JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تعد الرئتان خارج الجسم الحي مفيدة لمجموعة متنوعة من التجارب لجمع البيانات الفسيولوجية مع استبعاد المتغيرات المربكة للتجارب في الجسم الحي. غالبا ما تكون الإعدادات التجارية باهظة الثمن ومحدودة في أنواع البيانات التي يمكنها جمعها. وصفنا طريقة لبناء إعداد معياري بالكامل ، قابل للتكيف مع تصميمات الدراسة المختلفة.

Abstract

تعد مستحضرات الرئة خارج الجسم الحي نموذجا مفيدا يمكن ترجمته إلى العديد من مجالات البحث المختلفة ، مكملا النماذج المقابلة في الجسم الحي وفي المختبر. يجب أن تكون المختبرات التي ترغب في استخدام رئتين معزولتين على دراية بالخطوات المهمة والتحديات الكامنة لإنشاء إعداد ميسور التكلفة وموثوق به ويمكن تكييفه بسهولة ليناسب موضوع الاهتمام. تصف هذه الورقة نموذج DIY (افعلها بنفسك) لتهوية رئة الفئران خارج الجسم الحي والتروية لدراسة تأثيرات الأدوية والغاز على نغمة الأوعية الدموية الرئوية ، بغض النظر عن التغيرات في النتاج القلبي. يتضمن إنشاء هذا النموذج أ) تصميم وبناء الجهاز ، و ب) إجراء عزل الرئة. ينتج عن هذا النموذج إعداد أكثر فعالية من حيث التكلفة من البدائل التجارية ولكنه معياري بما يكفي للتكيف مع التغييرات في أسئلة بحثية محددة. كان لا بد من حل العقبات المختلفة لضمان نموذج متسق يمكن استخدامه لمجموعة متنوعة من مواضيع البحث المختلفة. بمجرد إنشائه ، أثبت هذا النموذج أنه قابل للتكيف بشكل كبير مع الأسئلة المختلفة ويمكن تغييره بسهولة في مجالات الدراسة المختلفة.

Introduction

شهدت تقنيات نضح الرئة خارج الجسم الحي (EVLP)1 ارتفاعا في الاستخدام في العقد الماضي كوسيلة لدراسة عمليات زرع الرئة2 ، ونقص التروية / إعادة التروية3 ، واستقلاب الرئة4 ، والاستجابات المناعية5. توفر الرئتان المعزولتان ، ولكن السليمتان والمتصلتان بالتهوية والمعطوب ، القدرة المهمة للغاية على التقييم المباشر لاستجابة الرئتين ، بما في ذلك الأوعية الدموية الرئوية ، للتدخلات و / أو العلاجات المحتملة دون إرباك محتمل ، مثل المدخلات العصبية والهرمونية أو تغيير ديناميكا الدم في الجسم الحي. في الوقت نفسه ، يحافظون على التفاعل الفسيولوجي للتهوية والتروية ، على عكس الظروف المختبرية. على سبيل المثال ، يحتاج اقتراح يبحث في الاستجابات المناعية في الرئتين5 إلى نفس جودة البيانات مثل دراسة تركز على زيادة حجم مجموعة المانحين6 لزراعة الرئة. يمكن استخدام EVLP عبر مجموعة متنوعة من الأنواع ، بما في ذلك الفئران3 والجرذان7،8،9،10،11،12 والخنازير13 والبشر2. لذلك ، من الضروري إنشاء نموذج يمكنه إنتاج بيانات موثوقة من مجموعة متنوعة من المعلمات التجريبية المختلفة. سيتم إنشاء الصلة السريرية في الدراسات اللاحقة باستخدام نموذج EVLP كأداة.

في حين أن الإعدادات التجارية متاحة للشراء لمعظم الأنواع ، إلا أنها غالبا ما تكون باهظة التكلفة وتحصر الباحثين في علامة تجارية معينة من المعدات والبرامج الاحتكارية. يتطلب أي انحراف عن الإعداد الجاهز (على سبيل المثال ، الانتقال من نوع إلى آخر) التبصر والعمل حول الإعداد المقدم ، والذي قد يكون صعبا أو مستحيلا. في ما يلي ، يتم وصف إعداد DIY (افعلها بنفسك) للرئتين المعزولتين للفئران وهو معياري وفعال من حيث التكلفة ، بالإضافة إلى الإجراء الجراحي لعزل الرئتين.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

يتطلب الجزء في الجسم الحي من التجارب (من التخدير العام إلى القتل الرحيم) موافقة مسبقة من قبل اللجنة المؤسسية المعنية لرعاية واستخدام (IACUC). تمت الموافقة على جميع الإجراءات الموضحة هنا (رقم البروتوكول M1700168) من قبل IACUC في المركز الطبي بجامعة فاندربيلت ، ناشفيل ، تينيسي ، وتم تنفيذها وفقا لإرشادات REACH14. قبل التجريب ، تم إيواء جميع الفئران في مرفق رعاية التابع للمعهد ، مع حرية الوصول إلى الماء والغذاء. بما في ذلك الدراسات المختلفة خارج نطاق هذه المخطوطة ، استخدمنا ما مجموعه 148 من ذكور فأر Sprague Dawley ، تتراوح أعمارهم بين 7-10 أسابيع ، ويتراوح وزنها بين 250 جم و 400 جرام حتى الآن.

1. بناء الجهاز

ملاحظة: جميع الأجزاء ، بما في ذلك الشركات المصنعة المعنية ، مدرجة في جدول المواد.

  1. لتثبيت كل قطعة من المعدات في مكانها ، قم ببناء شبكة مبنية خصيصا للسماح بسهولة تكوين الأجهزة الجديدة ودمجها (الشكل 1). قم بتوصيل أعمدة الألمنيوم (بطول 1 إلى 2 قدم وقطر 1 سم ومتوفرة في أي متجر لاجهزة الكمبيوتر) ببعضها البعض باستخدام مشابك متقاطعة لإنشاء شبكة ثلاثية الأبعاد ، وضعها على صينية بلاستيكية (30 بوصة × 21 بوصة) لمنع انسكاب السوائل.
  2. قم بتركيب محولات الضغط على ارتفاع متساو مع الرئتين وتوصيلها بخطوط الشريان الرئوي (PA) والوريد الرئوي (PV) وأنبوب التهوية.
    ملاحظة: تنقل محولات الطاقة هذه البيانات إلى مكبرات الصوت الحيوية الخاصة بها والمتصلة بنظام الحصول على البيانات (DAQ) وبرامجه.
  3. بدلا من استخدام القنية المتاحة تجاريا ، قم بصنع قنيات مخصصة (الشكل 2) من أجزاء من أنابيب بلاستيكية صلبة بعرض 2 مم يتم حرقها في النهاية ، باستخدام لهب مكشوف للسماح بالربط الآمن للخيوط الجراحية. ثنيها على شكل حرف U لتقليل الضغط على الرئتين أثناء التعليق ولتناسب غرفة الرئة.
  4. لجعل الحجرة التي سيتم تهوية الرئتين فيها وتعطيرها ، ضع دورقا سعة 1,000 مل داخل دورق سعة 1,500 مل مع حمام مائي بين الاثنين وداخل دورق سعة 1,000 مل ، مما يؤدي إلى تكوين غلاية مزدوجة. ضع هذه الأكواب على صفيحة تسخين مضبوطة على 48 درجة مئوية ، مما يخلق حجرة للرئتين رطبة ومقاومة للتقلبات في درجة الحرارة.
  5. احتفظ بالمخزن المؤقت للتجربة في دورق حجمي سعة 150 مل يوضع على صفيحة تسخين مضبوطة على 37 درجة مئوية. استخدم قضيب تقليب مغناطيسي لتدوير المخزن المؤقت داخل الدورق. اضبط الغضروف المفصلي للمخزن المؤقت على ارتفاع بحيث يكون 4 سم فوق الرئة ، لإنشاء ضغط فطري 4 سمH 2O على PV. أثناء الجراحة ، تأكد من أن رئتي في نفس ارتفاع المخزن المؤقت لتقليل تكوين الوذمة الهيدروستاتيكية.
    ملاحظة: يؤدي استخدام قارورة إلى تقليل مساحة السطح الملامسة لهواء الغرفة ، مما يقلل من انتشار الغاز.
  6. استخدم مضخة دوارة لتحريك المخزن المؤقت عبر دائرة تتكون من ملف تسخين ومصيدة هواء قبل تعطير الرئة. أعد تدوير النفايات السائلة من الكهروضوئية مرة أخرى إلى القارورة الحجمية. قم بتوصيل كل من ملف التسخين ومصيدة الهواء بحمام مائي دائري مضبوط أيضا على 37 درجة مئوية. اضبط درجة حرارة الحمام المائي وفقا لسرعة المضخة ، بحيث تكون درجة حرارة البيرفوسات ثابتة تبلغ 37 درجة مئوية.

2. الإجراء

  1. قبل بدء التجربة ، قم بإعداد الإعداد.
    1. تأكد من تشغيل البرنامج (انظر أدناه) وجمع البيانات بشكل صحيح.
    2. قم بمعايرة جميع محولات الضغط يوميا للتأكد من أنها لا تنحرف.
    3. قم بإعداد المخزن المؤقت (انظر الجدول 1 لمعرفة مكونات محلول ملحي فسيولوجي مع 4٪ من ألبومين مصل الأبقار [BSA]) وتأكد من أن الرقم الهيدروجيني عند 7.4 ، باستخدام حمض الهيدروكلوريك لضبطه وفقا لذلك. قم بإعداد نظام التروية مع وجود مخزن مؤقت دافئ (الجدول 1) يدور في جميع الأنحاء ، مما يضمن عدم وجود فقاعات هواء. أضف BSA قبل 30 دقيقة على الأقل من بدء التجربة لمنحها وقتا كافيا للذوبان. في حالة عدم وجود جهاز أكسجين ، قم بإدخال غاز الفقاعات في مخزن التروية قبل إضافة BSA بتركيبة غاز 65٪ N2 و 30٪ O2 و 5٪ CO2 لتقليد مستويات CO2 في الرئتين في الجسم الحي . هذا يمنع المحلول من الرغوة بمجرد إضافة BSA.
    4. قم بإعداد منطقة العمليات بجميع الأدوات الجراحية اللازمة والخيوط والشريط. قم بإمالة لوحة التشغيل بزاوية 15 درجة ، بحيث يمكن وضع الجرذ المخدر مع رفع رأسه فوق بقية الجسم ، ويمكن التلاعب بالقصبة الهوائية وكتلة القلب والرئة بسهولة.
    5. ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة ، ووزن الفئران وإعطاء حقنة داخل الصفاق من بنتوباربيتال (65 ملغ / كغ -1). بعد 10 دقائق ، استخدم قرصة إصبع القدم للتأكد من الوصول إلى المستوى الجراحي للتخدير العام. تطبيق المزيد من التخدير إذا لزم الأمر.
  2. انقل الجرذ إلى منطقة العملية وقم بتثبيته على لوحة العمليات عن طريق لصق أرجله الأمامية بشكل منفصل ، متبوعا بأرجله الخلفية معا ، مع التأكد من أن الأرجل الأمامية مسجلة بشكل فضفاض بما يكفي للسماح بتصور منعكس الألم إذا لم يكن التخدير عميقا بدرجة كافية (الشكل 3 أ).
  3. قم بتأمين رأس الجرذ عن طريق لصق الفم بشريط طويل ورفيع خلف الأسنان الأمامية ، دون تقييد اللسان أو تدفق الهواء للفأر الذي لا يزال يتنفس تلقائيا (الشكل 3 ب).
  4. إجراء فغر القصبة الهوائية عن طريق قرص الجلد فوق القصبة الهوائية باستخدام ملقط وقطع مع مقص جراحي. باستخدام ملقط منحني ، قم بتشريح العضلات والأنسجة بصراحة للوصول إلى القصبة الهوائية. تأكد من عدم وجود نزيف خلال هذه الخطوة.
    1. مرر ملقط منحني أسفل القصبة الهوائية وافتحه لإفساح المجال لتمرير 3-0 خيوط تحتها يمكن بعد ذلك ربطها مسبقا في عقدة صندوقية (الشكل 3 ب). قم بعمل شق صغير بين حلقات الغضاريف في القصبة الهوائية وأدخل قنية القصبة الهوائية (إبرة معدلة 18 جم مع أنبوب قطره 1 مم ملتصق حول الطرف لإنشاء شق). اربط الخيط ، وتأكد من عدم خروج الهواء من شق القصبة الهوائية وأن القنية لا تضع أي ضغط على القصبة الهوائية.
  5. اضبط جهاز التنفس الصناعي ليعمل بخليط غاز 30٪ O2 و 5٪ CO2 و 65٪ N2 ، مع حجم المد والجزر (VT) من 10 مل / كجم ، وضغط الزفير النهائي الإيجابي (PEEP) من 0 cmH2O ، ومعدل 60 نفسا / دقيقة.
  6. بمجرد تأمين قنية القصبة الهوائية بالخيط ، ابدأ في تهوية الفئران بالإعدادات المذكورة أعلاه.
    ملاحظة: تم تكييف الطريقة الجراحية المستخدمة من Nelson et al.9 ويتم وصفها خطوة بخطوة.
  7. إزالة الفراء من بطن الفئران باستخدام مقص جراحي كبير والملقط.
    ملاحظة: يمكن أيضا استخدام مراهم إزالة الشعر قبل بدء التجربة.
  8. أثناء إجراء عملية الخنجري بالملقط ، قم بعمل شق أفقي صغير أسفل الضلوع ، مما يضمن بقاء الحجاب الحاجز سليما. بمجرد أن يمكن تصور الأعضاء الداخلية بأمان ، قم بتوسيع القطع الأفقي لكشف الحجاب الحاجز بأكمله.
  9. مع توخي الحذر الشديد لتجنب ثقب الرئتين ، قم بحقن الهيبارين (3000 وحدة / كجم -1) في الوريد الأجوف السفلي (IVC) باستخدام حقنة 22 جرام.
  10. مرة أخرى ، أمسك عملية الخنجري بالملقط واقطعها بشكل جمجمي على طول القص مع تصور الرئتين باستمرار لمنع قطعها.
  11. لرؤية كتلة القلب والرئة بشكل صحيح ، افرد القفص الصدري باستخدام ملقطين كبيرين وتأكد من تجنب كسر الأضلاع ، مما قد يؤدي إلى ثقب جزء عظمي حاد في الرئة (الشكل 3C).
    ملاحظة: بمجرد فتح القفص الصدري ، استخدم زقزقة من 2-3 سمH 2O ، يتم ضبطها بواسطة قفل مائي متصل بالطرف الزفيري لجهاز التنفس الصناعي ، لتجنب انخماص الرئة.
  12. في هذا الوقت ، قطع IVC للقتل الرحيم للفأر عن طريق الاستنزاف. تأكد بعناية من مرور 1 دقيقة على الأقل منذ حقن الهيبارين (انظر الخطوة 2.9) لمنحه الوقت الكافي للدوران ومنع الجلطات الدقيقة في الرئتين.
  13. عند وضع قنية التروية ، تحقق باستمرار من الضغوط للتأكد من عدم حدوث تغييرات مفاجئة.
    ملاحظة: يشير الارتفاع المفاجئ في الضغط أثناء تشغيل المضخة بسرعة ثابتة إلى تكوين انسداد ، بينما يمكن أن يشير الانخفاض المفاجئ إلى حدوث تسرب.
  14. قم بقص أي الغدة الصعترية الزائدة للسماح بتصور أسهل للأوعية الدموية الرئوية. حدد موقع السلطة الفلسطينية ، وقم بتمرير ملقط صغير منحني تحتها ، وقم مرة أخرى بتمرير خياطة 3-0 تحتها وربطها مسبقا في عقدة صندوقية.
  15. قم بعمل شق صغير في البطين الأيمن للقلب وأدخل قنية PA (مصنوعة من أنبوب بلاستيكي قطره 2 مم متوهج في النهاية باستخدام لهب مكشوف للسماح بربط الغرز) ، كونها لطيفة لتجنب تمزق الشريان المجاور. قم بتأمين القنية باستخدام الخيط والرائحة ، بدءا من 1.5 مل / دقيقة -1 (الشكل 3 د).
  16. استئصال قمة القلب على الفور لتجنب تراكم الضغط في الرئتين. باستخدام ملقط صغير منحني ، قم بتمزق الصمام التاجي وتأكد بصريا من أن الملقط قادر على دخول الأذين الأيسر دون قيود.
  17. ضع خياطة مربوطة مسبقا 3-0 حول القلب أسفل الأذين (الشكل 3E).
  18. أدخل القنية الكهروضوئية (بنية مماثلة لقنية PA) في الأذين الأيسر وتأكد من أن المخزن المؤقت يمكن أن يتدفق منه قبل ربط الخيط.
    ملاحظة: من الأهمية بمكان أن يتم وضع القنية الكهروضوئية بعد الصمام التاجي لضمان إمكانية ربطها بشكل صحيح ، مع عدم وضعها عميقا جدا بحيث تصيب التدفق الكهروضوئي أو العبء (الشكل 3E). توخ الحذر الشديد عند ربط الخيط ، لأن ربطه فضفاضا جدا يؤدي إلى فقدان التدفق ، في حين أن ربطه بإحكام شديد يمكن أن يتلف القلب ، ويضعف موضع القنية ويحتمل أن يتسبب في حدوث تسرب.
  19. قم بقص الأنسجة الزائدة بين التجويف الصدري وشق القصبة الهوائية باستخدام مقص ذو رأس غير حاد لتجنب إتلاف القصبة الهوائية. تأكد من أن القصبة الهوائية بأكملها أسفل قنية القصبة الهوائية وكتلة القلب والرئة بأكملها مرئية.
  20. قم بإزالة إحصار القلب والرئة والقصبة الهوائية عن طريق إمساك قنية القصبة الهوائية واستئصال النسيج الضام خلف القصبة الهوائية باستخدام مقص منحني غير حاد ، مع ترك المريء متصلا للحصول على دعم هيكلي إضافي (الشكل 3F).
  21. قم بزيادة معدل التدفق تدريجيا إلى أقصى تدفق يبلغ 40 مل / كجم -1 / دقيقة -1. اسمح لأول 50 مل من المخزن المؤقت بالتدفق خارج النظام لإزالة أي سيتوكينات التهابية قد يتم إطلاقها (الشكل 3G).
  22. حرك الرئتين المعزولتين برفق إلى حجرة الغلاية المزدوجة التي تم إنشاؤها باستخدام الكأسين. تأكد من أن قنية PA أو PV أو القصبة الهوائية لا تصبح ملتوية في أي وقت أثناء تحريك الرئتين أو تعليقهما.
    ملاحظة: الوقاية من انخماص الرئة أثناء استرجاع الرئة والاتصال بالإعداد أمر مهم ، خاصة عند استخدام EVLP للرئتين التالفتين بالفعل أو عند التخطيط للتدخلات قبل EVLP. يمكن تحقيق ذلك ، على سبيل المثال ، مقطع صغير على القصبة الهوائية بعد الإلهام قبل نقله إلى جهاز التنفس الصناعي15.

3. الحصول على البيانات

  1. لجمع البيانات ، استخدم أي محول تناظري إلى رقمي ونظام DAQ متاح تجاريا.
  2. انتبه إلى أن تردد أخذ العينات كاف للغرض المحدد (200 هرتز هنا) وأن جميع المعلمات التابعة ذات الصلة من مكبرات الصوت الحيوية وأجهزة الإدخال الأخرى يتم جمعها بشكل متزامن (ضغط مجرى الهواء ، PA ، والضغط الكهروضوئي المختار لهذا البروتوكول)16.
  3. سجل المعلمات المستقلة (على سبيل المثال ، سرعة التروية ، ومعدل التهوية ، وتكوين الغاز المهواة ، وتكوين المنحل بالكهرباء العازل ، ووزن الرئة).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

بعد 10 دقائق من قراءات الاستقرار وخط الأساس ، قمنا باختيار مجموعة أولى من 10 ذكور من فئران Sprague Dawley بشكل عشوائي إلى خمس مجموعات صغيرة: نقص التروية العالمي بدون تدفق لمدة 5 أو 7.5 أو 8 أو 9 أو 10 دقائق (ن = 2 لكل مجموعة) متبوعا بإعادة التروية. أجريت هذه التجارب الأولية المحدودة لتحديد أطول وقت ممكن لنق...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

تم إجراء أكثر من 100 تجربة بنجاح في مختبرنا باستخدام هذا الإعداد. أعطى التصميم المعياري لهذا الإعداد المخصص مرونة كبيرة للتغييرات المحتملة في المتطلبات التجريبية. في حين أن الإعدادات الأخرى تستخدم مزيل الأكسجين18 لتقليد استهلاك الأكسجين المستمر وإنتاج CO2 بواسطة الأعضاء ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب في المصالح ، مالية أو غير ذلك.

Acknowledgements

تم تقديم الدعم ، جزئيا ، من خلال جائزة مراجعة الجدارة (101 BX003482) من خدمة البحث والتطوير في المختبرات الطبية الحيوية التابعة لوزارة شؤون المحاربين القدامى الأمريكية ، ومنحة المعاهد الوطنية للصحة (5R01 HL123227) ، وجائزة المشروع التحويلي (962204) من جمعية القلب الأمريكية ، ومن خلال الصناديق المؤسسية الممنوحة للدكتور ريس. تلقى الدكتور بالزر تمويلا غير ذي صلة من Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG ، مؤسسة الأبحاث الألمانية) ، رقم المشروع BA 6287 / 1-1. يود المؤلفون أن يشكروا ماثيو د. أولسن وتشون تشو وتشو لي وريبيكا سي ريس على مساهماتهم القيمة في الدراسة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1,000 mL Glass BeakerPyrex, Chicago, IL
1,500 mL Glass BeakerPyrex, Chicago, IL
Air Trap Compliance ChamberRadnoti130149
BioamplifiersCWE IncBPM-832
ClampsFisher ScientificS02626
DAQ (Data Acquisition)National Instruments, Austin, TXNI USB-6343
Gas MixerCWE Inc, Ardmore, PAGSM-4
Heating CoilRadnoti, Covina, CA158822
Heating PlateThermo Fisher Scientific, Waltham, MA11-100-49SH
HeparinPfizerW63422
LabVIEW Full Development System 2014National Instruments
PentobarbitalDiamondback DrugsG2270-0235-50
pH700 ProbeOAKTON, Vernon Hills, IL EW-35419-10
Polystat Water BathCole-ParmerEW-12121-02
Rodent VentilatorHarvard Apparatus, Holliston, MAModel 683
Roller PumpCole-Parmer, Wertheim, Germany Ismatec REGLO Digital MS 2/8
Sprague Dawley RatCharles River, Wilmington, MAStrain code 001
VetScan i-STATAbraxis, Chicago, ILi-STAT 1

References

  1. Uhlig, S., Taylor, A. E. Methods in Pulmonary Research. , Birkhäuser. (1998).
  2. Ghaidan, H., et al. Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion. Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125(2019).
  3. Stone, M. L., et al. Ex vivo perfusion with adenosine A2A receptor agonist enhances rehabilitation of murine donor lungs after circulatory death. Transplantation. 99 (12), 2494-2503 (2015).
  4. Valenza, F., et al. The consumption of glucose during ex vivo lung perfusion correlates with lung edema. Transplantation Proceedings. 43 (4), 993-996 (2011).
  5. Sayner, S. L., et al. Paradoxical cAMP-induced lung endothelial hyperpermeability revealed by Pseudomonas aeruginosa ExoY. Circulation Research. 95 (2), 196-203 (2004).
  6. McAuley, D. F., et al. Clinical grade allogeneic human mesenchymal stem cells restore alveolar fluid clearance in human lungs rejected for transplantation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 306 (9), L809-L815 (2014).
  7. Pego-Fernandes, P. M., et al. Experimental model of isolated lung perfusion in rats: first Brazilian experience using the IL-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system. Transplantation Proceedings. 42 (2), 444-447 (2010).
  8. Noda, K., et al. Successful prolonged ex vivo lung perfusion for graft preservation in rats. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (3), e54-e60 (2014).
  9. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program. Journal of Visualized Experiments. (96), e52309(2015).
  10. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  11. Watson, K. E., Segal, G. S., Conhaim, R. L. Negative pressure ventilation enhances acinar perfusion in isolated rat lungs. Pulmonary Circulation. 8 (1), 2045893217753596(2018).
  12. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 319 (1), L61-L70 (2020).
  13. Hozain, A. E., et al. Multiday maintenance of extracorporeal lungs using cross-circulation with conscious swine. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (4), 1640-1653 (2020).
  14. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), e1000412(2010).
  15. van Zanden, J. E., Leuvenink, H. G. D., Verschuuren, E. A. M., Erasmus, M. E., Hottenrott, M. C. A translational rat model for ex vivo lung perfusion of pre-injured lungs after brain death. PLoS One. 16 (12), e0260705(2021).
  16. Cleveland, W. J., et al. Implementation of LabVIEW as a virtual instrument in a cost-effective isolated lung setup. The FASEB Journal. 33 (1), 846(2019).
  17. Jamieson, S. W., Stinson, E. B., Oyer, P. E., Baldwin, J. C., Shumway, N. E. Operative technique for heart-lung transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 87 (6), 930-935 (1984).
  18. Liu, M., et al. Alterations of nitric oxide synthase expression and activity during rat lung transplantation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 278 (5), L1071-L1081 (2000).
  19. Riess, M. L., et al. Glucose measurements in blood-free balanced salt solutions with three devices (i-STAT®, glucose test strips and ACCU-CHEK® Aviva). Anesthesia and Analgesia. 128 (5), 924(2019).
  20. Menezes, A. Q., et al. Comparison of Celsior and Perfadex lung preservation solutions in rat lungs subjected to 6 and 12 hours of ischemia using an ex-vivo lung perfusion system. Clinics. 67 (11), 1309-1314 (2012).
  21. Riess, M. L., et al. Electrolyte measurements in blood-free balanced salt solutions - comparison of i-STAT® with ABL80. Anesthesia and Analgesia. 130 (5), 984(2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

195 DIY

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved