ב-CCA כמתואר.

למרות שמודלים אלה אינם משחזרים רבים מהאירועים הפיזיופתולוגיים הקשורים להיווצרות מפרצת, הם דומים מבחינה המודינמית למצב שנמצא בסביבה הקלינית. לכן, הם יכולים לשמש למטרות מחקר או הכשרה, מה שמאפשר לרופאים ללמוד ולתרגל טכניקות אנדווסקולריות שונות במודלים של בעלי חיים הקרובים למערכת האנושית.

Introduction

מפרצת תוך גולגולתית (IA) היא מחלה מוחית חמורה הקשורה לשיעור תמותה של עד 50% בעת קרע. זהו מצב שכיח יחסית ועלול להיות קטלני, עם שכיחות מדווחת בין 3.6% ל-6% במחקרים אנגיוגרפיים1. כלי הדם התוך גולגולתיים מורחבים באופן חריג וסובלים מהתנפחות עקב גורמי סיכון רב-גורמיים, כולל, אך לא רק, עישון, יתר לחץ דם, צריכת אלכוהול מופרזת או עלייה בגיל. כאשר לא מטפלים, IA יכול להיקרע באופן ספונטני, וכתוצאה מכך דימום תת-עכבישי (SAH) האחראי לתחלואה משמעותית ומוות 2,3,4. בנוסף, שליש מהחולים זקוקים לאשפוז או לטיפול סיעודי, ורק 30% מהחולים עם SAH יכולים לחזור לחיים עצמאיים, ובכך מייצגים נטל מחלה קשה בבני אדם שלמעשה מצדיק את הצורך בניסויים בבעלי חיים5.

כיום, חולים עם סיכון גבוה לקרע ב-IA ודימום מטופלים בחסימה בעיקר על ידי סלילה אנדווסקולרית, גזירה מיקרו-כירורגית או סטנטים מסיטים זרימה 6,7. ההליך האנדווסקולרי הוערך על ידי הניסוי הבינלאומי למפרצת תת-עכבישית (ISAT), והוכיח כי סלילה בטוחה יותר, פחות פולשנית, ולכן יש לה תופעות לוואי פחות משמעותיות מטיפול מיקרו-כירורגי3. מסיבות אלה, ההליכים האנדווסקולריים הם הטכניקות הנפוצות ביותר המשמשות לטיפול ב-IA3. נדרשת הכשרה מיוחדת לרופאים כדי לבצע את ההליכים הזעיר פולשניים הללו בצורה נכונה8.

יתר על כן, פיתוח מכשירים או טיפולים חדשים לטיפול ב-IA צריך להיות מבוסס היטב ולהיבדק במחקרים פרה-קליניים לפני תרגומם למסגרת הקלינית 6,9. ישנם מודלים שונים של חיות ניסוי IA בהתאם למטרה העיקרית של מטרות המחקר או האימון. מודלים אלה בוצעו במינים רבים, על מגבלותיהם ויתרונותיהם. עם זאת, כולם כרוכים באינדוקציה מלאכותית או יצירה כירורגית עקב היעדר IA טבעי בבעלי חיים 2,6,9,10,11,12.

למרות שאף מודל של בעלי חיים אינו משחזר בצורה מושלמת את הפתופיזיולוגיה האנושית, בעלי חיים קטנים, כגון מכרסמים, הם הנפוצים ביותר במחקרי IA6. מינים גדולים משמשים בדרך כלל לפיתוח מכשירים אנדווסקולריים חדשים או הכשרה בהתערבויות טיפוליות2. בקרב מודלים של בעלי חיים גדולים, מקובל להשתמש בחזירים לחקר הפרעות וטיפולים ב-IA, כמו גם לקורסי הכשרה. הסיבה לכך היא יכולתם לסבול את ההליך הכירורגי וקוטר כלי הדם וזרימת הדם הדומים שלהם בהשוואה לכלי מוח אנושיים 2,13.

שיטת הבחירה ליצירת מודל בעלי חיים IA משתנה בהתאם למטרה העיקרית של כל פרויקט מחקר בודד, כגון האם יוערכו נקודות קצה אנגיוגרפיות או היסטולוגיות. במובן זה, מודלים שנוצרו על ידי קשירה כירורגית או על ידי הוספת כיס רקמה אוטולוגי ל-CCA משמשים למחקר גידול IA. יש לשלב מודלים כירורגיים עם אינדוקציה של יתר לחץ דם אם נקודת הקצה העיקרית של המחקר היא קרע ב-IA. כאשר המודל משמש למטרות אימון, ניתן לפשט את הטכניקה על ידי שימוש בכיס סינטטי שנתפר על ה-CCA ללא צורך ביתר לחץ דם6.

מאמר זה מתאר שני מודלים שונים של חזירים מפרצתיים שעשויים לסייע לחוקרים לחקור טיפולים חדשים או הכשרה בהתערבויות אנדווסקולריות למחלות IA. מודלים מפרצתיים אלה נוצרים על ידי הוספה כירורגית של רקמה ל-CCA בחזירים. כאשר המודל משמש למחקר, השקית היא אוטולוגית, ובכך מספקת את היכולת לחקור ריפוי של המפרצת לאחר הרחקה ללא התערבות של חומר אקסוגני כלשהו. למטרות אימון, מספיק כיס סינתטי המסכם את האנטומיה האנדווסקולרית כדי לשחזר את ההליך.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

הניסוי אושר על ידי הוועדה האתית של המרכז לכירורגיה זעיר פולשנית של חסוס אוסון, וכל ההליכים בוצעו על פי הצו המלכותי הספרדי 53/2013 והרגולציה האירופית (2010/63/EC).

1. הכנה והרדמה טרום ניתוחית

  1. בית חזירים לבנים גדולים במשקל 35-40 ק"ג בנפרד, עם גישה חופשית למים ולהאכלה פעם ביום. להתאקלם במשך שבועיים לפני מועד ההתערבות, לבצע בדיקה קלינית ולאפשר זמן לאיתור מחלות שקטות.
  2. יש לתת את התרופות הבאות דרך הפה כדי למנוע אירועים טרומבוטיים במהלך המחקר: חומצה אצטילסליצילית (1 גרם/בעל חיים/24 שעות) וקלופידוגרל (75 מ"ג/חיה/24 שעות) מ-7 ימים לפני השראת המודל ועד לטיפול ב-IA.
  3. יש להזריק קטמין (10 מ"ג/ק"ג) לתוך השריר לאחר תקופת צום של 24 שעות. עשר דקות לאחר מכן, יש להשרות הרדמה על ידי 1% פרופופול תוך ורידי (3 מ"ג/ק"ג).
  4. לאחר אינטובציה אנדוטרכיאלית, השתמש בסבופלורן בשאיפה כדי לשמור על הרדמה (3%-4.5% מקטע השאיפה חבר צינורות אנדוטרכיאליים למעגל הרדמה עגול סגור למחצה המחובר למאוורר עם קצב זרימת גז טרי של 0.5-1 ליטר לדקה.
  5. כדי להשיג נורמוקפניה (35-45 מ"מ כספיתCO 2), שלוט באוורור על ידי נפח גאות של 8-10 מ"ל/ק"ג. הקפידו על שיכוך כאבים תוך ניתוחי הולם על ידי מינון תוך-ורידי ראשוני של שילוב של קטורולאק (1 מ"ג/ק"ג) וטרמדול (1 מ"ג/ק"ג) ועירוי רמיפנטניל רציף (15-18 מיקרוגרם/ק"ג/שעה).
  6. לאשר מישור הרדמה תקין של בעלי חיים בהתחשב באובדן הכרה (היפנוזה), חוסר רגישות לכאב, הרפיית שרירים והיעדר תגובות רפלקס14.
  7. כדי למנוע יובש בזמן הרדמה, השתמש במשחה וטרינרית על העיניים במהלך הליך הניתוח.
  8. קבע את בעלי החיים המורדמים ליד שולחן הניתוחים במצב שכיבה. לגלח את צווארי החיות, לשפשף עם פובידון-יוד ולעטוף בתנאים סטריליים.
  9. בצע את כל ההליכים בתנאים סטריליים, באמצעות כפפות וחומר סטריליים.

2. ניתוח

  1. גישה כירורגית
    1. בצע חתך עור אורכי באורך 10 ס"מ 2-3 ס"מ מימין לקו האמצע של הצוואר.
  2. תפירת פאוץ'
    1. נרתיק אוטולוגי
      1. כדי לחשוף את ה- EJV יש לנתח את הרקמה התת עורית והשומן ולבצע המוסטזיס.
      2. הפרד את שריר הסטרנוצפליקוס הימני מרקמת החיבור ומשוך אותו בעזרת מפסק Weitlaner כדי להקל על החשיפה ל- EJV.
      3. חשפו וזהו את ה-EJV, שהוא רוחבי ועמוק יותר מה-CCA (איור 1A).
      4. השתמש בשני מהדקי כלי דם של בולדוג כדי לעצור את זרימת הדם בתוך הכלי במהלך מיצוי המקטע הוורידי.
      5. בודד קטע של 15-20 מ"מ של ה-EJV כדי להשיג את השקית האוטולוגית.
      6. קשר את הקצוות הפרוקסימליים והדיסטליים של ה-EJV.
      7. יש לשטוף את מקטע הווריד המופק במי מלח שעברו הפרין (5,000 יחב"ל/ליטר).
      8. בדוק את החלק הפנימי של ה- EJV שנכרת ובחר קטע באורך 7-8 מ"מ שבו אין שסתומים ורידיים.
      9. עצבו את הקטע הזה לתוך שקית על ידי סגירת קצה אחד עם תפר ריצה מפוליפרופילן 7/0 (איור 1B).
      10. שמור את השקית שקועה במי מלח הפריניים עד לשימוש.
      11. ודא שאין דימום מה-EJV הקשור
    2. נרתיק סינטטי
      1. חותכים קטע באורך 1 ס"מ מתותבת PTFE (קוטר 6-8 מ"מ, תלוי בגודל המפרצת שעומד להיווצר).
      2. תפר קצה אחד סגור באמצעות תפר כלי דם מפוליפרופילן 6/0. אטום את החלק הסגור הזה של התותבת עם דבק כלי דם כדי למנוע דימום מקו התפר.
      3. עקר את השתל הסינתטי הזה לפני יצירת מפרצת כירורגית.
  3. ניתוח ליצירת מפרצת
    1. כדי לחשוף את ה-CCA, יש לנתח את הרקמה התת עורית והשומן ולבצע המוסטזיס.
    2. הפרד את שריר הסטרנוצפליקוס הימני מרקמת החיבור שמסביב ומשוך אותו בעזרת מפסק Weitlaner כדי להקל על החשיפה ל-CCA.
    3. זהה את ה-CCA. הניחו 2 לולאות כלי סיליקון בקצה הגולגולתי והדיסטלי של ה-CCA החשוף (איור 2A). חתכו 5 ס"מ מכלי זה, והסירו את האדוונטיטיה שלו עם דיסקטור (איור 2B). במהלך גישה כירורגית זו, הקפד להימנע מפגיעה בעצב הנרתיק שעלולה להוביל לתסמונת הורנר.
    4. יש לתת מרחיבי כלי דם באופן מקומי (כגון 1-2 מ"ל נימודיפין 10 מ"ג/50 מ"ל) כדי למנוע התכווצויות כלי דם.
    5. יש לתת הפרין תוך ורידי (150 יחב"ל/ק"ג) 5 דקות לפני הידוק צולב של CCA.
    6. הניחו מהדק כלי דם אחד של בולדוג בחלק המנותח של ה-CCA ומהדק כלי דם נוסף של בולדוג במרחק של 4-5 ס"מ זה מזה בחלק הגולגולתי של הכלי (איור 2C).
    7. השתמשו במספריים כדי לבצע כריתת עורקים אליפטית בקוטר 8 מ"מ ב-CCA בין שני מהדקי כלי הדם של הבולדוג (איור 2D).
    8. השתמש בתמיסת מלח הפרינית (5,000 IU/L) כדי לשטוף את מקטע ה-CCA תוך לומינלי.
    9. לתפור את השקית האוטולוגית או הסינתטית לעורקים האליפטיים באמצעות תפר ריצה מפוליפרופילן 6/0 (איור 3A,B). שטפו את המהדקים הדיסטליים והפרוקסימליים לפני סיום תפירת השקית.
    10. הגן על כלי הדם ועל המבנים הסמוכים באמצעות תמיסת מלח חמה והפרינית במהלך ההליך המיקרו-כירורגי.
    11. ברגע שהתותבת או השקית האוטולוגית נתפרת ל-CCA, בדקו שאין דימום (איור 3C,D). ראשית, הסר את מהדק כלי הדם של הבולדוג הגולגולתי, ולאחר מכן את הזנב.
    12. בצע המוסטזיס על ידי הפעלת לחץ עם ספוגיות רטובות אם יש דימום מקו התפר. במידת הצורך, יש להחיל מתיחה על לולאות כלי הדם, או להחליף את מהדקי כלי הדם של הבולדוג ולבצע תפרים המוסטטיים באתר הדימום. במידת הצורך, הניחו חתיכת ספוג ג'לטין המוסטטי סביב התותבת.
    13. בדוק את הגולגולת הדופק של CCA לשק המפרצת כדי לוודא שהתאוששה סבלנות הצוואר הנכונה.
    14. סגור את החתך הניתוחי בשכבות באמצעות 2/0 תפרים נספגים ואת העור בתפרים בודדים עם 0 תפרים שאינם נספגים.
    15. יש לתת בופרנורפין (10 מיקרוגרם/ק"ג/12 שעות) תוך שרירי במהלך 24 השעות הראשונות ולהניח מדבקת שחרור פנטניל טרנסדרמי (25 מיקרוגרם/שעה) לאחר ההליכים הכירורגיים כדי להשיג משככי כאבים לאחר הניתוח.
    16. הפחת את הסבופלורן הנשאף והגדל את קצב זרימת הגז הטרי (20 ליטר לדקה) כדי להשיג תנאי התאוששות. הסר את הצינור האנדוטרכיאלי כאשר בעלי החיים נושמים באופן ספונטני ופרמטרים פיזיולוגיים התאוששו, כגון ריווי חמצן וקצב לב.
      הערה: הגז הטרי הוא תערובת של O2 טהור (100%) ואוויר רפואי (21% O2). לבסוף, חלק החמצן הנשאב הוא 50% עד 45% (FiO2 = 0.5-0.45).
    17. אל תשאיר את בעלי החיים ללא השגחה עד שהם חזרו להכרה מספקת כדי לשמור על שכיבה על החזה.
    18. שמור על בעלי החיים שעברו ניתוח מבודדים מבעלי חיים אחרים עד להחלמה מלאה.

3. בדיקת אנגיוגרפיה ושלב לאחר הניתוח

  1. המתן 24-48 שעות כדי למנוע פגיעה בקו התפר.
  2. להרדים את החיה שוב כמתואר לעיל ולגלח את אזור המפשעה. הכן את האזור עם פובידון-יוד והחל וילון סטרילי.
  3. גש לעורק הירך באמצעות טכניקת Seldinger שהשתנתה עם מעטפת היכרות 6Fr.
  4. הכנס קטטר צייד ראשים 5Fr דרך נדן הירך מעל 0.035 בחוט מנחה הידרופילי. בהנחיה פלואורוסקופית, קדם את הצנתר הזה למקור ה-CCA והסר את חוט ההנחיה.
  5. הזרקת מדיום ניגוד (חומצה אמידוטריזואית מדוללת ל-50% עם תמיסת מלח) דרך קטטר צייד הראשים כדי לדמות את ה-CCA עם מודל מפרצת.
  6. לאחר שהאנגיוגרפיה מאשרת יצירת מודל מפרצת נכונה, השתמש במודלים של בעלי חיים למחקר או לאימון הליכי טיפול אנדווסקולריים.
  7. המתת חסד של בעלי החיים כאשר הלימודים או קורסי ההכשרה מסתיימים במתן תוך ורידי קטלני של אשלגן כלורי (2 ממול/ק"ג) בהרדמה עמוקה.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

הטכניקה המוצגת שימשה למטרות שונות, כלומר מחקר על ריפוי מפרצת לאחר פיתול והכשרה בטכניקות אמבוליזציה. שקיות ורידיות שימשו לבדיקת ריפוי דיפרנציאלי באמצעות סלילי פלטינה וביו-אקטיביים כאחד. השקיות נתפרו כמתואר לעיל, ו-24 שעות לאחר יצירת המודל, התקבלה אנגיוגרמה כדי לתעד את המ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

ישנן טכניקות שונות ליצירת מודלים של חיות מפרצת המבוססות על מטרת המחקר. חלק מהפרוטוקולים של מודל המפרצת כוללים הליכים כירורגיים בשילוב עם יתר לחץ דם או השראת מתח המודינמי על ידי מתן אנגיוטנסין II, כריתת כליות או דיאטה עתירת מלח, בין היתר, מכיוון שהמטרה העיקרית של מחקרים אל?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

למחברים אין ניגודי אינטרסים לחשוף.

Acknowledgements

המחקר בוצע על ידי ICTS 'NANBIOSIS', ליתר דיוק על ידי U-21 (חדרי ניתוח ניסיוניים), U-22 (דיור לבעלי חיים) ו-U-24 (הדמיה רפואית) של המרכז לכירורגיה זעיר פולשנית Jesús Usón (JUMISC). עבודה זו מומנה על ידי Instituto de Salud Carlos III (CB16/11/00494) ו-Consejeria de Economía, Ciencia y Agenda Digital, Junta de Extremadura (GR21201), במימון משותף של הקרן האירופית לפיתוח אזורי "דרך להפוך את אירופה". המחברים מודים לכל העבודה שבוצעה על ידי דיור בעלי החיים, טכנאי הניסוי וחואקין גונזלס על צילום ההליך הכירורגי.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Acetylsalicylic acidSanofi700693500 mg tablets
Amidotrizoic acidBayer Hispania914614.6Contrast medium 76%
Anesthesia MachineMaquet Clinical Care AB6677200Maquet Flow-i C20
Bulldog vascular clampDimeda12.092.077.5 cm
BuprenorphineRichter Pharma Ag5788160.3 mg/mL
ClopidogrelSandoz70400575 mg tablets
Contrast mediumBayer Hispania914614Urografin 36%
DissectorDimeda12.421.0121 cm
Fentanyl MatrixKern Pharma664823Transdermic release patch 25 µg/h
Fluoroscopy equipmentPhilips Medical SystemsVeradius Unity
Hemostatic gelatin spongeTakeda Farmaceutica España, SA324459Absorbable hemostatic agent. Espongostan
Head hunter catheterBoston ScientificRF*YB15110M5 Fr 100 cm
HeparinRovi641639Heparin 5%
Hydrophilic guidewireTerumoRF*GA35153M0.035” 150 cm
Introducer sheathTerumoRS*B60N10MQ6 Fr 10 cm
KetamineRichter Pharma Ag580395100 mg/mL
KetorolacLaboratorios Normon, S.A.60307930 mg/mL
Micro-forcepsS&TJFA-5b (1:1)Forceps for microsugery
Micro-needle holderS&TCurved C-14 (Art nº 00088)Needle holder for microsurgery
MicroscissorsS&TAdventitia SAS-15 R-8 (Art nº 00102)Straight- scissors for microsurgery
Needle holderDimeda24.114.1212 cm
NimodipineBayer Hispania, S.L64196910 mg/50 mL
Povidone-iodineCV Medica193203Povidone iodine solution (10%)
PropofolOrion Corporation58847510 mg/mL
PTFE prosthesisMaquetM00201501086B0Synthetic prosthesis 6mm
RemifentanilLaboratorios Normon, S.A.6922952 mg
Scalpel handleDimeda06.104.0013.5 cm
Scissors (Mayo)Dimeda07.164.1414.5 cm
Scissors  (Metzenbaum)Dimeda07.287.1515 cm
Surgical bladesDimeda06.122.0022
Sutures: absorbable sutureMedtronicGL-1232/0
Sutures: poplypropylene sutureAragó378036/0 and 7/0
SwabsTexpol1063.0120 x 20 cm
Tissue forcepsDimeda10.102.11 /10.120.1111.5 cm
Vascular glueHistoacryl Braun1050060Tissue adhesive
Vessel loopsBraunB10952181.5 mm diammeter
WeitlanerDimeda18.670.1414 cm

References

  1. Keedy, A. An overview of intracranial aneurysms. Mcgill Journal of Medicine. 9 (2), 141-146 (2006).
  2. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
  3. Diaz, O., Rangel-Castilla, L. Endovascular treatment of intracranial aneurysms. Handbook of Clinical Neurology. 136, 1303-1309 (2016).
  4. Texakalidis, P., et al. Aneurysm formation, growth, and rupture: the biology and physics of cerebral aneurysms. World Neurosurgery. 130, 277-284 (2019).
  5. Petridis, A. K., et al. Aneurysmal subarachnoid hemorrhage: diagnosis and treatment. Deutsches Ärzteblatt International. 114 (13), 226-236 (2017).
  6. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: A systematic review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
  7. Diana, F., et al. Microsurgical clipping versus newer endovascular techniques in treatment of unruptured anterior communicating artery-complex aneurysms: a meta-analysis and systematic review. Neurosurgical Review. , (2021).
  8. Fernández-portales, J., et al. Modelos animales en el aprendizaje de cardiología intervencionista. Revista Española de Cardiologia Suplementos. 13, 40-46 (2013).
  9. Boillat, G., et al. Creation of two saccular elastase-digested aneurysms with different hemodynamics in one rabbit. Journal of Visualized Experiments. 170, 62518(2021).
  10. Marbacher, S., Strange, F., Frösén, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  11. Murayama, Y., et al. Ion implantation and protein coating of detachable coils for endovascular treatment of cerebral aneurysms: concepts and preliminary results in swine models. Neurosurgery. 40 (6), 1233-1244 (1997).
  12. da Silva Júnior, S. L., et al. Stable experimental model of carotid artery saccular aneurysm in swine using the internal jugular vein. Revista do Colegio Brasileiro de Cirurgioes. 40, 130-136 (2013).
  13. Crisóstomo, V., et al. Common swine models of cardiovascular disease for research and training. Lab Animal. 45 (2), 67-74 (2016).
  14. Cobo, A. A., et al. Anesthesia protocols used to create ischemia reperfusion myocardial infarcts in swine. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 59 (5), 478-487 (2020).
  15. Musk, G. C., King, M., He, B. Horner Syndrome in 2 Pigs (Sus scrofa) after Vascular Grafting of the Carotid Artery and Jugular Vein. Comparative Medicine. 67 (6), 518-523 (2017).
  16. Mocco, J., et al. Aneurysm morphology and prediction of rupture: An international study of unruptured intracranial aneurysms analysis. Neurosurgery. 82 (4), 491-495 (2018).
  17. Lee, D., et al. Thrombus organization and healing in the swine experimental aneurysm model. Part I. A histological and molecular analysis. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 94-108 (2007).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

PTFE

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved