Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir Protokolle für die Aufnahme von qualitativ hochwertigen Bildern mit neuartigen, nicht-invasiven Bildgebungsgeräten der konfokalen Reflexionsmikroskopie (RCM) und der kombinierten RCM und der optischen Kohärenztomographie (OCT). Wir machen Kliniker auch mit ihren klinischen Anwendungen vertraut, damit sie die Techniken in die regulären klinischen Arbeitsabläufe integrieren können, um die Patientenversorgung zu verbessern.

Zusammenfassung

Hautkrebs ist eine der häufigsten Krebserkrankungen weltweit. Die Diagnose beruht auf einer visuellen Inspektion und Dermatoskopie, gefolgt von einer Biopsie zur histopathologischen Bestätigung. Während die Sensitivität der Dermatoskopie hoch ist, führt die geringere Spezifität dazu, dass 70%-80% der Biopsien als gutartige Läsionen in der Histopathologie diagnostiziert werden (falsch positive Ergebnisse in der Dermatoskopie).

Die konfokale Reflexionsmikroskopie (RCM) und die optische Kohärenztomographie (OCT) können die Diagnose von Hautkrebs nicht-invasiv leiten. RCM visualisiert die zelluläre Morphologie in en-face-Schichten . Es hat die diagnostische Spezifität für Melanome und pigmentierte keratinozytäre Hautkrebserkrankungen gegenüber der Dermatoskopie verdoppelt und die Anzahl der Biopsien gutartiger Läsionen halbiert. RCM erwarb Abrechnungscodes in den USA und wird nun in Kliniken integriert.

Einschränkungen wie die geringe Tiefe (~200 μm) der Bildgebung, der schlechte Kontrast für nicht pigmentierte Hautläsionen und die Bildgebung in en-face-Schichten führen jedoch zu einer relativ geringeren Spezifität für den Nachweis von nichtpigmentierten Basalzellkarzinomen (BCCs) - oberflächlichen BCCs, die an die Basalzellschicht angrenzen, und tieferen infiltrativen BCCs. Im Gegensatz dazu fehlt der OCT die zelluläre Auflösung, sondern sie bildet Gewebe in vertikalen Ebenen bis zu einer Tiefe von ~1 mm ab, was den Nachweis sowohl oberflächlicher als auch tieferer Subtypen von BCCs ermöglicht. Somit ergänzen sich beide Techniken im Wesentlichen.

Ein "multimodales", kombiniertes RCM-OCT-Gerät bildet gleichzeitig Hautläsionen sowohl im en-face- als auch im vertikalen Modus ab. Es ist nützlich für die Diagnose und Behandlung von Basalzellkarzinom (nicht-chirurgische Behandlung von oberflächlichen Basalzellkarzinomen vs. chirurgische Behandlung für tiefere Läsionen). Eine deutliche Verbesserung der Spezifität wird für den Nachweis kleiner, nicht pigmentierter BCCs gegenüber RCM allein erzielt. RCM- und RCM-OCT-Geräte bringen einen großen Paradigmenwechsel in der Diagnose und Behandlung von Hautkrebs mit sich. Ihre Verwendung ist jedoch derzeit auf akademische tertiäre Versorgungszentren und einige Privatkliniken beschränkt. Dieses Papier macht Kliniker mit diesen Geräten und ihren Anwendungen vertraut und befasst sich mit Translationsbarrieren im klinischen Routineablauf.

Einleitung

Traditionell beruht die Diagnose von Hautkrebs auf einer visuellen Inspektion der Läsion, gefolgt von einer genaueren Betrachtung verdächtiger Läsionen mit einer Vergrößerungslinse, die als Dermatoskop bezeichnet wird. Ein Dermatoskop liefert unterirdische Informationen, die die Sensitivität und Spezifität gegenüber der visuellen Inspektion zur Diagnose von Hautkrebs erhöhen 1,2. Der Dermatoskopie fehlen jedoch zelluläre Details, was häufig zu einer Biopsie zur histopathologischen Bestätigung führt. Die geringe und variable Spezifität (67% bis 97%) der Dermatoskopie3 führt zu falsch positiven Ergebnissen und Biopsien, die sich als gutartige Läsionen in der Pathologie herausstellen. Eine Biopsie ist nicht nur ein invasiver Eingriff, der Blutungen und Schmerzen verursacht4, sondern auch an kosmetisch sensiblen Regionen wie dem Gesicht aufgrund von Narbenbildung höchst unerwünscht ist.

Um die Patientenversorgung durch Überwindung bestehender Einschränkungen zu verbessern, werden viele nicht-invasive In-vivo-Bildgebungsgeräte erforscht 5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18 . RCM- und OCT-Geräte sind die beiden wichtigsten optischen nichtinvasiven Geräte, die zur Diagnose von Hautläsionen, insbesondere Hautkrebs, verwendet werden. RCM hat in den USA Abrechnungscodes für die aktuelle Verfahrensterminologie (CPT) erworben und wird zunehmend in akademischen Tertiärversorgungszentren und einigen Privatkliniken verwendet 7,8,19. RCM bildet Läsionen mit nahezu histologischer (zellulärer) Auflösung ab. Die Bilder befinden sich jedoch in der En-Face-Ebene (Visualisierung einer Hautschicht nach der anderen), und die Tiefe der Bildgebung ist auf ~200 μm begrenzt, was ausreicht, um nur die oberflächliche (papilläre) Dermis zu erreichen. Die RCM-Bildgebung beruht auf dem Reflexionskontrast verschiedener Strukturen in der Haut. Melanin verleiht den höchsten Kontrast und macht pigmentierte Läsionen hell und leichter zu diagnostizieren. Somit hat RCM in Kombination mit Dermatoskopie die Diagnose (Sensitivität von 90% und Spezifität von 82%) gegenüber der Dermatoskopie von pigmentierten Läsionen, einschließlich Melanomen20, signifikant verbessert. Aufgrund eines Mangels an Melaninkontrast in rosa Läsionen, insbesondere bei Basalzellkarzinomen, weist RCM jedoch eine geringere Spezifität auf (37,5%-75,5%)21. Ein herkömmliches OCT-Gerät, ein weiteres häufig verwendetes nichtinvasives Gerät, bildet Läsionen mit einer Tiefe von bis zu 1 mm in der Haut ab und visualisiert sie in einer vertikalen Ebene (ähnlich der Histopathologie)9. OCT fehlt jedoch die zelluläre Auflösung. OCT wird hauptsächlich zur Diagnose von keratinozytären Läsionen, insbesondere BCCs, verwendet, weist jedoch immer noch eine geringere Spezifitätauf 9.

Um die bestehenden Einschränkungen dieser Geräte zu überwinden, wurde daher ein multimodales RCM-OCT-Gerät gebaut22. Dieses Gerät integriert RCM und OCT in einer einzigen, tragbaren Bildgebungssonde und ermöglicht die gleichzeitige Erfassung von gemeinsam registrierten RCM-Bildern und vertikalen OCT-Bildern der Läsion. OCT liefert architektonische Details der Läsionen und kann tiefer (bis zu einer Tiefe von ~1 mm) in der Haut abgebildet werden. Es hat auch ein größeres Sichtfeld (FOV) von ~2 mm22 im Vergleich zum tragbaren RCM-Gerät (~0,75 mm x 0,75 mm). RCM-Bilder werden verwendet, um zelluläre Details der auf OCT identifizierten Läsion bereitzustellen. Dieser Prototyp ist noch nicht kommerzialisiert und wird als Prüfpräparat in den Kliniken23,24,25 eingesetzt.

Trotz ihres Erfolgs bei der Verbesserung der Diagnose und Behandlung von Hautkrebs (wie in der Literatur unterstützt) sind diese Geräte in Kliniken noch nicht weit verbreitet. Dies ist hauptsächlich auf den Mangel an Experten zurückzuführen, die diese Bilder lesen können, aber auch auf den Mangel an geschulten Technikern, die am Krankenbett effizient (innerhalb eines klinischen Zeitrahmens) Bilder in diagnostischer Qualität aufnehmen können8. In diesem Manuskript ist es das Ziel, das Bewusstsein und die eventuelle Einführung dieser Geräte in Kliniken zu erleichtern. Um dieses Ziel zu erreichen, machen wir Dermatologen, Dermatopathologen und Mohs-Chirurgen mit Bildern von normaler Haut und Hautkrebs vertraut, die mit den RCM- und RCM-OCT-Geräten aufgenommen wurden. Wir werden auch den Nutzen jedes Geräts für die Diagnose von Hautkrebs detailliert beschreiben. Am wichtigsten ist, dass der Schwerpunkt dieses Manuskripts darauf liegt, eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für die Bildaufnahme mit diesen Geräten zu geben, die eine gute Bildqualität für den klinischen Einsatz gewährleisten.

Protokoll

Alle unten beschriebenen Protokolle folgen den Richtlinien der institutionellen Ethikkommission für Humanforschung.

1. RCM-Gerät und Bildgebungsprotokoll

HINWEIS: Es gibt zwei kommerziell erhältliche In-vivo-RCM-Geräte : Wide-Probe RCM (WP-RCM) und Handheld-RCM (HH-RCM). Das WP-RCM ist in ein digitales Dermatoskop integriert. Diese beiden Geräte sind einzeln oder als kombinierte Einheit erhältlich. Nachfolgend finden Sie die Bilderfassungsprotokolle mit der neuesten Generation (Generation 4) der WP-RCM- und HH-RCM-Geräte zusammen mit ihren klinischen Indikationen.

  1. Läsionsauswahl und klinische Indikationen
    1. Suchen Sie nach den folgenden Arten von Läsionen: dermoskopisch zweideutig rosa (BCC, Plattenepithelkarzinom [SCC], aktinische Keratose [AK], andere gutartige Läsionen) oder pigmentierte Läsion (Nävi und Melanom, pigmentierte keratinozytäre Läsionen); ein Nävus, der sich kürzlich bei der klinischen oder dermatoskopierten Untersuchung verändert hat; entzündliche Läsionen zur Bestimmung von Entzündungsmustern.
    2. Führen Sie eine Kartierung der Lentigo maligna (LM)-Ränder durch, um das Ausmaß der Läsion zu bestimmen, und Kartierung und Auswahl von Biopsiestellen für Erkrankungen mit subklinischer Ausdehnung wie extramammäre Paget-Krankheit (EMPD) und LM.
    3. Führen Sie eine nichtinvasive Überwachung nicht-chirurgischer Behandlungen wie topische Medikamente (Imiquimod), Bestrahlung, photodynamische Therapie und Laserablation durch.
  2. Verwenden Sie zur Geräteauswahl das WP-RCM-Gerät für Läsionen, die sich auf relativ flachen Hautoberflächen (Rumpf und Extremitäten) befinden, und das HH-RCM-Gerät für Läsionen auf gekrümmten Oberflächen (Nase, Ohrläppchen, Augenlider und Genitalien).
    HINWEIS: Die Auswahl des Bildgebungsgeräts hängt hauptsächlich von der Lokalisation der Läsion ab.
  3. Positionieren Sie den Patienten für die Bildgebung auf einem vollständig verstellbaren Stuhl oder einem flachen Untersuchungstisch mit Kissen oder einer Armlehne zur Unterstützung und um eine flache Bildgebungsfläche zu erhalten.
    HINWEIS: WP-RCM-Geräte der älteren Generation (Generation 3) dauerten ~ 30 Minuten pro Läsion. Die Bildgebung einer einzelnen Läsion kann ~15 Minuten dauern, da das WP-RCM-Gerät der neueren Generation (Generation 4) derzeit in Kliniken verwendet wird. Trotz der verbesserten Erfassungszeit sorgt die bequeme Positionierung des Patienten für minimale Bewegungsartefakte und unterstützt die Aufnahme von Bildern in höchster Qualität. Die folgenden Schritte können bei der korrekten Positionierung des Patienten helfen:
  4. Um sich auf die Bildgebung vorzubereiten, reinigen Sie die Läsion und die umgebende Haut mit einem Alkoholtuch, um Schmutz, Lotion oder Make-up zu entfernen. Rasieren Sie behaarte Hautoberflächen, bevor Sie das Gewebefenster anbringen, um Luftblasen zu vermeiden, die die Visualisierung von Gewebemikrostrukturen behindern können.
    HINWEIS: Um schwere Kosmetika oder Sonnenschutzmittel zu entfernen, reinigen Sie die Stelle vor der Reinigung mit Alkohol mit einer milden Seife und Wasser.
  5. Bildaufnahme mit dem WP-RCM-Gerät (Abbildung 1, Abbildung 2, Ergänzende Abbildung S1, Ergänzende Abbildung S2und Ergänzende Abbildung S3)
    HINWEIS: WP-RCM-Geräte sind in der Lage, Stapel, Mosaik, Live-Single-Frame-Videos und Single-Frame-Bilder aufzunehmen.
    1. Um eine Einweg-Fensterkappe aus Kunststoff an der Läsion zu befestigen (Abbildung 1), positionieren Sie die Sonde senkrecht zur Läsion, um die besten Bilder zu erhalten. In Abbildung 1A-F finden Sie ein Beispiel für eine Befestigung. Geben Sie einen Tropfen Mineralöl auf die Mitte des Kunststofffensters und verteilen Sie es vorsichtig über die Fensterbreite (Abbildung 1A). Entfernen Sie die Papierunterlage von der Klebeseite des Kunststofffensters. Dehnen Sie die Haut sanft, um Faltenbildung zu vermeiden, und befestigen Sie das Fenster.
      HINWEIS: Verwenden Sie Mineralöl in Lebensmittelqualität, das sicher ist und eine hohe Viskosität aufweist. Stellen Sie sicher, dass die Läsion zentriert und vollständig bedeckt ist. Bei Läsionen, die größer als 8 mm x 8 mm sind, können Sie entweder die betroffenen Bereiche auf der Grundlage einer Dermatoskopie abbilden oder separate Bildgebungssitzungen durchführen, um die gesamte Läsion abzudecken.
    2. Aufnehmen von Dermatoskopiebildern (Abbildung 1C, D)
      HINWEIS: Ein dermatoskopiertes Bild wird aufgenommen, um als Leitfaden für die Navigation innerhalb der Läsion zu dienen. Die folgenden Schritte sollten verwendet werden, um eine perfekte Registrierung zwischen dem Dermatoskopiebild und dem konfokalen Bild zu gewährleisten.
      1. Bewegen Sie die WP-RCM-Sonde über die Kunststofffensterkappe und nähern Sie sich dem besten Einführwinkel für die Sonde an (Abbildung 1C). Suchen Sie den kleinen, weißen Pfeil an der Seite der Sonde (Abbildung 1C) und richten Sie ihn an dem Pfeil an der Seite der Dermatoskopiekamera aus (Abbildung 1C).
      2. Setzen Sie die Dermatoskopiekamera in die Kunststofffensterkappe ein (Abbildung 1D). Drücken Sie den Auslöser an der Kamera, um ein Bild aufzunehmen. Entfernen Sie das Dermatoskop. Stellen Sie vor Beginn der Bildgebungssitzung sicher, dass das Dermatoskopbild die gesamte Läsionsoberfläche abdeckt.
    3. Um die RCM-Sonde an der Einwegkappe aus Kunststoff zu befestigen (Abbildung 1E, F), geben Sie eine erbsengroße Menge Ultraschallgel in die Einweg-Fensterkappe aus Kunststoff (Abbildung 1E). Führen Sie die Sonde in die Kappe ein, bis ein scharfes Klicken zu hören ist (Abbildung 1F).
      HINWEIS: Um die besten Bilder zu erhalten, führen Sie die Sonde senkrecht (in einem 90°-Winkel) zum Kunststofffenster ein. Die Höhe des Untersuchungsstuhls kann angehoben werden, um eine flachere Oberfläche zu erreichen, Bewegungsartefakte zu reduzieren, Luftblasen auszustoßen (Abbildung 3 und Abbildung 4) und eine sichere Befestigung auf der Haut zu gewährleisten.
    4. Erfassen von RCM-Bildern (Abbildung 2, ergänzende Abbildung S1 und ergänzende Abbildung S2)
      1. Verwenden Sie das Dermatoskopiebild (Schritt 5.2.) für die RCM-Bildaufnahme (Ergänzende Abbildung S1). Wählen Sie das Zentrum der Läsion und identifizieren Sie die oberste (hellste) Schicht der Haut - die anucleate Schicht des Stratum corneum (ergänzende Abbildung S1).
      2. Setzen Sie die Abbildungstiefe auf dieser Ebene auf Null (ergänzende Abbildung S1).
        HINWEIS: Diese Tiefe dient als Referenzpunkt für die Bestimmung der tatsächlichen z-Tiefe der nachfolgenden Schichten innerhalb der Läsion.
      3. Erfassen Sie einen Stapel in der Mitte der Läsion (Abbildung 2 und ergänzende Abbildung S1), indem Sie auf das Stapelsymbol klicken. Wählen Sie eine anatomische Stelle aus dem Dropdown-Menü aus: Gesicht oder Körper. Stellen Sie 4,5 μm Schrittweite und 250 μm Tiefe ein.
        HINWEIS: Beginnen Sie die Stapel vom Stratum corneum und enden Sie an den tiefsten sichtbaren Schichten in der Dermis. Die ergänzende Abbildung S1 zeigt ein Beispiel für das Abrufen eines Stapels, während Abbildung 2 ein Beispiel für einen Stapel zeigt.
      4. Erwerben Sie ein Mosaik: Nehmen Sie das erste Mosaik an der dermal-epidermalen Verbindung (DEJ) (Ergänzende Abbildung S2). Identifizieren Sie die DEJ-Schicht im erfassten Stapel und wählen Sie dann mit der Maus ein Quadrat von 8 mm x 8 mm aus, um die gesamte Läsion abzudecken. Drücken Sie auf das Mosaiksymbol, um den Vorgang abzuschließen (ergänzende Abbildung S2). Erwerben Sie mindestens 5 Mosaike in verschiedenen Tiefen: Stratum corneum, Stratum spinosum, suprabasale Schicht, DEJ und oberflächliche papilläre Dermis.
      5. Öffnen Sie das DEJ-Mosaik, um den Erwerb der nachfolgenden Mosaike zu steuern. Klicken Sie auf eine beliebige Struktur im DEJ-Mosaik, um diesen Bereich in der Live-View-Abbildung anzuzeigen. Scrollen Sie nach unten, um Mosaike an der Dermis zu erhalten, und dann nach oben (vom DEJ), um Mosaike in der Epidermis aufzunehmen.
      6. Lassen Sie die erworbenen Mosaike von dem erfahrenen RCM-Leser bewerten, der am Krankenbett anwesend ist, um die Region von Interesse zu identifizieren und Stapel zu entnehmen. In Abwesenheit eines Experten am Krankenbett erfassen Sie 5 Stapel: einen in jedem Quadranten und einen in der Mitte der Läsion mit einem homogenen Muster in der Dermatoskopie (Schritte 1.5.2.). Erwerben Sie bei heterogenen Läsionen zusätzliche Stapel, um alle dermatoskopierten Merkmale abzudecken.
        HINWEIS: Ein "Stapel" (Abbildung 2) ist eine sequenzielle Sammlung von hochauflösenden Einzelbildern mit kleinem Sichtfeld (FOV) (0,5 mm x 0,5 mm), die in der Tiefe von der obersten Schicht der Epidermis bis zur oberflächlichen Dermis (~200 μm) aufgenommen wurden. Ein "Mosaik" (Ergänzende Abbildung S2) ist ein großes Sichtfeld von Bildern, die durch Zusammenfügen einzelner 500 μm x 500 μm-Bilder in "X-Y" ( horizontale Flächenebene) erhalten werden.
    5. Abschließen einer Imaging-Sitzung
      1. Klicken Sie auf Fertiges Imaging.
      2. Nehmen Sie das Mikroskop vom Kunststofffenster ab. Entfernen Sie das Kunststofffenster, indem Sie die Haut des Patienten vorsichtig straff halten, und entsorgen Sie es. Wischen Sie das Öl auf der Haut mit einem Alkoholtupfer ab.
      3. Lösen Sie den Schutzkegel, der die Mikroskoplinse umgibt. Reinigen Sie die Spitze der Objektivlinse mit einem Alkoholtupfer, um das Ultraschallgel zu entfernen. Trocknen Sie die Objektivlinse mit einem Papiertuch ab. Befestigen Sie den Kunststoffkegel wieder an der Mikroskopsonde.
        HINWEIS: Bilder können gelesen werden, und ein Bericht kann am Krankenbett von einem geschulten Arzt erstellt und unterschrieben werden. In Ermangelung eines fachkundigen Lesegeräts kann ein Remote-Experte konsultiert werden, indem die Bilder entweder über die Cloud oder über eine telekonfokale Live-Sitzungübertragen werden 26.
    6. Erstellung eines konfokalen diagnostischen Bewertungsberichts (ergänzende Abbildung S3)
      1. Klicken Sie auf Neue Auswertung. Geben Sie die Diagnose aus den vorausgewählten Optionen im Dropdown-Menü ein.
      2. Wenn eine weitere Bildgebungssitzung erforderlich ist, wählen Sie Bilder aus, die unzureichend sind und erneut aufgenommen werden müssen. Wenn eine beschreibende Diagnose erforderlich ist, wählen Sie " Andere" aus und beschreiben Sie sie im Freitextfeld am Ende des Formulars. Geben Sie den CPT-Code für die Abrechnung7 ein (Ergänzende Abbildung S3A). Wählen Sie die anwendbaren Merkmale, die während der Bildgebung angezeigt werden, aus der Berichtsprüfliste aus (ergänzende Abbildung S3B). Wählen Sie die entsprechende Verwaltung aus der Checkliste aus.
        HINWEIS: Für die HH-RCM-Bildgebung gilt kein Abrechnungscode.
      3. Klicken Sie auf Fertig stellen und unterschreiben. Generieren Sie den Bericht als PDF und drucken Sie ihn aus. Lassen Sie den Bericht von einem Arzt unterschreiben und fügen Sie ihn zur Abrechnung in die Patientenakte ein.
  6. Bildaufnahme mit dem HH-RCM-Gerät (Abbildung 5)
    HINWEIS: HH-RCM-Geräte sind in der Lage, Stapel, Live-Singleframe-Videos und Single-Framed-Bilder aufzunehmen.
    1. Umschließen Sie die vom Arzt identifizierte Läsion mit einem Papierring. Führen Sie die in Abschnitt 3 beschriebenen Schritte aus. zur Positionierung des Patienten und zur Reinigung der Läsionsstelle.
      HINWEIS: Wählen Sie die Größe des Papierrings (5-15 mm) basierend auf der Größe der Läsion, um die Grenze der Läsion zu definieren und sicherzustellen, dass die Bildgebung innerhalb der Läsion durchgeführt wird. Wenn kein Papierring verfügbar ist, verwenden Sie Papierband, um die Läsion zu definieren.
    2. Entfernen Sie die Kunststoffkappe, die das Mikroskopobjektiv abdeckt. Tragen Sie eine erbsengroße Menge Ultraschallgel auf die Objektivlinse des HH-RCM auf und decken Sie diese mit der Kunststoffkappe ab (Ergänzende Abbildung S3A). Geben Sie einen großzügigen Tropfen Mineralöl auf die Seite der Plastikkappe, die die Haut berührt.
      HINWEIS: Erhöhen Sie bei Bedarf die Ölmenge für sehr trockene Haut.
    3. Drücken Sie die Sonde mit festem Druck auf die Läsionsstelle auf der Haut. Verwenden Sie die Z-Tiefenregler am HH-RCM-Gerät, um sich in verschiedenen Tiefen innerhalb der Läsion auf und ab zu bewegen (ergänzende Abbildung S3B). Erfassen Sie mehrere Einzelbildbilder und -stapel in den interessierenden Bereichen. Nehmen Sie Stapel wie in Schritt 1.5.4.3 beschrieben.
    4. Bei großen Läsionen, bei denen das WP-RCM-Gerät nicht angebracht werden kann, nehmen Sie kontinuierliche Videos in verschiedenen Schichten auf, indem Sie die HH-RCM-Sonde über die gesamte Läsionsoberfläche bewegen. Klicken Sie dazu auf das Videoaufnahmesymbol . Zeichnen Sie bei Bedarf die Bewegung der Blutzellen in den Gefäßen auf.
      HINWEIS: Diese Videos können später mit Software zusammengefügt werden, um große FOV-Bilder ähnlich wie Mosaike bereitzustellen.
    5. Drücken Sie Fertiges Imaging, nachdem die Imaging-Sitzung abgeschlossen ist. Reinigen Sie die Läsion mit einem Alkoholtupfer, um das Öl zu entfernen. Entfernen Sie das Ultraschallgel von der Objektivlinse der Sonde, indem Sie es mit einem Alkoholtuch reinigen und die Kunststoffkappe wieder anbringen.
      HINWEIS: Im Gegensatz zum WP-RCM-Gerät, das von einem Techniker bedient werden kann, sollte das HH-RCM von einem RCM-Lesegerät bedient werden, das Bilder in Echtzeit interpretieren kann, um innerhalb der Läsion zu navigieren und zu einer korrekten Diagnose zu gelangen.

2. Kombiniertes RCM-OCT-Gerät und Bildgebungsprotokoll

HINWEIS: Es gibt nur einen Prototyp des RCM-OCT-Geräts. Dieses Gerät verfügt über eine Handsonde und kann auf allen Körperoberflächen verwendet werden, ähnlich wie das HH-RCM-Gerät. Es erfasst RCM-Stapel (ähnlich dem RCM-Gerät) und OCT-Raster (ein Video mit sequenziellen Querschnittsbildern22). Sowohl RCM- als auch OCT-Bilder sind in Graustufen dargestellt. RCM-Bilder haben ein Sichtfeld von ~200 μm x 200 μm, während das OCT-Bild ein Sichtfeld von 2 mm (in der Breite) x 1 mm (in der Tiefe) hat. Nachfolgend finden Sie das Bildaufnahmeprotokoll mit dem RCM-OCT-Gerät sowie die klinischen Indikationen. Abbildung 6 zeigt ein Bild des RCM-OCT-Geräts, während Abbildung 7 das Softwaresystem des RCM-OCT-Geräts zeigt.

  1. Auswahl der Läsion
    1. Suchen Sie nach dermatoskopisch zweideutigen rosa oder pigmentierten Läsionen, um BCC auszuschließen.
    2. Beurteilen Sie die Tiefe des Basalzellkarzinoms für die Behandlung und beurteilen Sie das verbleibende Basalzellkarzinom nach der Behandlung.
  2. Positionierung des Patienten für die Bildgebung: Die Bildgebung einer einzelnen Läsion kann mit dem RCM-OCT-Gerät bis zu 20 Minuten dauern. Das Gerät ist auch eine Handsonde ähnlich dem HH-RCM-Gerät und kann daher frei über die Läsion bewegt werden. Ausführliche Informationen zur Patientenpositionierung finden Sie in Abschnitt 1.4. über.
  3. Vorbereitung der Stelle für die Bildgebung: Stellen Sie bei Verwendung dieser Sonde sicher, dass die Grenze der Läsion frei von übermäßigem Haar und topischen Verunreinigungen ist und klar definiert ist. Siehe Schritt 1.4.1. oben für weitere Details.
  4. Bildaufnahme mit dem RCM-OCT-Gerät (Abbildung 6 und Abbildung 7)
    1. Bereiten Sie die Sonde ähnlich wie beim HH-RCM vor (Schritte 1.6.1-1.6.2.)
    2. Erfassen Sie Bilder im Linienbildmodus und im Rastermodus .
      1. Klicken Sie auf die Bildgebungseinstellungen (Abbildung 7A). Wählen Sie den Linienbildmodus aus, um ein RCM-Bild (zelluläre Auflösung) aufzunehmen (Abbildung 7B). Stellen Sie die Schrittweite auf 5 μm und die Anzahl der Schritte auf 40 ein (Abbildung 7A).
      2. Klicken Sie auf Greifen. Erwerben Sie Stacks gemäß Schritt 1.5.4.3. Wenn Sie fertig sind, klicken Sie auf die Schaltfläche Einfrieren .
      3. Klicken Sie auf Bildeinstellungen. Wählen Sie den Raster-Modus aus, um ein korrelatives OCT-Video für die Läsionsarchitektur zu erfassen (Abbildung 7B). Wechseln Sie zur Registerkarte "Techniker " (Abbildung 7C). Wenn Sie fertig sind, klicken Sie auf die Schaltfläche Grab (Abbildung 7A) und drücken Sie sofort die Schaltfläche Speichern .
      4. Erwerben Sie mehrere Stapel und Videos basierend auf dem Interesse des Arztes.
      5. Reinigen Sie die Läsion und die Maschine wie in Schritt 1.6.5 beschrieben.

Ergebnisse

Konfokale Reflexionsmikroskopie (RCM)
Bildinterpretation auf RCM:
Die RCM-Bilder werden so interpretiert, dass sie die Auswertung histopathologischer Objektträger nachahmen. Mosaike werden zuerst ausgewertet, um das gesamte architektonische Detail zu erhalten und Problembereiche zu identifizieren, ähnlich wie bei der Bewertung von Histologieschnitten bei Scanning-Vergrößerung (2x). Anschließend wird das Mosaik vergrößert, um die zellulären Details zu bewerten, ähnlich wie ...

Diskussion

In diesem Artikel haben wir Protokolle für die Bildaufnahme mit In-vivo-RCM - und RCM-OCT-Geräten beschrieben. Derzeit gibt es zwei kommerziell erhältliche RCM-Geräte: Ein Wide-Probe oder Arm-montiertes RCM (WP-RCM) Gerät und ein tragbares RCM (HH-RCM) Gerät. Es ist wichtig zu verstehen, wann diese Geräte in klinischen Umgebungen eingesetzt werden müssen. Krebsart und -ort sind die Hauptfaktoren, die die Auswahl des Geräts bestimmen.

Das WP-RCM-Gerät eignet sich gut für Lä...

Offenlegungen

Ucalene Harris hat keine konkurrierenden finanziellen Interessen. Dr. Jain ist Berater bei Enspectra Health Inc. Dr. Milind Rajadhyaksha ist ein ehemaliger Mitarbeiter von Caliber ID (ehemals Lucid Inc.), dem Unternehmen, das das konfokale VivaScope-Mikroskop herstellt und vertreibt. Das VivaScope ist die kommerzielle Version eines ursprünglichen Laborprototyps, der von Dr. Rajadhyaksha entwickelt wurde, als er am Massachusetts General Hospital der Harvard Medical School war.

Danksagungen

Ein besonderes Dankeschön geht an Kwami Ketosugbo und Emily Cowen für ihre freiwillige Arbeit bei der Bildgebung. Diese Forschung wird durch einen Zuschuss des National Cancer Institute / National Institutes of Health (P30-CA008748) an das Memorial Sloan Kettering Cancer Center finanziert.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Crystal Plus 500FG mineral oilSTE Oil Company, Inc.A food grade, high viscous mineral oil used with our various devices during in vivo imaging.
RCM-OCTPhysical Science Inc.-A “multi-modal” combined RCM-OCT device simultaneously images skin lesions in both horizonal and vertical modes.
Vivascope 1500Caliber I.D.-A wide-probe RCM (WP-RCM) device that attaches to the skin to campture in vivo devices.
Vivascope 3000Caliber I.D.-A hand-held RCM (HH-RCM) device that is moved across the skin to capture in vivo images.

Referenzen

  1. Argenziano, G., et al. Accuracy in melanoma detection: A 10-year multicenter survey. Journal of the American Academy of Dermatology. 67 (1), 54-59 (2012).
  2. Vestergaard, M. E., Macaskill, P., Holt, P. E., Menzies, S. W. Dermoscopy compared with naked eye examination for the diagnosis of primary melanoma: A meta-analysis of studies performed in a clinical setting. British Journal of Dermatology. 159 (3), 669-676 (2008).
  3. Reiter, O., et al. The diagnostic accuracy of dermoscopy for basal cell carcinoma: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American Academy of Dermatology. 80 (5), 1380-1388 (2019).
  4. Abhishek, K., Khunger, N. Complications of skin biopsy. Journal of Cutaneous and Aesthetic Surgery. 8 (4), 239-241 (2015).
  5. Navarrete-Dechent, C., Fischer, C., Tkaczyk, E., Jain, M., Rao, B. K. Chapter 5: Principles of non-invasive diagnostic techniques in dermatology. Moschella and Hurley's Dermatology. 1, (2019).
  6. Wassef, C., Rao, B. K. Uses of non-invasive imaging in the diagnosis of skin cancer: An overview of the currently available modalities. International Journal of Dermatology. 52 (12), 1481-1489 (2013).
  7. Rajadhyaksha, M., Marghoob, A., Rossi, A., Halpern, A. C., Nehal, K. S. Reflectance confocal microscopy of skin in vivo: From bench to bedside. Lasers in Surgery and Medicine. 49 (1), 7-19 (2017).
  8. Jain, M., Pulijal, S. V., Rajadhyaksha, M., Halpern, A. C., Gonzalez, S. Evaluation of bedside diagnostic accuracy, learning curve, and challenges for a novice reflectance confocal microscopy reader for skin cancer detection in vivo. JAMA Dermatology. 154 (8), 962-965 (2018).
  9. Sattler, E., Kästle, R., Welzel, J. Optical coherence tomography in dermatology. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 061224 (2013).
  10. Wang, Y. -. J., Huang, Y. -. K., Wang, J. -. Y., Wu, Y. -. H. In vivo characterization of large cell acanthoma by cellular resolution optical coherent tomography. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 26, 199-202 (2019).
  11. Balu, M., et al. Distinguishing between benign and malignant melanocytic nevi by in vivo multiphoton microscopy. Cancer Research. 74 (10), 2688-2697 (2014).
  12. Balu, M., et al. In vivo multiphoton microscopy of basal cell carcinoma. JAMA Dermatology. 151 (10), 1068-1074 (2015).
  13. Lentsch, G., et al. Non-invasive optical biopsy by multiphoton microscopy identifies the live morphology of common melanocytic nevi. Pigment Cell and Melanoma Research. 33 (6), 869-877 (2020).
  14. Dimitrow, E., et al. Sensitivity and specificity of multiphoton laser tomography for in vivo and ex vivo diagnosis of malignant melanoma. Journal of Investigative Dermatology. 129 (7), 1752-1758 (2009).
  15. Ruini, C., et al. Line-field optical coherence tomography: In vivo diagnosis of basal cell carcinoma subtypes compared with histopathology. Clinical and Experimental Dermatology. 46 (8), 1471-1481 (2021).
  16. Suppa, M., et al. Line-field confocal optical coherence tomography of basal cell carcinoma: A descriptive study. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 35 (5), 1099-1110 (2021).
  17. Wang, Y. J., Wang, J. Y., Wu, Y. H. Application of cellular resolution full-field optical coherence tomography in vivo for the diagnosis of skin tumours and inflammatory skin diseases: A pilot study. Dermatology. 238 (1), 121-131 (2022).
  18. Jain, M., et al. Rapid evaluation of fresh ex vivo kidney tissue with full-field optical coherence tomography. Journal of Pathology Informatics. 6, 53 (2015).
  19. Mehta, P. P., et al. Patterns of use of reflectance confocal microscopy at a tertiary referral dermatology clinic. Journal of the American Academy of Dermatology. , (2021).
  20. Dinnes, J., et al. Reflectance confocal microscopy for diagnosing cutaneous melanoma in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2018).
  21. Dinnes, J., et al. Reflectance confocal microscopy for diagnosing keratinocyte skin cancers in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2018).
  22. Iftimia, N., et al. Handheld optical coherence tomography-reflectance confocal microscopy probe for detection of basal cell carcinoma and delineation of margins. Journal of Biomedical Optics. 22 (7), 76006 (2017).
  23. Monnier, J., et al. Combined reflectance confocal microscopy and optical coherence tomography to improve the diagnosis of equivocal lesions for basal cell carcinoma. Journal of the American Academy of Dermatology. 86 (4), 934-936 (2021).
  24. Navarrete-Dechent, C., et al. Management of complex head-and-neck basal cell carcinomas using a combined reflectance confocal microscopy/optical coherence tomography: a descriptive study. Archives of Dermatological Research. 313 (3), 193-200 (2021).
  25. Sahu, A., et al. Evaluation of a combined reflectance confocal microscopy-optical coherence tomography device for detection and depth assessment of basal cell carcinoma. JAMA Dermatology. 154 (10), 1175-1183 (2018).
  26. Rubinstein, G., Garfinkel, J., Jain, M. Live, remote control of an in vivo reflectance confocal microscope for diagnosis of basal cell carcinoma at the bedside of a patient 2500 miles away: A novel tele-reflectance confocal microscope approach. Journal of the American Academy of Dermatology. 81 (2), 41-42 (2019).
  27. Scope, A., et al. In vivo reflectance confocal microscopy imaging of melanocytic skin lesions: Consensus terminology glossary and illustrative images. Journal of the American Academy of Dermatology. 57 (4), 644-658 (2007).
  28. Calzavara-Pinton, P., Longo, C., Venturini, M., Sala, R., Pellacani, G. Reflectance confocal microscopy for in vivo skin imaging. Photochemistry and Photobiology. 84 (6), 1421-1430 (2008).
  29. Rajadhyaksha, M., Grossman, M., Esterowitz, D., Webb, R. H., Anderson, R. R. In vivo confocal scanning laser microscopy of human skin: Melanin provides strong contrast. Journal of Investigative Dermatology. 104 (6), 946-952 (1995).
  30. Gonzalez, S., Gonzalez, E., White, W. M., Rajadhyaksha, M., Anderson, R. R. Allergic contact dermatitis: Correlation of in vivo confocal imaging to routine histology. Journal of the American Academy of Dermatology. 40 (5), 708-713 (1999).
  31. Sahu, A., et al. Combined PARP1-targeted nuclear contrast and reflectance contrast enhances confocal microscopic detection of basal cell carcinoma. Journal of Nuclear Medicine. 63 (6), 912-918 (2021).
  32. González, S., Sackstein, R., Anderson, R. R., Rajadhyaksha, M. Real-time evidence of in vivo leukocyte trafficking in human skin by reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 117 (2), 384-386 (2001).
  33. Navarrete-Dechent, C., et al. Reflectance confocal microscopy terminology glossary for nonmelanocytic skin lesions: A systematic review. Journal of the American Academy of Dermatology. 80 (5), 1414-1427 (2019).
  34. Navarrete-Dechent, C., et al. Reflectance confocal microscopy terminology glossary for melanocytic skin lesions: A systematic review. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (1), 102-119 (2021).
  35. Sattler, E., Kastle, R., Welzel, J. Optical coherence tomography in dermatology. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 061224 (2013).
  36. Park, E. S. Skin-layer analysis using optical coherence tomography. Medical Lasers. 3 (1), 1-4 (2014).
  37. Marra, D. E., Torres, A., Schanbacher, C. F., Gonzalez, S. Detection of residual basal cell carcinoma by in vivo confocal microscopy. Dermatologic Surgery. 31 (5), 538-541 (2005).
  38. Alarcon, I., et al. In vivo reflectance confocal microscopy to monitor the response of lentigo maligna to imiquimod. Journal of the American Academy of Dermatology. 71 (1), 49-55 (2014).
  39. Guitera, P., et al. Surveillance for treatment failure of lentigo maligna with dermoscopy and in vivo confocal microscopy: new descriptors. British Journal of Dermatology. 170 (6), 1305-1312 (2014).
  40. Menge, T. D., Hibler, B. P., Cordova, M. A., Nehal, K. S., Rossi, A. M. Concordance of handheld reflectance confocal microscopy (RCM) with histopathology in the diagnosis of lentigo maligna (LM): A prospective study. Journal of the American Academy of Dermatology. 74 (6), 1114-1120 (2016).
  41. Chen, C. S., Elias, M., Busam, K., Rajadhyaksha, M., Marghoob, A. A. Multimodal in vivo optical imaging, including confocal microscopy, facilitates presurgical margin mapping for clinically complex lentigo maligna melanoma. British Journal of Dermatology. 153 (5), 1031-1036 (2005).
  42. Yelamos, O., et al. Handheld reflectance confocal microscopy for the detection of recurrent extramammary Paget disease. JAMA Dermatology. 153 (7), 689-693 (2017).
  43. Ardigo, M., Longo, C., Gonzalez, S. Multicentre study on inflammatory skin diseases from The International Confocal Working Group: Specific confocal microscopy features and an algorithmic method of diagnosis. British Journal of Dermatology. 175 (2), 364-374 (2016).
  44. Moscarella, E., Argenziano, G., Lallas, A., Pellacani, G., Longo, C. Confocal microscopy: A new era in understanding the pathophysiologic background of inflammatory skin diseases. Experimental Dermatology. 23 (5), 320-321 (2014).
  45. Bertrand, C., Corcuff, P. In vivo spatio-temporal visualization of the human skin by real-time confocal microscopy. Scanning. 16 (3), 150-154 (1994).
  46. Saknite, I., et al. Features of cutaneous acute graft-versus-host disease by reflectance confocal microscopy. British Journal of Dermatology. 181 (4), 829-831 (2019).
  47. Aleissa, S., et al. Presurgical evaluation of basal cell carcinoma using combined reflectance confocal microscopy-optical coherence tomography: A prospective study. Journal of the American Academy of Dermatology. 82 (4), 962-968 (2020).
  48. Bang, A. S., et al. Noninvasive, in vivo, characterization of cutaneous metastases using a novel multimodal RCM-OCT imaging device: A case-series. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. , (2022).
  49. Dickensheets, D. L., Kreitinger, S., Peterson, G., Heger, M., Rajadhyaksha, M. Wide-field imaging combined with confocal microscopy using a miniature f/5 camera integrated within a high NA objective lens. Optics Letters. 42 (7), 1241-1244 (2017).
  50. Kose, K., et al. Automated video-mosaicking approach for confocal microscopic imaging in vivo: an approach to address challenges in imaging living tissue and extend field of view. Scientific Reports. 7 (1), 10759 (2017).
  51. Zhao, J., et al. Deep learning-based denoising in high-speed portable reflectance confocal microscopy. Lasers in Surgery and Medicine. 53 (6), 880-891 (2021).
  52. Curiel-Lewandrowski, C., Stratton, D. B., Gong, C., Kang, D. Preliminary imaging of skin lesions with near-infrared, portable, confocal microscopy. Journal of the American Academy of Dermatology. 85 (6), 1624-1625 (2021).
  53. Freeman, E. E., et al. Feasibility and implementation of portable confocal microscopy for point-of-care diagnosis of cutaneous lesions in a low-resource setting. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (2), 499-502 (2021).
  54. Peterson, G., et al. Feasibility of a video-mosaicking approach to extend the field-of-view for reflectance confocal microscopy in the oral cavity in vivo. Lasers in Surgery and Medicine. 51 (5), 439-451 (2019).
  55. Kurugol, S., et al. Automated delineation of dermal-epidermal junction in reflectance confocal microscopy image stacks of human skin. Journal of Investigative Dermatology. 135 (3), 710-717 (2015).
  56. Kose, K., et al. Utilizing machine learning for image quality assessment for reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 140 (6), 1214-1222 (2020).
  57. Campanella, G., et al. Deep learning for basal cell carcinoma detection for reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 142 (1), 97-103 (2022).
  58. Wodzinski, M., Skalski, A., Witkowski, A., Pellacani, G., Ludzik, J. Convolutional neural network approach to classify skin lesions using reflectance confocal microscopy. 41st Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society EMBC 2019. , (2019).

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

WiderrufAusgabe 186

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Forschung

Lehre

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten