교육 및 연구를 위한 동맥류 질환의 돼지 모델

요약

신경방사선학 교육 과정 및 연구 연구를 위한 두 가지 다른 동맥류 돼지 모델에 대한 설명. 이 연구는 이러한 동맥류 돼지 모델 생성의 타당성과 임상 환경에 가까운 재현 가능한 방법에 대한 증거를 제공합니다.

초록

대형 동물 모델, 특히 돼지는 심혈관 질환 및 치료법을 연구하고 훈련 목적으로 널리 사용됩니다. 이 논문은 연구자들이 동맥류 질환에 대한 새로운 치료법을 연구하는 데 도움이 될 수 있는 두 가지 동맥류 돼지 모델에 대해 설명합니다. 이 동맥류 모델은 돼지의 경동맥에 조직 주머니를 외과적으로 추가하여 만듭니다. 모델을 연구에 사용하는 경우 파우치는 자율적이어야 합니다. 훈련 목적으로는 합성 파우치로 충분합니다.

먼저 우측 외경정맥(EJV)과 우측 총경동맥(CCA)을 수술로 노출시켜야 합니다. EJV는 결찰되어 있으며 짧은 분절로 만들어진 정맥 주머니입니다. 그런 다음 이 주머니를 CCA에서 수행되는 타원형 동맥 절개술로 봉합합니다. 동물은 모델을 만드는 동안 헤파린 상태를 유지해야 하며, 혈관 경련을 줄이기 위해 국소 혈관 확장제를 사용할 수 있습니다. 봉합이 완료되면 정확한 혈류를 검사하고 봉합선과 혈관 개통부의 출혈 여부를 확인해야 합니다. 마지막으로, 외과적 절개 부위를 여러 층으로 봉합하고 동맥류 모델을 이미지화하기 위해 혈관 조영술을 수행합니다.

침습성과 수술 시간을 줄이는 이 동맥류 경동맥 모델을 단순화한 것은 정맥 주머니가 아닌 합성 주머니를 사용하는 것입니다. 이를 위해 폴리테트라플루오로에틸렌(PTFE) 보철물의 한 부분으로 파우치를 미리 조정하고, 한쪽 끝은 폴리프로필렌 혈관 봉합사를 사용하여 봉합하고 수술 전에 멸균합니다. 그런 다음 이 "주머니"는 설명된 대로 CCA에서 수행되는 동맥 절개술에 부착됩니다.

이러한 모델은 동맥류 형성과 관련된 많은 생리병리학적 사건을 재현하지는 않지만 임상 환경에서 발견되는 상황과 혈역학적으로 유사합니다. 따라서 연구 또는 교육 목적으로 사용할 수 있으므로 의사는 인체 시스템에 가까운 동물 모델에서 다양한 혈관 내 기술을 배우고 실습할 수 있습니다.

서문

두개내 동맥류(IA)는 파열 시 사망률이 최대 50%에 달하는 심각한 뇌혈관 질환입니다. 이는 비교적 흔하고 잠재적으로 치명적일 수 있는 질환으로, 혈관 조영술 연구에서 3.6%에서 6% 사이의 유병률이 보고되었습니다¹. 두개내 혈관이 비정상적으로 확장되고 흡연, 고혈압, 과도한 알코올 섭취 또는 노화 증가를 포함하되 이에 국한되지 않는 여러 요인 위험 요인으로 인해 팽창을 겪습니다. 치료하지 않고 방치하면 IA가 자연 파열되어 지주막하 출혈(SAH)이 발생할 수 있으며, 이는 심각한 이환율과 사망의 원인이 될 수 있습니다 ^2,3,4. 또한, 환자의 1/3은 입원 또는 간호가 필요하고, SAH 환자의 30%만이 독립적인 생활로 복귀할 수 있기 때문에 인간에게 심각한 질병 부담을 안겨주고 있으며, 이는 실제로 동물 실험의 필요성을 정당화한다⁵.

요즘에는 IA 파열 및 출혈 위험이 높은 환자는 주로 혈관 내 코일링, 미세 수술 클리핑 또는 흐름 전환 스텐트에 의해 폐색으로 치료됩니다 ^6,7. 국제지주막하동맥류임상시험(International Subarachnoid Aneurysm Trial, ISAT)에 의해 혈관내 시술이 평가된 결과, 코일링이 더 안전하고 덜 침습적이므로 미세수술 요법보다 부작용이 적다는 것이 입증되었다³. 이러한 이유로 혈관내 시술은 IA 치료에 사용되는 가장 일반적인 기법이다³. 의사가 이러한 최소 침습 시술을 올바르게 수행하기 위해서는 전문 교육이 필요합니다⁸.

더욱이, IA 치료를 위한 새로운 기기 또는 치료법의 개발은 임상 환경으로 전환하기 전에 전임상 연구에서 잘 확립되고 테스트되어야 합니다 ^6,9. 연구 또는 교육 목적의 주요 목적에 따라 다양한 IA 실험 동물 모델이 있습니다. 이러한 모델은 한계와 장점이 있는 수많은 종에서 수행되었습니다. 그러나 이들 모두는 동물에서 자연적인 IA가 없기 때문에 인위적인 유도 또는 외과적 창조를 수반합니다 2,6,9,10,11,12.

인간의 병태생리를 완벽하게 재현한 동물 모델은 없지만, IA 연구에서는 설치류와 같은 작은 동물이 가장 자주 사용됩니다⁶. 큰 종은 일반적으로 새로운 혈관 내 장치의 개발 또는 치료 중재에 대한 교육을 위해 사용됩니다². 대형 동물 모델 중에서는 돼지를 사용하여 IA 장애 및 치료법을 연구하고 교육 과정을 수행하는 것이 일반적입니다. 이는 수술 과정을 견딜 수 있는 능력과 인간의 대뇌 혈관과 비교할 때 혈관 직경 및 혈류가 유사하기 때문입니다 ^2,13.

IA 동물 모델 생성을 위한 선택 방법은 혈관 조영술 또는 조직학적 종점 평가 여부와 같은 각 개별 연구 프로젝트의 주요 목표에 따라 다릅니다. 이러한 의미에서 외과적 결찰술이나 CCA에 조직의 자가 주머니를 추가하여 만든 모델은 IA 성장 연구에 사용됩니다. 연구의 1차 종점이 IA 파열인 경우 수술 모델을 고혈압 유도와 결합해야 합니다. 모델이 훈련 목적으로 사용되는 경우, 고혈압 없이 CCA에 봉합된 합성 파우치를 사용하여 기술을 단순화할 수 있습니다⁶.

이 논문은 연구자들이 IA 질환에 대한 새로운 치료법이나 혈관 내 중재술에 대한 교육을 연구하는 데 도움이 될 수 있는 두 가지 다른 동맥류 돼지 모델에 대해 설명합니다. 이러한 동맥류 모델은 돼지의 CCA에 조직 주머니를 외과적으로 추가하여 만듭니다. 모델을 연구에 사용할 때 파우치는 자율성이므로 외인성 물질의 간섭 없이 배제 후 동맥류의 치유를 연구할 수 있는 기능을 제공합니다. 교육 목적으로는, 절차를 재현하기 위해 혈관내 해부학적 구조를 요약하는 합성 파우치로 충분합니다.

프로토콜

이 실험은 Jesús Usón 최소 침습 수술 센터의 윤리 위원회의 승인을 받았으며 모든 절차는 스페인 칙령 53/2013 및 유럽 규정(2010/63/EC)에 따라 수행되었습니다.

1. 수술 전 준비 및 마취

1. 무게가 35-40kg인 큰 흰 돼지를 개별적으로 수용하며 하루에 한 번 물과 사료를 무료로 이용할 수 있습니다. 개입 날짜 2주 전에 적응하여 임상 검사를 수행하고 조용한 질병을 감지할 시간을 허용합니다.
2. 연구 중 혈전성 사건을 예방하기 위해 아세틸살리실산(1g/동물/24시간) 및 클로피도그렐(75mg/동물/24시간)을 모델 유도 7일 전부터 IA 요법까지 투여합니다.
3. 케타민(10mg/kg)을 24시간의 공복 기간 후 근육 주사합니다. 10분 후, 1% 프로포폴을 정맥 주사(3mg/kg)하여 마취를 유도합니다.
4. 기관내 삽관 후 흡입 세보플루란을 사용하여 마취를 유지합니다(3%-4.5% 흡기 분획). 기관내관을 0.5-1L/min의 새 가스 유속으로 인공호흡기에 부착된 반폐쇄형 원형 마취 회로에 연결합니다.
5. 정상캅니아(35-45mmHg CO₂)를 얻으려면 8-10mL/kg의 일회 호흡량으로 환기를 조절합니다. 케토롤락(1mg/kg)과 트라마돌(1mg/kg)의 초기 정맥 주사와 지속적인 레미펜타닐 주입(15-18μg/kg/h)으로 적절한 수술 중 진통제를 확보합니다.
6. 무의식(최면), 통증에 대한 무감각, 근육 이완, 반사 반응의 부재 등을 고려하여 적절한 동물 마취 평면을 확인한다¹⁴.
7. 마취 중 건조를 방지하기 위해 수술 중 수의사 연고를 눈에 사용하십시오.
8. 마취된 동물을 수술대에서 누운 자세로 고정합니다. 동물의 목을 면도하고, 포비돈 요오드로 문지르고, 멸균 상태에서 드레이프합니다.
9. 멸균 장갑과 재료를 사용하여 멸균 상태에서 모든 절차를 수행하십시오.

2. 수술

1. 외과적 접근법
   1. 목 정중선 오른쪽으로 10-2cm 길이의 세로 피부 절개를 수행합니다.
2. 파우치 테일러링
   1. 자가 파우치
      1. EJV를 노출시키기 위해 피하 및 지방 조직을 절개하고 지혈을 수행합니다.
      2. 결합 조직에서 오른쪽 흉두증 근육을 분리하고 Weitlaner 견인기로 수축시켜 EJV 노출을 용이하게 합니다.
      3. CCA보다 측면적이고 더 깊은 EJV를 노출하고 식별합니다(그림 1A).
      4. 두 개의 불독 혈관 클램프를 사용하여 정맥 분절 추출 중 혈관 내부의 혈류를 차단합니다.
      5. EJV의 15-20mm 세그먼트를 분리하여 자가 파우치를 얻습니다.
      6. EJV의 근위부 및 원위부 끝을 접합합니다.
      7. 추출된 정맥 분절을 간경화염수(5,000 IU/L)로 세척합니다.
      8. 절제된 EJV의 내부를 확인하고 정맥 판막이 없는 7-8mm 길이의 세그먼트를 선택합니다.
      9. 한쪽 끝을 7/0 폴리프로필렌 러닝 봉합사로 닫아 이 세그먼트를 파우치로 만듭니다(그림 1B).
      10. 사용할 때까지 파우치를 헤파린 식염수에 담가 두십시오.
      11. 결찰된 EJV에서 출혈이 없는지 확인합니다.
   2. 합성 파우치
      1. PTFE 보철물에서 1cm 길이의 세그먼트를 자릅니다(생성될 동맥류 크기에 따라 직경 6-8mm).
      2. 6/0 폴리프로필렌 혈관 봉합사를 사용하여 한쪽 끝을 봉합합니다. 봉합선에서 출혈이 발생하지 않도록 혈관 접착제로 보철물의 닫힌 부분을 밀봉합니다.
      3. 외과적 동맥류를 생성하기 전에 이 합성 이식편을 살균하십시오.
3. 동맥류 생성 수술
   1. CCA를 노출시키기 위해 피하 및 지방 조직을 절개하고 지혈을 수행합니다.
   2. 주변 결합 조직에서 오른쪽 흉두증 근육을 분리하고 Weitlaner 견인기로 수축시켜 CCA 노출을 용이하게 합니다.
   3. CCA를 식별합니다. 노출된 CCA의 두개골과 원위 끝에 2개의 실리콘 용기 루프를 놓습니다(그림 2A). 이 혈관의 5cm를 절개하고 해부기로 외막을 제거합니다(그림 2B). 이 수술을 받는 동안에는 호너 증후군을 유발할 수 있는 미주신경이 손상되지 않도록 주의해야 합니다.
   4. 혈관 경련을 예방하기 위해 혈관 확장제(예: 니모디핀 1-2mL, 10mg/50mL)를 국소적으로 투여합니다.
   5. CCA 크로스클램핑 5분 전에 헤파린을 정맥 주사(150IU/kg)합니다.
   6. CCA의 꼬리 절개 부분에 불독 혈관 클램프 하나를 배치하고 혈관의 두개골 부분에서 4-5cm 떨어진 곳에 다른 불독 혈관 클램프를 놓습니다(그림 2C).
   7. 마이크로가위를 사용하여 두 개의 불독 혈관 클램프 사이의 CCA에서 8mm 타원형 동맥 절개술을 수행합니다(그림 2D).
   8. heparinized saline solution(5,000 IU/L)을 사용하여 CCA 세그먼트를 intraluminally로 세척합니다.
   9. 6/0 폴리프로필렌 러닝 봉합사를 사용하여 자가 또는 합성 파우치를 타원형 동맥 절개술에 봉합합니다(그림 3A, B). 파우치 봉합사를 완료하기 전에 원위 및 근위 클램프를 세척하십시오.
   10. 미세수술 시술 중에 따뜻한 헤파린 식염수로 혈관과 주변 구조물을 보호하십시오.
   11. 보철물 또는 자가 파우치를 CCA에 봉합한 후 출혈이 없는지 확인합니다(그림 3C, D). 먼저 두개골 불독 혈관 클램프를 제거한 다음 꼬리 클램프를 제거합니다.
   12. 봉합선에서 약간의 출혈이 있는 경우 젖은 면봉으로 압력을 가하여 지혈을 수행합니다. 필요한 경우 혈관 루프에 견인을 적용하거나 불독 혈관 클램프를 교체하고 출혈 부위에서 지혈 봉합을 수행합니다. 필요한 경우 보철물 주위에 지혈 젤라틴 스폰지 조각을 놓습니다.
   13. CCA 맥박, 두개골에서 동맥류낭을 검사하여 올바른 경동맥 개통이 회복되었는지 확인합니다.
   14. 절개 부위는 2/0 흡수성 봉합사를 사용하여 여러 겹으로 봉합하고 0 비흡수성 봉합사로 단일 봉합사로 피부를 봉합합니다.
   15. 처음 24시간 동안 부프레노르핀(10μg/kg/12시간)을 근육 주사로 투여하고 수술 후 펜타닐 경피 방출 패치(25μg/h)를 배치하여 수술 후 진통을 달성합니다.
   16. 흡입된 세보플루란을 줄이고 새 가스 유량(20L/min)을 증가시켜 회수 조건을 얻습니다. 동물이 자발적으로 호흡하고 산소 포화도 및 심박수와 같은 생리학적 매개변수가 회복되면 기관내관을 제거합니다.
       알림: 신선한 가스는 순수한 O₂ (100 %)와 의료용 공기 (21 % O₂)의 혼합물입니다. 마지막으로, 흡기 산소의 분율은 50 %에서 45 % (FiO₂ = 0.5-0.45)입니다.
   17. 동물이 흉골 누운 상태를 유지할 수 있을 만큼 충분한 의식을 회복할 때까지 동물을 방치하지 마십시오.
   18. 수술을 받은 동물이 완전히 회복될 때까지 다른 동물과 격리되어 있어야 합니다.

3. 혈관조영술 검사 및 수술 후 단계

1. 봉합사 라인이 손상되지 않도록 24-48시간 동안 기다리십시오.
2. 위에서 설명한 대로 동물을 다시 마취하고 사타구니 부위를 면도합니다. 포비돈 요오드로 영역을 준비하고 멸균 드레이핑을 적용합니다.
3. 6Fr 도입부 덮개와 함께 수정된 Seldinger 기술을 사용하여 대퇴 동맥에 접근합니다.
4. 5인치 친수성 가이드와이어 위의 대퇴골 덮개를 통해 0.035Fr 헤드헌터 카테터를 삽입합니다. 형광 투시의 안내에 따라 이 카테터를 CCA의 원점으로 전진시키고 가이드와이어를 제거합니다.
5. 헤드헌터 카테터를 통해 조영제(식염수로 50%로 희석된 아미도트리생산)를 주입하여 동맥류 모델로 CCA를 이미지화합니다.
6. 혈관 조영술에서 올바른 동맥류 모델 생성이 확인되면 연구 또는 혈관 내 치료 절차 교육에 동물 모델을 사용합니다.
7. 연구 또는 훈련 과정이 깊은 마취 상태에서 염화칼륨(2mmol/kg)의 치명적인 정맥 투여로 끝나면 동물을 안락사시킵니다.

결과

제시된 기술은 다양한 목적, 즉 코일링 후 동맥류 치유에 대한 연구 및 색전술 기술 교육에 사용되었습니다. 정맥 파우치는 백금 코일과 생체 활성 코일을 모두 사용하여 감별 치유를 테스트하는 데 사용되었습니다. 위와 같이 파우치를 봉합하고, 모델 생성 후 24시간 후에 동맥류의 치수와 모양을 문서화하기 위해 혈관 조영술을 얻었습니다. 혈관내 코일 색전술은 모든 ?...

토론

연구의 목적에 따라 동맥류 동물 모델을 만드는 다양한 기술이 있습니다. 일부 동맥류 모델 프로토콜에는 안지오텐신 II 투여에 의한 고혈압 또는 혈역학적 스트레스 유도와 결합된 수술 절차, 신장 절제술 또는 고염 식단이 포함되는데, 이러한 연구의 주요 목적이 동맥류 파열 연구이기 때문입니다. 그러나 본 연구에서는 이러한 동물모델이 새로운 혈관내 장치 또는 시?...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
Acetylsalicylic acid	Sanofi	700693	500 mg tablets
Amidotrizoic acid	Bayer Hispania	914614.6	Contrast medium 76%
Anesthesia Machine	Maquet Clinical Care AB	6677200	Maquet Flow-i C20
Bulldog vascular clamp	Dimeda	12.092.07	7.5 cm
Buprenorphine	Richter Pharma Ag	578816	0.3 mg/mL
Clopidogrel	Sandoz	704005	75 mg tablets
Contrast medium	Bayer Hispania	914614	Urografin 36%
Dissector	Dimeda	12.421.01	21 cm
Fentanyl Matrix	Kern Pharma	664823	Transdermic release patch 25 µg/h
Fluoroscopy equipment	Philips Medical Systems		Veradius Unity
Hemostatic gelatin sponge	Takeda Farmaceutica España, SA	324459	Absorbable hemostatic agent. Espongostan
Head hunter catheter	Boston Scientific	RF*YB15110M	5 Fr 100 cm
Heparin	Rovi	641639	Heparin 5%
Hydrophilic guidewire	Terumo	RF*GA35153M	0.035” 150 cm
Introducer sheath	Terumo	RS*B60N10MQ	6 Fr 10 cm
Ketamine	Richter Pharma Ag	580395	100 mg/mL
Ketorolac	Laboratorios Normon, S.A.	603079	30 mg/mL
Micro-forceps	S&T	JFA-5b (1:1)	Forceps for microsugery
Micro-needle holder	S&T	Curved C-14 (Art nº 00088)	Needle holder for microsurgery
Microscissors	S&T	Adventitia SAS-15 R-8 (Art nº 00102)	Straight- scissors for microsurgery
Needle holder	Dimeda	24.114.12	12 cm
Nimodipine	Bayer Hispania, S.L	641969	10 mg/50 mL
Povidone-iodine	CV Medica	193203	Povidone iodine solution (10%)
Propofol	Orion Corporation	588475	10 mg/mL
PTFE prosthesis	Maquet	M00201501086B0	Synthetic prosthesis 6mm
Remifentanil	Laboratorios Normon, S.A.	692295	2 mg
Scalpel handle	Dimeda	06.104.00	13.5 cm
Scissors (Mayo)	Dimeda	07.164.14	14.5 cm
Scissors  (Metzenbaum)	Dimeda	07.287.15	15 cm
Surgical blades	Dimeda	06.122.00	22
Sutures: absorbable suture	Medtronic	GL-123	2/0
Sutures: poplypropylene suture	Aragó	37803	6/0 and 7/0
Swabs	Texpol	1063.01	20 x 20 cm
Tissue forceps	Dimeda	10.102.11 /10.120.11	11.5 cm
Vascular glue	Histoacryl Braun	1050060	Tissue adhesive
Vessel loops	Braun	B1095218	1.5 mm diammeter
Weitlaner	Dimeda	18.670.14	14 cm