Schweinemodelle für aneurysmatische Erkrankungen für Ausbildung und Forschung

Zusammenfassung

Beschreibung von zwei verschiedenen aneurysmatischen Schweinemodellen für neuroradiologische Ausbildungskurse und Forschungsstudien. Diese Studie liefert den Beweis für die Machbarkeit dieser Aneurysma-Schweinemodellerstellung und der reproduzierbaren Methoden, die dem klinischen Umfeld nahe kommen.

Zusammenfassung

Großtiermodelle, insbesondere Schweine, werden häufig zur Erforschung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen und Therapien sowie zu Trainingszwecken eingesetzt. In dieser Arbeit werden zwei verschiedene aneurysmatische Schweinemodelle beschrieben, die Forschern helfen können, neue Therapien für aneurysmatische Erkrankungen zu untersuchen. Diese Aneurysmamodelle werden durch chirurgisches Hinzufügen eines Gewebebeutels zu den Halsschlagadern bei Schweinen hergestellt. Wenn das Modell für Forschungszwecke verwendet wird, muss der Beutel autolog sein; Für Trainingszwecke reicht ein synthetischer Beutel aus.

Zunächst müssen die rechte Vena jugularis externa (EJV) und die rechte Arteria carotis communis (CCA) operativ freigelegt werden. Das EJV besteht aus einem ligierten Venenbeutel und einem Venenbeutel, der aus einem kurzen Segment besteht. Dieser Beutel wird dann mit einer elliptischen Arteriotomie vernäht, die in der CCA durchgeführt wird. Die Tiere müssen während der Modellerstellung heparinisiert gehalten werden, und lokale Vasodilatatoren können verwendet werden, um Vasospasmen zu verringern. Sobald die Naht abgeschlossen ist, sollte der korrekte Blutfluss überprüft werden, indem auf Blutungen aus der Nahtleitung und die Durchgängigkeit des Gefäßes überprüft wird. Abschließend wird der chirurgische Schnitt durch Schichten verschlossen und eine Angiographie durchgeführt, um das Aneurysmamodell abzubilden.

Eine Vereinfachung dieses aneurysmatischen Karotismodells, die die Invasivität und die Operationszeit verringert, ist die Verwendung eines synthetischen anstelle eines venösen Beutels. Zu diesem Zweck wird im Vorfeld ein Beutel mit einem Segment einer Prothese aus Polytetrafluorethylen (PTFE) angefertigt, dessen ein Ende mit einer Gefäßnaht aus Polypropylen eng vernäht und vor der Operation sterilisiert wird. Dieser "Sack" wird dann an eine Arteriotomie angeschlossen, die in der CCA wie beschrieben durchgeführt wird.

Obwohl diese Modelle viele der physiopathologischen Ereignisse im Zusammenhang mit der Aneurysmabildung nicht reproduzieren, ähneln sie hämodynamisch der Situation im klinischen Umfeld. Daher können sie zu Forschungs- oder Ausbildungszwecken eingesetzt werden, so dass Ärzte verschiedene endovaskuläre Techniken in Tiermodellen erlernen und üben können, die dem menschlichen System nahe stehen.

Einleitung

Das intrakranielle Aneurysma (IA) ist eine schwere zerebrovaskuläre Erkrankung, die mit einer Sterblichkeitsrate von bis zu 50 % bei einem Riss einhergeht. Es handelt sich um eine relativ häufige und potenziell tödliche Erkrankung, mit einer Prävalenz zwischen 3,6 % und 6 % in angiographischen Studien¹. Die intrakraniellen Gefäße sind abnormal erweitert und erleiden eine Dehnung aufgrund multifaktorieller Risikofaktoren, einschließlich, aber nicht beschränkt auf Rauchen, Bluthochdruck, übermäßigen Alkoholkonsum oder zunehmendes Alter. Unbehandelt kann die IA spontan rupturieren, was zu einer Subarachnoidalblutung (SAB) führt, die für eine signifikante Morbidität und den Tod verantwortlich ist ^2,3,4. Darüber hinaus benötigt ein Drittel der Patienten einen Krankenhausaufenthalt oder eine pflegerische Versorgung, und nur 30 % der Patienten mit SAB können zu einem selbstständigen Leben zurückkehren, was eine ernsthafte Krankheitslast beim Menschen darstellt, die tatsächlich die Notwendigkeit von Tierversuchen rechtfertigt⁵.

Heutzutage werden Patienten mit hohem Risiko für IA-Rupturen und Blutungen mit Okklusion hauptsächlich durch endovaskuläres Coiling, mikrochirurgisches Clipping oder flussumleitende Stents behandelt ^6,7. Das endovaskuläre Verfahren wurde im Rahmen der International Subarachnoid Aneurysma Trial (ISAT) evaluiert, die zeigt, dass das Coiling sicherer und weniger invasiv ist und daher weniger signifikante Nebenwirkungen hat als die mikrochirurgische Therapie³. Aus diesen Gründen sind die endovaskulären Verfahren die gebräuchlichsten Techniken zur Behandlung der IA³. Für die korrekte Durchführung dieser minimalinvasiven Eingriffe ist eine spezielle Ausbildung erforderlich⁸.

Darüber hinaus muss die Entwicklung neuer Geräte oder Therapien für die Behandlung von IA gut etabliert und in präklinischen Studien getestet werden, bevor sie in das klinische Umfeld übertragen werden^{können 6,9}. Es gibt verschiedene IA-Versuchstiermodelle, je nach dem Hauptziel der Forschungs- oder Ausbildungszwecke. Diese Modelle wurden bei zahlreichen Arten mit ihren Einschränkungen und Vorteilen durchgeführt. Alle von ihnen beinhalten jedoch eine künstliche Induktion oder chirurgische Erzeugung aufgrund des Fehlens natürlicher IA bei Tieren 2,6,9,10,11,12.

Obwohl kein Tiermodell die menschliche Pathophysiologie perfekt reproduziert, werden Kleintiere, wie z. B. Nagetiere, am häufigsten in IA-Forschungsstudien verwendet⁶. Große Spezies werden in der Regel für die Entwicklung neuer endovaskulärer Geräte oder die Ausbildung in therapeutischen Interventionen eingesetzt². Unter Großtiermodellen ist es üblich, Schweine zur Erforschung von IA-Erkrankungen und -Therapien sowie für Schulungskurse zu verwenden. Dies liegt an ihrer Fähigkeit, den chirurgischen Eingriff zu tolerieren, und ihrem ähnlichen Gefäßdurchmesser und Blutfluss im Vergleich zu menschlichen Hirngefäßen ^2,13.

Die Methode der Wahl für die Erstellung von IA-Tiermodellen hängt vom Hauptziel des jeweiligen Forschungsprojekts ab, z. B. davon, ob angiographische oder histologische Endpunkte evaluiert werden. In diesem Sinne werden Modelle, die durch chirurgische Ligatur oder durch Hinzufügen eines autologen Gewebebeutels zum CCA erstellt wurden, für die IA-Wachstumsforschung verwendet. Chirurgische Modelle müssen mit einer Hypertonie-Induktion kombiniert werden, wenn der primäre Endpunkt der Studie die IA-Ruptur ist. Wenn das Modell zu Trainingszwecken verwendet wird, kann die Technik vereinfacht werden, indem ein synthetischer Beutel auf den CCA genäht wird, ohne dass Bluthochdruck^{erforderlich ist 6}.

In diesem Artikel werden zwei verschiedene aneurysmatische Schweinemodelle beschrieben, die Forschern helfen können, neue Therapien zu untersuchen oder endovaskuläre Interventionen für IA-Erkrankungen zu schulen. Diese Aneurysmamodelle werden durch chirurgisches Hinzufügen eines Gewebebeutels zum CCA bei Schweinen erstellt. Wenn das Modell für die Forschung verwendet wird, ist der Beutel autolog, was die Möglichkeit bietet, die Heilung des Aneurysmas nach dem Ausschluss ohne die Beeinträchtigung durch exogenes Material zu untersuchen. Zu Trainingszwecken genügt ein synthetischer Beutel, der die endovaskuläre Anatomie rekapituliert, um den Eingriff zu reproduzieren.

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Protokoll

Das Experiment wurde von der Ethikkommission des Zentrums für minimalinvasive Chirurgie Jesús Usón genehmigt, und alle Eingriffe wurden gemäß dem spanischen Königlichen Dekret 53/2013 und der europäischen Verordnung (2010/63/EG) durchgeführt.

1. Präoperative Vorbereitung und Anästhesie

1. Halten Sie große Weißschweine mit einem Gewicht von 35-40 kg einzeln, mit freiem Zugang zu Wasser und Futter einmal am Tag. Akklimatisieren Sie sich 2 Wochen vor dem Datum des Eingriffs, um eine klinische Untersuchung durchzuführen und Zeit für die Erkennung stiller Krankheiten zu haben.
2. Verabreichen Sie die folgenden oralen Arzneimittel, um thrombotische Ereignisse während der Studie zu verhindern: Acetylsalicylsäure (1 g/Tier/24 h) und Clopidogrel (75 mg/Tier/24 h) ab 7 Tagen vor der Modelleinleitung bis zur IA-Therapie.
3. Injizieren Sie Ketamin (10 mg/kg) intramuskulär nach einer 24-stündigen Fastenperiode. Zehn Minuten später eine Anästhesie mit 1% Propofol intravenös (3 mg/kg) einleiten.
4. Nach der endotrachealen Intubation verwenden Sie inhalatives Sevofluran, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten (3%-4,5% inspiratorische Fraktion). Schließen Sie die Endotrachealtuben an einen halbgeschlossenen, zirkulären Anästhesiekreislauf an, der an ein Beatmungsgerät mit einer Frischgasdurchflussrate von 0,5-1 l/min angeschlossen ist.
5. Um Normokapnie (35-45 mmHg CO₂) zu erhalten, kontrollieren Sie die Ventilation mit einem Atemzugvolumen von 8-10 ml/kg. Stellen Sie eine adäquate intraoperative Analgesie durch eine anfängliche intravenöse Dosis von Ketorolac (1 mg/kg) und Tramadol (1 mg/kg) Kombination und eine kontinuierliche Remifentanil-Infusion (15-18 μg/kg/h) sicher.
6. Bestätigen Sie die richtige tierische Anästhesieebene unter Berücksichtigung von Bewusstlosigkeit (Hypnose), Schmerzunempfindlichkeit, Muskelentspannung und dem Fehlen von Reflexreaktionen¹⁴.
7. Um Trockenheit während der Narkose zu vermeiden, verwenden Sie während des chirurgischen Eingriffs eine Tierarztsalbe auf die Augen.
8. Fixieren Sie die narkotisierten Tiere in Rückenlage auf dem Operationstisch. Rasieren Sie den Hälsen der Tiere, schrubben Sie sie mit Povidon-Jod und drapieren Sie sie unter sterilen Bedingungen.
9. Führen Sie alle Eingriffe unter sterilen Bedingungen mit sterilen Handschuhen und sterilem Material durch.

2. Chirurgie

1. Chirurgischer Ansatz
   1. Führen Sie einen 10 cm langen Längsschnitt der Haut 2-3 cm rechts der Mittellinie des Halses durch.
2. Schneiderei für Beutel
   1. Autologer Beutel
      1. Um die EJV freizulegen, präparieren Sie das Unterhaut- und Fettgewebe und führen Sie eine Blutstillung durch.
      2. Trennen Sie den rechten M. sternocephalicus vom Bindegewebe und ziehen Sie ihn mit einem Weitlaner-Retraktor zurück, um die EJV-Exposition zu erleichtern.
      3. Legen Sie den EJV frei, der lateral und tiefer als der CCA ist und identifiziert (Abbildung 1A).
      4. Verwenden Sie zwei Bulldoggen-Gefäßklemmen, um den Blutfluss im Gefäß während der Venensegmentextraktion zu stoppen.
      5. Isolieren Sie ein 15-20 mm großes Segment des EJV, um den autologen Beutel zu erhalten.
      6. Liebene des proximalen und distalen Endes des EJV.
      7. Spülen Sie das extrahierte Venensegment mit heparinisierter Kochsalzlösung (5.000 IE/L).
      8. Überprüfen Sie das Innere des exzidierten EJV und wählen Sie ein 7-8 mm langes Segment, in dem keine Venenklappen vorhanden sind.
      9. Verwandeln Sie dieses Segment in einen Beutel, indem Sie ein Ende mit einer 7/0-Polypropylen-Naht verschließen (Abbildung 1B).
      10. Bewahren Sie den Beutel bis zum Gebrauch in heparinisierter Kochsalzlösung auf.
      11. Bestätigen Sie, dass keine Blutungen aus dem ligierten EJV auftreten.
   2. Synthetischer Beutel
      1. Schneiden Sie ein 1 cm langes Segment aus einer PTFE-Prothese (6-8 mm Durchmesser, abhängig von der Aneurysmagröße, die erstellt werden soll).
      2. Naht an einem Ende mit einer Gefäßnaht aus Polypropylen 6/0. Versiegeln Sie diesen geschlossenen Teil der Prothese mit Gefäßkleber, um Blutungen aus der Nahtlinie zu vermeiden.
      3. Sterilisieren Sie dieses synthetische Transplantat vor der Erstellung eines chirurgischen Aneurysmas.
3. Operation zur Herstellung eines Aneurysmas
   1. Um die CCA freizulegen, präparieren Sie das Unterhaut- und Fettgewebe und führen Sie eine Blutstillung durch.
   2. Trennen Sie den rechten M. sternocephalicus vom umgebenden Bindegewebe und ziehen Sie ihn mit einem Weitlaner-Retraktor zurück, um die CCA-Exposition zu erleichtern.
   3. Identifizieren Sie die CCA. Platzieren Sie 2 Silikongefäßschlaufen am kranialen und distalen Ende des exponierten CCA (Abbildung 2A). Präparieren Sie 5 cm dieses Gefäßes und entfernen Sie seine Adventitia mit einem Dissektor (Abbildung 2B). Achten Sie bei diesem chirurgischen Zugang darauf, dass der Vagusnerv nicht verletzt wird, was zum Horner-Syndrom führen kann.
   4. Verabreichen Sie Vasodilatatoren lokal (z. B. 1-2 ml Nimodipin 10 mg/50 ml), um Vasospasmen zu verhindern.
   5. Heparin intravenös (150 I.E./kg) 5 Minuten vor dem CCA-Crossclamping verabreichen.
   6. Platzieren Sie eine Bulldoggen-Gefäßklemme am kaudalen präparierten Teil des CCA und eine weitere Bulldoggen-Gefäßklemme im Abstand von 4-5 cm am kranialen Teil des Gefäßes (Abbildung 2C).
   7. Führen Sie mit einer Mikroschere eine 8 mm elliptische Arteriotomie in der CCA zwischen den beiden Bulldoggen-Gefäßklemmen durch (Abbildung 2D).
   8. Verwenden Sie heparinisierte Kochsalzlösung (5.000 IE/L), um das Segment des CCA intraluminal zu spülen.
   9. Vernähen Sie den autologen oder synthetischen Beutel mit einer Laufnaht aus Polypropylen 6/0 an die elliptische Arteriotomie (Abbildung 3A, B). Spülen Sie die distalen und proximalen Klemmen, bevor Sie die Beutelnaht fertigstellen.
   10. Schützen Sie das Gefäß und die umliegenden Strukturen während des mikrochirurgischen Eingriffs mit warmer, heparinisierter Kochsalzlösung.
   11. Sobald die Prothese oder der autologe Beutel mit dem CCA vernäht ist, überprüfen Sie, ob keine Blutungen vorhanden sind (Abbildung 3C,D). Entfernen Sie zuerst die kraniale Bulldoggen-Gefäßklemme und dann die kaudale.
   12. Führen Sie die Blutstillung durch, indem Sie mit feuchten Tupfern Druck ausüben, wenn es zu Blutungen aus der Nahtlinie kommt. Falls erforderlich, ziehen Sie die Gefäßschlingen an oder ersetzen Sie die Bulldog-Gefäßklemmen und führen Sie hämostatische Stiche an der Blutungsstelle durch. Legen Sie bei Bedarf ein Stück hämostatischen Gelatineschwamm um die Prothese.
   13. Untersuchen Sie den CCA-Impulskranial zum Aneurysmasack, um sicherzustellen, dass die korrekte Durchgängigkeit der Halsschlagader wiederhergestellt wurde.
   14. Schließen Sie den chirurgischen Schnitt durch Schichten mit 2/0 resorbierbaren Nähten und die Haut mit einzelnen Nähten mit 0 nicht resorbierbaren Nähten.
   15. Verabreichen Sie Buprenorphin (10 μg/kg/12 h) intramuskulär während der ersten 24 h und platzieren Sie nach den chirurgischen Eingriffen ein transdermatisches Fentanyl-Freisetzungspflaster (25 μg/h), um eine postoperative Analgesie zu erreichen.
   16. Verringern Sie den inhalierten Sevofluran und erhöhen Sie die Frischgasdurchflussrate (20 l/min), um Erholungsbedingungen zu erhalten. Entfernen Sie den Endotrachealtubus, wenn die Tiere spontan atmen und physiologische Parameter wie Sauerstoffsättigung und Herzfrequenz wiederhergestellt wurden.
       HINWEIS: Das Frischgas ist ein Gemisch aus reinem_O2 (100%) und medizinischer Luft (21%_O2). Schließlich beträgt der Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs 50 % bis 45 % (FiO₂ = 0,5-0,45).
   17. Lassen Sie die Tiere nicht unbeaufsichtigt, bis sie wieder genügend Bewusstsein erlangt haben, um das Brustbein aufrecht zu erhalten.
   18. Halten Sie die Tiere, die sich einer Operation unterzogen haben, von anderen Tieren isoliert, bis sie sich vollständig erholt haben.

3. Angiographie-Test und postoperative Phase

1. Warten Sie 24-48 Stunden, um eine Beschädigung der Nahtlinie zu vermeiden.
2. Betäuben Sie das Tier erneut wie oben beschrieben und rasieren Sie die Leistengegend. Bereiten Sie die Zone mit Povidon-Jod vor und tragen Sie eine sterile Drapierung auf.
3. Zugang zu einer Oberschenkelarterie mit der modifizierten Seldinger-Technik mit einer 6Fr-Einführschleuse.
4. Führen Sie einen 5Fr Headhunter-Katheter durch die Femurschleuse über einen hydrophilen Führungsdraht mit 0,035 Zoll ein. Schieben Sie diesen Katheter unter fluoroskopischer Kontrolle bis zum Ursprung des CCA vor und entfernen Sie den Führungsdraht.
5. Injizieren Sie Kontrastmittel (Amidotrizoinsäure, verdünnt auf 50 % mit einer Kochsalzlösung) durch den Headhunter-Katheter, um das CCA mit Aneurysmamodell abzubilden.
6. Sobald die Angiographie die korrekte Erstellung des Aneurysmamodells bestätigt hat, verwenden Sie Tiermodelle für die Forschung oder zum Training endovaskulärer Behandlungsverfahren.
7. Euthanasieren Sie die Tiere nach Abschluss der Studien oder Schulungen mit einer tödlichen intravenösen Verabreichung von Kaliumchlorid (2 mmol/kg) unter tiefer Narkose.

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Ergebnisse

Die vorgestellte Technik wurde für verschiedene Zwecke eingesetzt, nämlich für die Erforschung der Heilung von Aneurysmen nach dem Coiling und für die Ausbildung in Embolisationstechniken. Venöse Beutel wurden verwendet, um die differentielle Heilung sowohl mit Platin als auch mit bioaktiven Spiralen zu testen. Die Beutel wurden wie oben beschrieben vernäht und 24 Stunden nach der Modellerstellung wurde ein Angiogramm erstellt, um die Abmessungen und das Aussehen der Aneurysmen zu ...

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Diskussion

Es gibt verschiedene Techniken, um Aneurysma-Tiermodelle basierend auf dem Ziel der Studie zu erstellen. Einige Aneurysma-Modellprotokolle umfassen chirurgische Eingriffe in Kombination mit Bluthochdruck oder hämodynamischer Stressinduktion durch Angiotensin-II-Verabreichung, Nephrektomien oder salzreiche Ernährung, da das Hauptziel dieser Studien die Erforschung von Aneurysmarupturen ist. In der vorliegenden Studie werden diese Zustände jedoch nicht induziert, da diese Tiermodelle f?...

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Acetylsalicylic acid	Sanofi	700693	500 mg tablets
Amidotrizoic acid	Bayer Hispania	914614.6	Contrast medium 76%
Anesthesia Machine	Maquet Clinical Care AB	6677200	Maquet Flow-i C20
Bulldog vascular clamp	Dimeda	12.092.07	7.5 cm
Buprenorphine	Richter Pharma Ag	578816	0.3 mg/mL
Clopidogrel	Sandoz	704005	75 mg tablets
Contrast medium	Bayer Hispania	914614	Urografin 36%
Dissector	Dimeda	12.421.01	21 cm
Fentanyl Matrix	Kern Pharma	664823	Transdermic release patch 25 µg/h
Fluoroscopy equipment	Philips Medical Systems		Veradius Unity
Hemostatic gelatin sponge	Takeda Farmaceutica España, SA	324459	Absorbable hemostatic agent. Espongostan
Head hunter catheter	Boston Scientific	RF*YB15110M	5 Fr 100 cm
Heparin	Rovi	641639	Heparin 5%
Hydrophilic guidewire	Terumo	RF*GA35153M	0.035” 150 cm
Introducer sheath	Terumo	RS*B60N10MQ	6 Fr 10 cm
Ketamine	Richter Pharma Ag	580395	100 mg/mL
Ketorolac	Laboratorios Normon, S.A.	603079	30 mg/mL
Micro-forceps	S&T	JFA-5b (1:1)	Forceps for microsugery
Micro-needle holder	S&T	Curved C-14 (Art nº 00088)	Needle holder for microsurgery
Microscissors	S&T	Adventitia SAS-15 R-8 (Art nº 00102)	Straight- scissors for microsurgery
Needle holder	Dimeda	24.114.12	12 cm
Nimodipine	Bayer Hispania, S.L	641969	10 mg/50 mL
Povidone-iodine	CV Medica	193203	Povidone iodine solution (10%)
Propofol	Orion Corporation	588475	10 mg/mL
PTFE prosthesis	Maquet	M00201501086B0	Synthetic prosthesis 6mm
Remifentanil	Laboratorios Normon, S.A.	692295	2 mg
Scalpel handle	Dimeda	06.104.00	13.5 cm
Scissors (Mayo)	Dimeda	07.164.14	14.5 cm
Scissors  (Metzenbaum)	Dimeda	07.287.15	15 cm
Surgical blades	Dimeda	06.122.00	22
Sutures: absorbable suture	Medtronic	GL-123	2/0
Sutures: poplypropylene suture	Aragó	37803	6/0 and 7/0
Swabs	Texpol	1063.01	20 x 20 cm
Tissue forceps	Dimeda	10.102.11 /10.120.11	11.5 cm
Vascular glue	Histoacryl Braun	1050060	Tissue adhesive
Vessel loops	Braun	B1095218	1.5 mm diammeter
Weitlaner	Dimeda	18.670.14	14 cm