Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف بروتوكولات للحصول على صور عالية الجودة باستخدام أجهزة تصوير جديدة غير جراحية للفحص المجهري البؤري للانعكاس (RCM) و RCM المشترك والتصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT). كما نقوم بتعريف الأطباء بتطبيقاتهم السريرية حتى يتمكنوا من دمج التقنيات في سير العمل السريري المنتظم لتحسين رعاية المرضى.

Abstract

سرطان الجلد هو واحد من أكثر أنواع السرطان شيوعا في جميع أنحاء العالم. يعتمد التشخيص على الفحص البصري وتنظير الجلد متبوعا بالخزعة لتأكيد التشريح المرضي. في حين أن حساسية تنظير الجلد عالية ، فإن النوعية المنخفضة تؤدي إلى تشخيص 70٪ -80٪ من الخزعات على أنها آفات حميدة في علم أمراض الأنسجة (إيجابيات كاذبة في تنظير الجلد).

يمكن للفحص المجهري الانعكاسي متحد البؤر (RCM) والتصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT) أن يوجها تشخيص سرطانات الجلد بشكل غير جراحي. يصور RCM التشكل الخلوي في طبقات en-face . لقد ضاعف الخصوصية التشخيصية لسرطان الجلد الميلانيني وسرطان الجلد الكيراتيني المصطبغ على تنظير الجلد ، مما أدى إلى خفض عدد خزعات الآفات الحميدة إلى النصف. حصلت RCM على رموز الفواتير في الولايات المتحدة الأمريكية ويتم دمجها الآن في العيادات.

ومع ذلك ، فإن القيود مثل العمق الضحل (~ 200 ميكرومتر) للتصوير ، والتباين الضعيف للآفات الجلدية غير المصطبغة ، والتصوير في طبقات الوجه تؤدي إلى خصوصية أقل نسبيا للكشف عن سرطان الخلايا القاعدية غير المصطبغ (BCCs) - BCCs السطحية المتاخمة لطبقة الخلايا القاعدية و BCCs الارتشاحية الأعمق. في المقابل ، يفتقر OCT إلى الدقة الخلوية ولكنه يصور الأنسجة في المستويات الرأسية وصولا إلى عمق ~ 1 مم ، مما يسمح باكتشاف كل من الأنواع الفرعية السطحية والأعمق من BCCs. وبالتالي ، فإن كلا التقنيتين متكاملتان بشكل أساسي.

يقوم جهاز RCM-OCT المشترك "متعدد الوسائط" بتصوير الآفات الجلدية في وقت واحد في كل من الوضعين الداخلي والرأسي. إنه مفيد لتشخيص وإدارة BCCs (العلاج غير الجراحي ل BCCs السطحية مقابل العلاج الجراحي للآفات العميقة). يتم الحصول على تحسن ملحوظ في الخصوصية للكشف عن BCCs الصغيرة غير المصطبغة على RCM وحدها. تحدث أجهزة RCM و RCM-OCT نقلة نوعية كبيرة في تشخيص وإدارة سرطانات الجلد. ومع ذلك ، يقتصر استخدامها حاليا على مراكز الرعاية الثالثية الأكاديمية وبعض العيادات الخاصة. تعرف هذه الورقة الأطباء على هذه الأجهزة وتطبيقاتها ، ومعالجة الحواجز الانتقالية في سير العمل السريري الروتيني.

Introduction

تقليديا ، يعتمد تشخيص سرطان الجلد على الفحص البصري للآفة متبوعا بإلقاء نظرة فاحصة على الآفات المشبوهة باستخدام عدسة مكبرة تسمى منظار الجلد. يوفر منظار الجلد معلومات تحت السطح تزيد من الحساسية والنوعية مقارنة بالفحص البصري لتشخيص سرطانات الجلد 1,2. ومع ذلك ، يفتقر تنظير الجلد إلى التفاصيل الخلوية ، مما يؤدي في كثير من الأحيان إلى خزعة لتأكيد التشريح المرضي. تؤدي الخصوصية المنخفضة والمتغيرة (67٪ إلى 97٪) لتنظير الجلد3 إلى إيجابيات كاذبة وخزعات تظهر آفات حميدة في علم الأمراض. الخزعة ليست فقط إجراء جراحيا يسبب النزيف والألم4 ولكنها أيضا غير مرغوب فيها للغاية في المناطق الحساسة من الناحية التجميلية مثل الوجه بسبب التندب.

لتحسين رعاية المرضى من خلال التغلب على القيود الحالية ، يتم استكشاف العديد من أجهزة التصوير غير الغازية في الجسم الحي 5،6،7،8،9،10،11،12،13،14،15،16،17،18 . أجهزة RCM و OCT هما الجهازان البصريان الرئيسيان غير الباضعين اللذين يستخدمان لتشخيص الآفات الجلدية ، وخاصة سرطانات الجلد. حصلت RCM على رموز فواتير المصطلحات الإجرائية الحالية (CPT) في الولايات المتحدة الأمريكية ويتم استخدامها بشكل متزايد في مراكز الرعاية الأكاديمية من الدرجة الثالثة وبعض العيادات الخاصة7،8،19. RCM صور الآفات في الدقة شبه النسيجية (الخلوية). ومع ذلك ، توجد الصور في مستوى الوجه (تصور طبقة واحدة من الجلد في كل مرة) ، ويقتصر عمق التصوير على ~ 200 ميكرومتر ، وهو ما يكفي للوصول إلى الأدمة السطحية (الحليمية) فقط. يعتمد تصوير RCM على تباين الانعكاس من الهياكل المختلفة في الجلد. يضفي الميلانين أعلى تباين ، مما يجعل الآفات المصطبغة مشرقة وأسهل في التشخيص. وبالتالي ، فإن RCM جنبا إلى جنب مع تنظير الجلد قد حسن بشكل كبير التشخيص (حساسية 90 ٪ وخصوصية 82 ٪) على تنظير الجلد من الآفات المصطبغة ، بما في ذلك سرطان الجلد20. ومع ذلك ، نظرا لعدم وجود تباين الميلانين في الآفات الوردية ، خاصة بالنسبة ل BCCs ، فإن RCM لها خصوصية أقل (37.5٪ -75.5٪) 21. جهاز OCT تقليدي ، وهو جهاز آخر غير جراحي شائع الاستخدام ، يصور آفة يصل عمقها إلى 1 مم داخل الجلد ويصورها في مستوى عمودي (على غرار علم أمراض الأنسجة)9. ومع ذلك ، يفتقر OCT إلى الدقة الخلوية. يستخدم OCT في المقام الأول لتشخيص آفات الخلايا الكيراتينية ، وخاصة BCCs ، ولكن لا يزال لديه خصوصية أقل9.

وبالتالي ، للتغلب على القيود الحالية لهذه الأجهزة ، تم بناء جهاز RCM-OCT متعدد الوسائط22. يشتمل هذا الجهاز على RCM و OCT ضمن مسبار تصوير واحد محمول باليد ، مما يتيح الحصول في وقت واحد على صور RCM للوجه مسجلة بشكل مشترك وصور OCT عمودية للآفة. يوفر OCT تفاصيل معمارية للآفات ويمكن أن يصور أعمق (حتى عمق ~ 1 مم) داخل الجلد. كما أن لديها مجال رؤية أكبر (FOV) يبلغ ~ 2 مم22 مقارنة بجهاز RCM المحمول (~ 0.75 مم × 0.75 مم). تستخدم صور RCM لتوفير التفاصيل الخلوية للآفة المحددة في OCT. لم يتم تسويق هذا النموذج الأولي بعد ويتم استخدامه كجهاز بحثي في العيادات23،24،25.

على الرغم من نجاحها في تحسين تشخيص وإدارة سرطانات الجلد (كما تدعمها الأدبيات) ، إلا أن هذه الأجهزة لم تستخدم بعد على نطاق واسع في العيادات. ويرجع ذلك أساسا إلى ندرة الخبراء الذين يمكنهم قراءة هذه الصور ولكن يرجع أيضا إلى نقص الفنيين المدربين الذين يمكنهم الحصول على صور ذات جودة تشخيصية بكفاءة (ضمن إطار زمني سريري) بجانب السرير8. في هذه المخطوطة ، الهدف هو تسهيل الوعي والاعتماد النهائي لهذه الأجهزة في العيادات. لتحقيق هذا الهدف ، نقوم بتعريف أطباء الأمراض الجلدية وأطباء الأمراض الجلدية وجراحي موس بصور لسرطانات الجلد والجلد الطبيعية المكتسبة باستخدام أجهزة RCM و RCM-OCT. سنقوم أيضا بتفصيل فائدة كل جهاز لتشخيص سرطانات الجلد. الأهم من ذلك ، أن تركيز هذه المخطوطة هو توفير إرشادات خطوة بخطوة للحصول على الصور باستخدام هذه الأجهزة ، والتي ستضمن صورا عالية الجودة للاستخدام السريري.

Protocol

تتبع جميع البروتوكولات الموضحة أدناه إرشادات لجنة أخلاقيات البحوث البشرية المؤسسية.

1. جهاز RCM وبروتوكول التصوير

ملاحظة: هناك جهازان متاحان تجاريا في vivo RCM: RCM (WP-RCM) ذات المسبار العريض و RCM المحمولة باليد (HH-RCM). يأتي WP-RCM مدمجا مع منظار الجلد الرقمي. يتوفر هذان الجهازان بشكل منفصل أو كوحدة مدمجة. فيما يلي بروتوكولات الحصول على الصور باستخدام أحدث جيل (الجيل 4) من أجهزة WP-RCM و HH-RCM جنبا إلى جنب مع مؤشراتها السريرية.

  1. اختيار الآفة والمؤشرات السريرية
    1. ابحث عن الأنواع التالية من الآفات: الوردي الملتبس بالمنظار (BCC ، سرطان الخلايا الحرشفية [SCC] ، التقران السفعي [AK] ، الآفات الحميدة الأخرى) أو الآفة المصطبغة (الشامات وسرطان الجلد ، آفات الخلايا الكيراتينية المصطبغة) ؛ وحمة تغيرت مؤخرا في الفحص السريري أو تنظير الجلد ؛ الآفات الالتهابية لتحديد الأنماط الالتهابية.
    2. إجراء رسم خرائط لهوامش النمش الخبيث (LM) لتحديد مدى الآفة ورسم خرائط واختيار مواقع الخزعة للمرض ذي الامتداد دون الإكلينيكي مثل مرض باجيت خارج الثدي (EMPD) و LM.
    3. إجراء مراقبة غير جراحية للعلاج غير الجراحي مثل الأدوية الموضعية (imiquimod) والإشعاع والعلاج الضوئي الديناميكي والاستئصال بالليزر.
  2. لاختيار الجهاز ، استخدم جهاز WP-RCM للآفات الموجودة على أسطح مستوية نسبيا من الجلد (الجذع والأطراف) وجهاز HH-RCM للآفات على الأسطح المنحنية (الأنف وشحمة الأذن والجفون والأعضاء التناسلية).
    ملاحظة: يعتمد اختيار جهاز التصوير بشكل أساسي على موقع الآفة.
  3. للتصوير ، ضع المريض على كرسي مستلق بالكامل أو طاولة فحص مسطحة مع وسائد أو مسند ذراع للدعم ولتحقيق سطح تصوير مسطح.
    ملاحظة: استغرق الجيل الأقدم (الجيل 3) من أجهزة WP-RCM ~ 30 دقيقة لكل آفة. قد يتطلب تصوير آفة واحدة ~ 15 دقيقة باستخدام الجيل الأحدث (الجيل 4) من جهاز WP-RCM المستخدم حاليا في العيادات. على الرغم من وقت الاستحواذ المحسن ، فإن وضع المريض بشكل مريح سيضمن الحد الأدنى من القطع الأثرية المتحركة ويساعد في الحصول على صور عالية الجودة. قد تساعد الخطوات التالية في وضع المريض بشكل صحيح:
  4. للتحضير للتصوير ، نظف الآفة والجلد المحيط بمسح كحولي للتخلص من أي أوساخ أو غسول أو مكياج. حلق أسطح الجلد المشعرة قبل ربط نافذة الأنسجة لتجنب فقاعات الهواء التي يمكن أن تعيق تصور الهياكل المجهرية للأنسجة.
    ملاحظة: لإزالة مستحضرات التجميل الثقيلة أو واقيات الشمس ، نظف الموقع بالماء والصابون اللطيف قبل التنظيف بالكحول.
  5. الحصول على الصور باستخدام جهاز WP-RCM (الشكل 1, الشكل 2, الشكل التكميلي S1, الشكل التكميلي S2و الشكل التكميلي S3)
    ملاحظة: أجهزة WP-RCM قادرة على التقاط المكدسات والفسيفساء ومقاطع الفيديو الحية أحادية الإطار والصور أحادية الإطار.
    1. لإرفاق غطاء نافذة بلاستيكي يمكن التخلص منه بالآفة (الشكل 1) ، ضع المسبار عموديا على الآفة للحصول على أفضل الصور. ارجع إلى الشكل 1A-F للحصول على مثال على المرفق. أضف قطرة من الزيت المعدني في وسط النافذة البلاستيكية ، وانشرها بعناية عبر عرض النافذة (الشكل 1 أ). قم بإزالة دعامة الورق من الجانب اللاصق للنافذة البلاستيكية. قم بتمديد الجلد برفق لتجنب التجاعيد وإرفاق النافذة.
      ملاحظة: استخدم زيتا معدنيا آمنا وعالي اللزوجة من الدرجة الغذائية. تأكد من تمركز الآفة وتغطيتها بالكامل. بالنسبة للآفات التي يزيد حجمها عن 8 مم × 8 مم ، إما تصوير المناطق المثيرة للقلق بناء على تنظير الجلد أو إجراء جلسات تصوير منفصلة لتغطية الآفة بأكملها.
    2. الحصول على صور تنظير الجلد (الشكل 1C ، D)
      ملاحظة: يتم الحصول على صورة تنظير الجلد لتكون بمثابة دليل للتنقل داخل الآفة. يجب استخدام الخطوات التالية لضمان التسجيل المثالي بين صورة تنظير الجلد والصورة متحدة البؤر.
      1. مرر مسبار WP-RCM فوق غطاء النافذة البلاستيكي وقرب أفضل زاوية إدخال للمسبار (الشكل 1C). حدد موقع السهم الأبيض الصغير الموجود على جانب المسبار (الشكل 1C) وقم بمحاذاته مع السهم الموجود على جانب كاميرا تنظير الجلد (الشكل 1C).
      2. أدخل كاميرا تنظير الجلد في غطاء النافذة البلاستيكي (الشكل 1 د). اضغط على الزناد الموجود على الكاميرا للحصول على صورة. قم بإزالة منظار الجلد. قبل بدء جلسة التصوير ، تأكد من أن صورة منظار الجلد تغطي سطح الآفة بالكامل.
    3. لتوصيل مسبار RCM بالغطاء البلاستيكي القابل للتصرف (الشكل 1E ، F) ، ضع كمية بحجم حبة البازلاء من هلام الموجات فوق الصوتية داخل غطاء النافذة البلاستيكي القابل للتصرف (الشكل 1E). أدخل المسبار داخل الغطاء حتى تسمع نقرة حادة (الشكل 1F).
      ملاحظة: للحصول على أفضل الصور ، أدخل المسبار بشكل عمودي (بزاوية 90 درجة) في النافذة البلاستيكية. يمكن رفع ارتفاع كرسي الفحص لتحقيق سطح مسطح ، وتقليل القطع الأثرية الحركية ، وطرد فقاعات الهواء (الشكل 3 والشكل 4) ، وضمان التعلق الآمن بالجلد.
    4. الحصول على صور RCM (الشكل 2 والشكل التكميلي S1 والشكل التكميلي S2)
      1. استخدم صورة تنظير الجلد (الخطوة 5.2.) لتوجيه الحصول على صورة RCM (الشكل التكميلي S1). حدد مركز الآفة وحدد الطبقة العلوية (الأكثر سطوعا) من الجلد — الطبقة النواة للطبقة القرنية (الشكل التكميلي S1).
      2. اضبط عمق التصوير على الصفر عند هذا المستوى (الشكل التكميلي S1).
        ملاحظة: يعمل هذا العمق كنقطة مرجعية لتحديد عمق z الفعلي للطبقات اللاحقة داخل الآفة.
      3. احصل على مكدس في مركز الآفة (الشكل 2 والشكل التكميلي S1) بالضغط على أيقونة المكدس . حدد موقعا تشريحيا من القائمة المنسدلة: الوجه أو الجسم. اضبط حجم خطوة 4.5 ميكرومتر وعمق 250 ميكرومتر.
        ملاحظة: ابدأ المداخن من الطبقة القرنية وانتهي عند أعمق الطبقات المرئية في الأدمة. يوضح الشكل التكميلي S1 مثالا على كيفية الحصول على مكدس ، بينما يعطي الشكل 2 مثالا على المكدس.
      4. احصل على فسيفساء: خذ الفسيفساء الأولى عند تقاطع البشرة الجلدية (DEJ) (الشكل التكميلي S2). حدد طبقة DEJ في المكدس المكتسب ثم استخدم الماوس لتحديد مربع 8 مم × 8 مم لتغطية الآفة بأكملها. اضغط على أيقونة الفسيفساء لإكمال العملية (الشكل التكميلي S2). احصل على 5 فسيفساء على الأقل على أعماق مختلفة: الطبقة القرنية ، الطبقة الشوكية ، الطبقة فوق القاعدية ، DEJ ، والأدمة الحليمية السطحية.
      5. افتح فسيفساء DEJ لتوجيه اقتناء الفسيفساء اللاحقة. انقر فوق أي هيكل على فسيفساء DEJ لإظهار تلك المنطقة في تصوير العرض المباشر. قم بالتمرير لأسفل للحصول على الفسيفساء في الأدمة ثم لأعلى (من DEJ) لأخذ الفسيفساء في البشرة.
      6. احصل على تقييم الفسيفساء المكتسبة بواسطة قارئ RCM الخبير الموجود بجانب السرير لتحديد منطقة الاهتمام وأخذ المداخن. في حالة عدم وجود خبير بجانب السرير ، التقط 5 مداخن: واحدة في كل ربع وواحدة في وسط الآفة بنمط متجانس على تنظير الجلد (الخطوات 1.5.2.). بالنسبة للآفات غير المتجانسة ، احصل على مداخن إضافية لتغطية جميع ميزات تنظير الجلد.
        ملاحظة: "المكدس" (الشكل 2) عبارة عن مجموعة متسلسلة من الصور عالية الدقة أحادية الإطار ومجال الرؤية الصغيرة (FOV) (0.5 مم × 0.5 مم) المكتسبة بعمق بدءا من الطبقة العليا للبشرة إلى الأدمة السطحية (~ 200 ميكرومتر). "الفسيفساء" (الشكل التكميلي S2) عبارة عن مجال رؤية كبير للصور التي تم الحصول عليها عن طريق خياطة الصور الفردية 500 ميكرومتر × 500 ميكرومتر معا في "X-Y" (أفقي en مستوى الوجه ).
    5. إكمال جلسة التصوير
      1. انقر فوق تم التصوير.
      2. افصل المجهر عن النافذة البلاستيكية. قم بإزالة النافذة البلاستيكية عن طريق إمساك جلد المريض برفق والتخلص منه. امسح الزيت على الجلد بمسحة كحول.
      3. افصل المخروط الواقي المحيط بعدسة المجهر. نظف طرف العدسة الشيئية بمسحة كحولية لإزالة هلام الموجات فوق الصوتية. تجفيف العدسة الموضوعية بمنشفة ورقية. أعد توصيل المخروط البلاستيكي بمسبار المجهر.
        ملاحظة: يمكن قراءة الصور ، ويمكن إنشاء تقرير وتوقيعه بجانب السرير من قبل طبيب مدرب. في حالة عدم وجود قارئ خبير ، يمكن استشارة خبير عن بعد إما عن طريق نقل الصور عبر السحابة أو عن طريق جلسة حية عن بعد26.
    6. إنشاء تقرير تقييم تشخيصي متحد البؤر (الشكل التكميلي S3)
      1. انقر فوق تقييم جديد. أدخل التشخيص من الخيارات المحددة مسبقا في القائمة المنسدلة.
      2. إذا كانت هناك حاجة إلى جلسة تصوير أخرى ، فحدد الصور غير الكافية وتحتاج إلى إعادة التقاطها. إذا كانت هناك حاجة إلى تشخيص وصفي ، فحدد أخرى وقم بوصفها في مربع النص الحر في نهاية النموذج. أدخل رمز CPT للفوترة7 (الشكل التكميلي S3A). حدد الميزات القابلة للتطبيق التي تظهر أثناء التصوير من قائمة مراجعة التقرير (الشكل التكميلي S3B). حدد الإدارة القابلة للتطبيق من قائمة الاختيار.
        ملاحظة: لا يوجد رمز فوترة قابل للتطبيق على التصوير HH-RCM.
      3. انقر فوق إنهاء وتوقيع. قم بإنشاء التقرير كملف PDF وطباعته. احصل على التقرير موقعا من الطبيب وأضفه إلى مخطط المريض للفوترة.
  6. الحصول على الصور باستخدام جهاز HH-RCM (الشكل 5)
    ملاحظة: أجهزة HH-RCM قادرة على التقاط الحزم ومقاطع الفيديو الحية أحادية الإطار والصور أحادية الإطار.
    1. تطويق الآفة التي حددها الطبيب بحلقة ورقية. استخدم الخطوات المفصلة في القسم 3. لوضع المريض وتنظيف موقع الآفة.
      ملاحظة: حدد حجم الحلقة الورقية (5-15 مم) بناء على حجم الآفة لتحديد حدود الآفة والتأكد من إجراء التصوير داخل الآفة. في حالة عدم توفر حلقة ورقية ، استخدم الشريط الورقي لتحديد الآفة.
    2. قم بإزالة الغطاء البلاستيكي الذي يغطي عدسة المجهر. ضع كمية بحجم حبة البازلاء من جل الموجات فوق الصوتية على العدسة الموضوعية ل HH-RCM وقم بتغطيتها بالغطاء البلاستيكي (الشكل التكميلي S3A). أضف قطرة سخية من الزيت المعدني إلى جانب الغطاء البلاستيكي الذي يلامس الجلد.
      ملاحظة: قم بزيادة كمية الزيت للبشرة الجافة جدا ، إذا لزم الأمر.
    3. اضغط على المسبار إلى موقع الآفة على الجلد بضغط قوي. استخدم عناصر التحكم في العمق z على جهاز HH-RCM للتحرك لأعلى ولأسفل على أعماق مختلفة داخل الآفة (الشكل التكميلي S3B). احصل على العديد من الصور والحزم أحادية الإطار في مناطق الاهتمام. خذ الأكوام كما هو موضح في الخطوة 1.5.4.3.
    4. بالنسبة للآفات الكبيرة التي لا يمكن توصيل جهاز WP-RCM بها ، التقط مقاطع فيديو مستمرة في طبقات مختلفة عن طريق تحريك مسبار HH-RCM على سطح الآفة بالكامل. انقر فوق رمز التقاط الفيديو للقيام بذلك. سجل حركة خلايا الدم داخل الأوعية ، إذا لزم الأمر.
      ملاحظة: يمكن خياطة مقاطع الفيديو هذه لاحقا باستخدام برنامج لتوفير صور FOV كبيرة مشابهة للفسيفساء.
    5. اضغط على تم التصوير بعد اكتمال جلسة التصوير. نظف الآفة بمسحة كحولية لإزالة الزيت. قم بإزالة هلام الموجات فوق الصوتية من العدسة الموضوعية للمسبار عن طريق تنظيفه بمسح الكحول وإعادة ربط الغطاء البلاستيكي.
      ملاحظة: على عكس جهاز WP-RCM ، الذي يمكن تشغيله بواسطة فني ، يجب تشغيل HH-RCM بواسطة قارئ RCM يمكنه تفسير الصور في الوقت الفعلي للتنقل داخل الآفة والوصول إلى التشخيص الصحيح.

2. الجمع بين جهاز RCM-OCT وبروتوكول التصوير

ملاحظة: يوجد نموذج أولي واحد فقط لجهاز RCM-OCT. يحتوي هذا الجهاز على مسبار محمول باليد ويمكن استخدامه على جميع أسطح الجسم ، على غرار جهاز HH-RCM. يكتسب مكدسات RCM (على غرار جهاز RCM) و OCT النقطية (فيديو لصور مقطعية متسلسلة22). كل من صور RCM و OCT بتدرج رمادي. تحتوي صور RCM على مجال رؤية ~ 200 ميكرومتر × 200 ميكرومتر ، بينما تحتوي صورة OCT على مجال رؤية يبلغ 2 مم (في العرض) × 1 مم (في العمق). يوجد أدناه بروتوكول الحصول على الصور باستخدام جهاز RCM-OCT ، جنبا إلى جنب مع مؤشراتها السريرية. يوضح الشكل 6 صورة لجهاز RCM-OCT ، بينما يوضح الشكل 7 نظام برنامج جهاز RCM-OCT.

  1. اختيار الآفة
    1. ابحث عن آفة وردية أو مصطبغة ملتبسة بالمنظار لاستبعاد BCC.
    2. تقييم عمق BCC للإدارة ، وتقييم المعالجة المتبقية BCC.
  2. وضع المريض للتصوير: قد يتطلب تصوير آفة واحدة ما يصل إلى 20 دقيقة باستخدام جهاز RCM-OCT. الجهاز هو أيضا مسبار محمول يشبه جهاز HH-RCM ، وبالتالي ، يمكن تحريكه بحرية فوق الآفة. للحصول على تفاصيل حول وضع المريض ، راجع القسم 1.4. فوق.
  3. تحضير الموقع للتصوير: عند استخدام هذا المسبار ، تأكد من أن حدود الآفة خالية من الشعر الزائد والشوائب الموضعية ومحددة بوضوح. راجع الخطوة 1.4.1. أعلاه لمزيد من التفاصيل.
  4. الحصول على الصور باستخدام جهاز RCM-OCT (الشكل 6 والشكل 7)
    1. قم بإعداد المسبار بشكل مشابه للمسبار المستخدم في HH-RCM (الخطوات 1.6.1-1.6.2.)
    2. الحصول على الصور في وضع التصوير الخطي ووضع البيانات النقطية .
      1. انقر فوق إعدادات التصوير (الشكل 7 أ). حدد وضع التصوير الخطي للحصول على صورة RCM (الدقة الخلوية) (الشكل 7B). اضبط حجم الخطوة على 5 ميكرومتر وعدد الخطوات على 40 (الشكل 7 أ).
      2. انقر فوق انتزاع. الحصول على مكدسات باتباع الخطوة 1.5.4.3. بمجرد الانتهاء ، انقر فوق الزر "تجميد ".
      3. انقر فوق إعدادات التصوير. حدد الوضع النقطي للحصول على فيديو OCT مترابط لبنية الآفة (الشكل 7 ب). قم بالتبديل إلى علامة التبويب الفني (الشكل 7C). بمجرد الانتهاء ، انقر فوق الزر Grab (الشكل 7A) واضغط على زر الحفظ على الفور.
      4. احصل على العديد من الحزم ومقاطع الفيديو بناء على اهتمام الطبيب.
      5. نظف الآفة والجهاز كما هو موضح في الخطوة 1.6.5.

النتائج

المجهر الانعكاسي متحد البؤر (RCM)
تفسير الصور على RCM:
يتم تفسير صور RCM بطريقة تحاكي تقييم شرائح التشريح المرضي. يتم تقييم الفسيفساء أولا للحصول على التفاصيل المعمارية الشاملة وتحديد مجالات الاهتمام ، على غرار تقييم أقسام الأنسجة حول تكبير المسح (2x). يتبع ذلك تكبير الفسيف...

Discussion

في هذه المقالة ، وصفنا بروتوكولات للحصول على الصور باستخدام أجهزة RCM و RCM-OCT في الجسم الحي . يوجد حاليا جهازان متاحان تجاريا ل RCM: جهاز RCM (WP-RCM) ذو مسبار عريض أو مثبت على الذراع وجهاز RCM (HH-RCM) المحمول باليد. من الأهمية بمكان أن نفهم متى تستخدم هذه الأجهزة في الإعدادات السريرية. نوع السرطان وم...

Disclosures

أوكالين هاريس ليس لديها مصلحة مالية منافسة. الدكتور جاين هو مستشار في شركة Enspectra Health Inc. الدكتور Milind Rajadhyaksha هو موظف سابق ويمتلك أسهما في Caliber ID (سابقا ، Lucid Inc.) ، الشركة التي تصنع وتبيع مجهر VivaScope متحد البؤر. VivaScope هو النسخة التجارية من النموذج الأولي للمختبر الأصلي الذي طوره الدكتور Rajadhyaksha عندما كان في مستشفى ماساتشوستس العام ، كلية الطب بجامعة هارفارد.

Acknowledgements

شكر خاص لكوامي كيتوسوغبو وإميلي كوين لكونهما متطوعين للتصوير. يتم تمويل هذا البحث من خلال منحة من المعهد الوطني للسرطان / المعاهد الوطنية للصحة (P30-CA008748) المقدمة إلى مركز ميموريال سلون كيترينج للسرطان.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Crystal Plus 500FG mineral oilSTE Oil Company, Inc.A food grade, high viscous mineral oil used with our various devices during in vivo imaging.
RCM-OCTPhysical Science Inc.-A “multi-modal” combined RCM-OCT device simultaneously images skin lesions in both horizonal and vertical modes.
Vivascope 1500Caliber I.D.-A wide-probe RCM (WP-RCM) device that attaches to the skin to campture in vivo devices.
Vivascope 3000Caliber I.D.-A hand-held RCM (HH-RCM) device that is moved across the skin to capture in vivo images.

References

  1. Argenziano, G., et al. Accuracy in melanoma detection: A 10-year multicenter survey. Journal of the American Academy of Dermatology. 67 (1), 54-59 (2012).
  2. Vestergaard, M. E., Macaskill, P., Holt, P. E., Menzies, S. W. Dermoscopy compared with naked eye examination for the diagnosis of primary melanoma: A meta-analysis of studies performed in a clinical setting. British Journal of Dermatology. 159 (3), 669-676 (2008).
  3. Reiter, O., et al. The diagnostic accuracy of dermoscopy for basal cell carcinoma: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American Academy of Dermatology. 80 (5), 1380-1388 (2019).
  4. Abhishek, K., Khunger, N. Complications of skin biopsy. Journal of Cutaneous and Aesthetic Surgery. 8 (4), 239-241 (2015).
  5. Navarrete-Dechent, C., Fischer, C., Tkaczyk, E., Jain, M., Rao, B. K. Chapter 5: Principles of non-invasive diagnostic techniques in dermatology. Moschella and Hurley's Dermatology. 1, (2019).
  6. Wassef, C., Rao, B. K. Uses of non-invasive imaging in the diagnosis of skin cancer: An overview of the currently available modalities. International Journal of Dermatology. 52 (12), 1481-1489 (2013).
  7. Rajadhyaksha, M., Marghoob, A., Rossi, A., Halpern, A. C., Nehal, K. S. Reflectance confocal microscopy of skin in vivo: From bench to bedside. Lasers in Surgery and Medicine. 49 (1), 7-19 (2017).
  8. Jain, M., Pulijal, S. V., Rajadhyaksha, M., Halpern, A. C., Gonzalez, S. Evaluation of bedside diagnostic accuracy, learning curve, and challenges for a novice reflectance confocal microscopy reader for skin cancer detection in vivo. JAMA Dermatology. 154 (8), 962-965 (2018).
  9. Sattler, E., Kästle, R., Welzel, J. Optical coherence tomography in dermatology. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 061224 (2013).
  10. Wang, Y. -. J., Huang, Y. -. K., Wang, J. -. Y., Wu, Y. -. H. In vivo characterization of large cell acanthoma by cellular resolution optical coherent tomography. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 26, 199-202 (2019).
  11. Balu, M., et al. Distinguishing between benign and malignant melanocytic nevi by in vivo multiphoton microscopy. Cancer Research. 74 (10), 2688-2697 (2014).
  12. Balu, M., et al. In vivo multiphoton microscopy of basal cell carcinoma. JAMA Dermatology. 151 (10), 1068-1074 (2015).
  13. Lentsch, G., et al. Non-invasive optical biopsy by multiphoton microscopy identifies the live morphology of common melanocytic nevi. Pigment Cell and Melanoma Research. 33 (6), 869-877 (2020).
  14. Dimitrow, E., et al. Sensitivity and specificity of multiphoton laser tomography for in vivo and ex vivo diagnosis of malignant melanoma. Journal of Investigative Dermatology. 129 (7), 1752-1758 (2009).
  15. Ruini, C., et al. Line-field optical coherence tomography: In vivo diagnosis of basal cell carcinoma subtypes compared with histopathology. Clinical and Experimental Dermatology. 46 (8), 1471-1481 (2021).
  16. Suppa, M., et al. Line-field confocal optical coherence tomography of basal cell carcinoma: A descriptive study. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 35 (5), 1099-1110 (2021).
  17. Wang, Y. J., Wang, J. Y., Wu, Y. H. Application of cellular resolution full-field optical coherence tomography in vivo for the diagnosis of skin tumours and inflammatory skin diseases: A pilot study. Dermatology. 238 (1), 121-131 (2022).
  18. Jain, M., et al. Rapid evaluation of fresh ex vivo kidney tissue with full-field optical coherence tomography. Journal of Pathology Informatics. 6, 53 (2015).
  19. Mehta, P. P., et al. Patterns of use of reflectance confocal microscopy at a tertiary referral dermatology clinic. Journal of the American Academy of Dermatology. , (2021).
  20. Dinnes, J., et al. Reflectance confocal microscopy for diagnosing cutaneous melanoma in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2018).
  21. Dinnes, J., et al. Reflectance confocal microscopy for diagnosing keratinocyte skin cancers in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2018).
  22. Iftimia, N., et al. Handheld optical coherence tomography-reflectance confocal microscopy probe for detection of basal cell carcinoma and delineation of margins. Journal of Biomedical Optics. 22 (7), 76006 (2017).
  23. Monnier, J., et al. Combined reflectance confocal microscopy and optical coherence tomography to improve the diagnosis of equivocal lesions for basal cell carcinoma. Journal of the American Academy of Dermatology. 86 (4), 934-936 (2021).
  24. Navarrete-Dechent, C., et al. Management of complex head-and-neck basal cell carcinomas using a combined reflectance confocal microscopy/optical coherence tomography: a descriptive study. Archives of Dermatological Research. 313 (3), 193-200 (2021).
  25. Sahu, A., et al. Evaluation of a combined reflectance confocal microscopy-optical coherence tomography device for detection and depth assessment of basal cell carcinoma. JAMA Dermatology. 154 (10), 1175-1183 (2018).
  26. Rubinstein, G., Garfinkel, J., Jain, M. Live, remote control of an in vivo reflectance confocal microscope for diagnosis of basal cell carcinoma at the bedside of a patient 2500 miles away: A novel tele-reflectance confocal microscope approach. Journal of the American Academy of Dermatology. 81 (2), 41-42 (2019).
  27. Scope, A., et al. In vivo reflectance confocal microscopy imaging of melanocytic skin lesions: Consensus terminology glossary and illustrative images. Journal of the American Academy of Dermatology. 57 (4), 644-658 (2007).
  28. Calzavara-Pinton, P., Longo, C., Venturini, M., Sala, R., Pellacani, G. Reflectance confocal microscopy for in vivo skin imaging. Photochemistry and Photobiology. 84 (6), 1421-1430 (2008).
  29. Rajadhyaksha, M., Grossman, M., Esterowitz, D., Webb, R. H., Anderson, R. R. In vivo confocal scanning laser microscopy of human skin: Melanin provides strong contrast. Journal of Investigative Dermatology. 104 (6), 946-952 (1995).
  30. Gonzalez, S., Gonzalez, E., White, W. M., Rajadhyaksha, M., Anderson, R. R. Allergic contact dermatitis: Correlation of in vivo confocal imaging to routine histology. Journal of the American Academy of Dermatology. 40 (5), 708-713 (1999).
  31. Sahu, A., et al. Combined PARP1-targeted nuclear contrast and reflectance contrast enhances confocal microscopic detection of basal cell carcinoma. Journal of Nuclear Medicine. 63 (6), 912-918 (2021).
  32. González, S., Sackstein, R., Anderson, R. R., Rajadhyaksha, M. Real-time evidence of in vivo leukocyte trafficking in human skin by reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 117 (2), 384-386 (2001).
  33. Navarrete-Dechent, C., et al. Reflectance confocal microscopy terminology glossary for nonmelanocytic skin lesions: A systematic review. Journal of the American Academy of Dermatology. 80 (5), 1414-1427 (2019).
  34. Navarrete-Dechent, C., et al. Reflectance confocal microscopy terminology glossary for melanocytic skin lesions: A systematic review. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (1), 102-119 (2021).
  35. Sattler, E., Kastle, R., Welzel, J. Optical coherence tomography in dermatology. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 061224 (2013).
  36. Park, E. S. Skin-layer analysis using optical coherence tomography. Medical Lasers. 3 (1), 1-4 (2014).
  37. Marra, D. E., Torres, A., Schanbacher, C. F., Gonzalez, S. Detection of residual basal cell carcinoma by in vivo confocal microscopy. Dermatologic Surgery. 31 (5), 538-541 (2005).
  38. Alarcon, I., et al. In vivo reflectance confocal microscopy to monitor the response of lentigo maligna to imiquimod. Journal of the American Academy of Dermatology. 71 (1), 49-55 (2014).
  39. Guitera, P., et al. Surveillance for treatment failure of lentigo maligna with dermoscopy and in vivo confocal microscopy: new descriptors. British Journal of Dermatology. 170 (6), 1305-1312 (2014).
  40. Menge, T. D., Hibler, B. P., Cordova, M. A., Nehal, K. S., Rossi, A. M. Concordance of handheld reflectance confocal microscopy (RCM) with histopathology in the diagnosis of lentigo maligna (LM): A prospective study. Journal of the American Academy of Dermatology. 74 (6), 1114-1120 (2016).
  41. Chen, C. S., Elias, M., Busam, K., Rajadhyaksha, M., Marghoob, A. A. Multimodal in vivo optical imaging, including confocal microscopy, facilitates presurgical margin mapping for clinically complex lentigo maligna melanoma. British Journal of Dermatology. 153 (5), 1031-1036 (2005).
  42. Yelamos, O., et al. Handheld reflectance confocal microscopy for the detection of recurrent extramammary Paget disease. JAMA Dermatology. 153 (7), 689-693 (2017).
  43. Ardigo, M., Longo, C., Gonzalez, S. Multicentre study on inflammatory skin diseases from The International Confocal Working Group: Specific confocal microscopy features and an algorithmic method of diagnosis. British Journal of Dermatology. 175 (2), 364-374 (2016).
  44. Moscarella, E., Argenziano, G., Lallas, A., Pellacani, G., Longo, C. Confocal microscopy: A new era in understanding the pathophysiologic background of inflammatory skin diseases. Experimental Dermatology. 23 (5), 320-321 (2014).
  45. Bertrand, C., Corcuff, P. In vivo spatio-temporal visualization of the human skin by real-time confocal microscopy. Scanning. 16 (3), 150-154 (1994).
  46. Saknite, I., et al. Features of cutaneous acute graft-versus-host disease by reflectance confocal microscopy. British Journal of Dermatology. 181 (4), 829-831 (2019).
  47. Aleissa, S., et al. Presurgical evaluation of basal cell carcinoma using combined reflectance confocal microscopy-optical coherence tomography: A prospective study. Journal of the American Academy of Dermatology. 82 (4), 962-968 (2020).
  48. Bang, A. S., et al. Noninvasive, in vivo, characterization of cutaneous metastases using a novel multimodal RCM-OCT imaging device: A case-series. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. , (2022).
  49. Dickensheets, D. L., Kreitinger, S., Peterson, G., Heger, M., Rajadhyaksha, M. Wide-field imaging combined with confocal microscopy using a miniature f/5 camera integrated within a high NA objective lens. Optics Letters. 42 (7), 1241-1244 (2017).
  50. Kose, K., et al. Automated video-mosaicking approach for confocal microscopic imaging in vivo: an approach to address challenges in imaging living tissue and extend field of view. Scientific Reports. 7 (1), 10759 (2017).
  51. Zhao, J., et al. Deep learning-based denoising in high-speed portable reflectance confocal microscopy. Lasers in Surgery and Medicine. 53 (6), 880-891 (2021).
  52. Curiel-Lewandrowski, C., Stratton, D. B., Gong, C., Kang, D. Preliminary imaging of skin lesions with near-infrared, portable, confocal microscopy. Journal of the American Academy of Dermatology. 85 (6), 1624-1625 (2021).
  53. Freeman, E. E., et al. Feasibility and implementation of portable confocal microscopy for point-of-care diagnosis of cutaneous lesions in a low-resource setting. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (2), 499-502 (2021).
  54. Peterson, G., et al. Feasibility of a video-mosaicking approach to extend the field-of-view for reflectance confocal microscopy in the oral cavity in vivo. Lasers in Surgery and Medicine. 51 (5), 439-451 (2019).
  55. Kurugol, S., et al. Automated delineation of dermal-epidermal junction in reflectance confocal microscopy image stacks of human skin. Journal of Investigative Dermatology. 135 (3), 710-717 (2015).
  56. Kose, K., et al. Utilizing machine learning for image quality assessment for reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 140 (6), 1214-1222 (2020).
  57. Campanella, G., et al. Deep learning for basal cell carcinoma detection for reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 142 (1), 97-103 (2022).
  58. Wodzinski, M., Skalski, A., Witkowski, A., Pellacani, G., Ludzik, J. Convolutional neural network approach to classify skin lesions using reflectance confocal microscopy. 41st Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society EMBC 2019. , (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

186

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved