JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

ריאות Ex vivo שימושיות עבור מגוון ניסויים לאיסוף נתונים פיזיולוגיים תוך התעלמות מהמשתנים המבלבלים של ניסויי in vivo. הגדרות מסחריות הן לעתים קרובות יקרות ומוגבלות בסוגי הנתונים שהן יכולות לאסוף. אנו מתארים שיטה לבניית מערך מודולרי לחלוטין, הניתן להתאמה לעיצובי לימוד שונים.

Abstract

תכשירי ריאות Ex vivo הם מודל שימושי שניתן לתרגם לתחומי מחקר רבים ושונים, המשלימים מודלים מקבילים in vivo ו- in vitro. מעבדות המעוניינות להשתמש בריאות מבודדות צריכות להיות מודעות לצעדים חשובים ולאתגרים הטבועים בהן כדי לבסס מערך שהוא זול, אמין וניתן להתאים אותו בקלות לנושא העניין. מאמר זה מתאר מודל DIY (עשה זאת בעצמך) עבור אוורור ריאות וזילוח של חולדות ex vivo כדי לחקור השפעות תרופות וגזים על טונוס כלי הדם הריאתיים, ללא תלות בשינויים בתפוקת הלב. יצירת מודל זה כוללת א) את התכנון והבנייה של המנגנון, ב) הליך בידוד הריאות. מודל זה יוצר מערך חסכוני יותר מחלופות מסחריות ועם זאת מודולרי מספיק כדי להסתגל לשינויים בשאלות מחקר ספציפיות. היה צורך לפתור מכשולים שונים כדי להבטיח מודל עקבי המסוגל לשמש למגוון נושאי מחקר שונים. לאחר הקמתו, מודל זה הוכיח להיות מאוד להסתגל לשאלות שונות וניתן לשנות בקלות עבור תחומי לימוד שונים.

Introduction

טכניקות זילוח ריאות Ex vivo (EVLP)1 ראו עלייה בשימוש בעשור האחרון כאמצעי לחקר השתלות ריאה2, איסכמיה/רפרפוזיה3, מטבוליזם ריאות4 ותגובות חיסוניות5. ריאות מבודדות, אך שלמות, מאווררות ומחוררות מציעות את היכולת החשובה ביותר להעריך ישירות את תגובת הריאות, כולל כלי הדם הריאתיים, להתערבויות ו / או טיפולים פוטנציאליים ללא גורמים מבלבלים פוטנציאליים, כגון קלט עצבי והורמונלי או שינוי המודינמיקה in vivo. יחד עם זאת, הם שומרים על יחסי הגומלין הפיזיולוגיים של אוורור וזילוח, בניגוד לתנאי מבחנה. הצעה הבוחנת תגובות חיסוניות בריאות5, למשל, זקוקה לאותה איכות נתונים כמו מחקר שהתמקד בהגדלת מאגר התורמים בגודל6 להשתלות ריאה. ניתן להשתמש ב-EVLP במגוון מינים, כולל עכברים3, חולדות 7,8,9,10,11,12, חזירים13 ובני אדם2. לכן, יש צורך להקים מודל שיכול להפיק נתונים אמינים ממגוון פרמטרים ניסיוניים שונים. רלוונטיות קלינית תיווצר במחקרים הבאים תוך שימוש במודל EVLP ככלי.

בעוד שתצורות מסחריות זמינות לרכישה עבור רוב המינים, לעתים קרובות הן יכולות להיות יקרות יותר ולהגביל את החוקרים למותג ספציפי של ציוד ותוכנה קניינית. כל חריגה מההגדרה מחוץ לקופסה (למשל, מעבר ממין אחד למשנהו) דורשת ראיית הנולד ועבודה סביב ההתקנה שסופקה, דבר שעשוי להתברר כקשה או בלתי אפשרי. להלן מתוארת הגדרת DIY (עשה זאת בעצמך) לריאות מבודדות חולדות שהיא גם מודולרית וגם חסכונית, כמו גם הליך כירורגי לבידוד הריאות.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

החלק in vivo של הניסויים (מהרדמה כללית ועד המתת חסד) דורש אישור מראש של הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) בהתאמה. כל ההליכים המתוארים כאן אושרו (פרוטוקול מספר M1700168) על ידי IACUC במרכז הרפואי האוניברסיטאי ונדרבילט, נאשוויל, טנסי, ובוצעו בהתאם להנחיות ARRIVE14. לפני הניסויים, כל החולדות שוכנו במתקן לטיפול בבעלי חיים של המכון, עם גישה חופשית למים ולמזון. כולל מחקרים שונים מחוץ לתחום כתב היד הזה, השתמשנו בסך הכל ב-148 חולדות ספראג דולי זכרים, בני 7-10 שבועות, במשקל שבין 250 גרם ל-400 גרם עד כה.

1. בניית מכשירים

הערה: כל החלקים, כולל היצרנים המתאימים, מפורטים בטבלת החומרים.

  1. כדי להחזיק כל פריט ציוד במקומו, בנו סריג שנבנה בהתאמה אישית כדי לאפשר הגדרה ושילוב קלים של המכשירים החדשים (איור 1). חברו מוטות אלומיניום (1 עד 2 רגל אורך, 1 ס"מ קוטר, זמינים בכל חנות לחומרי בניין) זה לזה באמצעות מלחציים צולבים ליצירת סריג תלת ממדי, והניחו על מגש פלסטיק (30 אינץ' x 21 אינץ') כדי למנוע שפיכת נוזלים.
  2. מרכיבים מתמרי לחץ בגובה שווה לריאות ומחברים אותם לקווים לעורק הריאה (PA), לווריד הריאה (PV) ולצינור האוורור.
    הערה: מתמרים אלה משדרים נתונים למגברים הביולוגיים המתאימים שלהם המחוברים למערכת איסוף הנתונים (DAQ) ולתוכנה שלה.
  3. במקום להשתמש בצינוריות זמינות מסחרית, צרו צינוריות מותאמות אישית (איור 2) מקטעים של צינורות פלסטיק קשיח ברוחב 2 מ"מ שמתלקחים בקצה, תוך שימוש בלהבה פתוחה כדי לאפשר קשירה בטוחה של התפרים. כופפו אותם לצורת U כדי להפחית את הלחץ על הריאות במהלך התלייה ולהתאים לחדר הריאה.
  4. כדי להפוך את התא למאוורר ולמחורר את הריאות, הניחו של 1,000 מ"ל בתוך של 1,500 מ"ל עם אמבט מים בין השתיים ובתוך הכד של 1,000 מ"ל, מה שיוצר בן מארי כפול. הניחו את הכוסות הללו על פלטת חימום המוגדרת לטמפרטורה של 48°C, ויצרו תא לריאות שהוא גם לח וגם עמיד בפני תנודות בטמפרטורה.
  5. שמור את החיץ לניסוי בבקבוק נפח של 150 מ"ל המונח על פלטת חימום המוגדרת ל -37 מעלות צלזיוס. השתמשו במוט ערבוב מגנטי כדי לסובב את החיץ בתוך הכד. הגדר את המניסקוס של החיץ בגובה כזה שהוא 4 ס"מ מעל הריאה, כדי ליצור לחץ מולד של 4 ס"מ H2O על PV. במהלך הניתוח, ודא כי הריאות של בעל החיים נמצאים באותו גובה כמו החיץ כדי להפחית היווצרות בצקת הידרוסטטית.
    הערה: שימוש בבקבוק ממזער את שטח הפנים במגע עם אוויר החדר, מה שממזער את פיזור הגזים.
  6. השתמש במשאבת גלילה כדי להעביר את החיץ דרך מעגל המורכב מסליל חימום ומלכודת אוויר לפני ניקוב הריאה. מחזרו את השפכים מה-PV בחזרה לצלוחית הנפחית. חבר הן את סליל החימום והן את מלכודת האוויר לאמבט מים במחזור המוגדר גם הוא ל -37 מעלות צלזיוס. התאם את הטמפרטורה של אמבט המים בהתאם למהירות המשאבה, כך perfusate יש טמפרטורה קבועה של 37 °C (77 °F).

2. נוהל

  1. לפני תחילת הניסוי, הכינו את ההתקנה.
    1. ודא שהתוכנה פועלת (ראה להלן) ואוספת נתונים כראוי.
    2. כייל את כל מתמרי הלחץ מדי יום כדי להבטיח שהם לא נסחפים.
    3. הכינו את החיץ (ראו טבלה 1 למרכיבים לתמיסת מלח פיזיולוגית עם אלבומין בסרום בקר 4% [BSA]) וודאו שה-pH הוא 7.4, תוך שימוש ב-HCl כדי להתאים את עצמו בהתאם. הגדירו את מערכת הזילוח עם חיץ מחומם (טבלה 1) המסתובב לכל אורכו, כדי להבטיח שאין בועות אוויר. הוסף BSA לפחות 30 דקות לפני תחילת הניסוי כדי לתת לו מספיק זמן להתמוסס. בהיעדר מחמצן, יש להכניס גז בועות לתוך מאגר הזילוח לפני הוספת BSA בהרכב גז של 65% N2, 30% O2 ו-5% CO2 כדי לחקות את רמות ה-CO2 של הריאות in vivo. פעולה זו מונעת מהתמיסה להקציף לאחר הוספת BSA.
    4. הכינו את אזור הניתוח עם כל כלי הניתוח, התפרים וסרט ההדבקה הדרושים. הטו את לוח הניתוחים בזווית של 15°, כך שניתן יהיה למקם את החולדה המורדמת כשראשה מורם מעל שאר הגוף, וניתן יהיה לטפל בקלות בקנה הנשימה ובבלוק הלב-ריאה.
    5. ללבוש ציוד מגן אישי מתאים, לשקול את החולדה ולתת זריקה intraperitoneal של pentobarbital (65 מ"ג / kg-1). לאחר 10 דקות, השתמש בצביטת בוהן כדי להבטיח שמישור הניתוח של הרדמה כללית הגיע. יש לבצע הרדמה נוספת במידת הצורך.
  2. העבירו את החולדה לאזור הניתוח וקיבעו אותה לקרש הניתוח על-ידי הדבקת רגליה הקדמיות בנפרד, ולאחר מכן הרגליים האחוריות יחד, וודאו שהרגליים הקדמיות מודבקות רפויות מספיק כדי לאפשר הדמיה של רפלקס כאב אם ההרדמה לא תהיה עמוקה מספיק (איור 3A).
  3. אבטחו את ראשה של החולדה על-ידי הדבקת הפה עם רצועה ארוכה ודקה מאחורי השיניים הקדמיות, מבלי להגביל את הלשון או את זרימת האוויר עבור החולדה שעדיין נושמת באופן ספונטני (איור 3B).
  4. בצע קנה נשימה על ידי צביטת העור מעל קנה הנשימה באמצעות מלקחיים וחיתוך עם מספריים כירורגיים. באמצעות מלקחיים מעוקלים, לנתח בבוטות את השריר ואת הרקמה כדי להגיע קנה הנשימה. ודא כי אין דימום במהלך שלב זה.
    1. העבירו מלקחיים מעוקלים מתחת לקנה הנשימה ופתחו אותם כדי לאפשר מקום להעביר 3-0 תפרים מתחתיהם, שלאחר מכן ניתן לקשור אותם מראש לקשר קופסה (איור 3B). בצע חתך קטן בין טבעות הסחוס של קנה הנשימה והכנס את צינורית קנה הנשימה (שונה מחט 18 G עם צינור בקוטר 1 מ"מ מודבק סביב הקצה כדי ליצור חריץ). קשרו את התפר, כדי לוודא ששום אוויר לא יכול לברוח מהחתך בקנה הנשימה ושהצינורית אינה מעמיסה על קנה הנשימה.
  5. הגדר את מכונת ההנשמה לפעול עם תערובת גז של 30% O2, 5% CO2 ו- 65% N2, עם נפח גאות (VT) של 10 מ"ל / ק"ג, לחץ פקיעת קצה חיובי (PEEP) של 0 cmH2O, וקצב של 60 נשימות לדקה.
  6. לאחר שצינורית קנה הנשימה מאובטחת באמצעות התפר, התחל לאוורר את החולדה עם ההגדרות לעיל.
    הערה: השיטה הכירורגית בה נעשה שימוש הותאמה מ- Nelson et al.9 ומתוארת שלב אחר שלב.
  7. הסר את הפרווה מהבטן של החולדה באמצעות מספריים כירורגיים גדולים ומלקחיים.
    הערה: ניתן להשתמש במשחות להסרת שיער גם לפני תחילת הניסוי.
  8. תוך כדי החזקת תהליך הקסיפואיד במלקחיים, בצע חתך אופקי קטן מתחת לצלעות, וודא שהסרעפת נשארת שלמה. ברגע שניתן לדמיין בבטחה את האיברים הפנימיים, הרחיבו את החתך האופקי כדי לחשוף את הסרעפת כולה.
  9. תוך נקיטת זהירות רבה כדי למנוע ניקוב הריאות, הזריקו הפרין (3,000 U/kg-1) לווריד הנבוב התחתון (IVC) עם מזרק 22 G.
  10. שוב, להחזיק את תהליך xiphoid עם מלקחיים לחתוך גולגולת לאורך עצם החזה תוך כל הזמן לדמיין את הריאות כדי למנוע חיתוך אותם.
  11. כדי לראות כראוי את גוש הלב-ריאה, פזרו את כלוב הצלעות בנפרד באמצעות שני מלקחיים גדולים והקפידו להימנע משבירת הצלעות, מה שעלול לגרום לשבר עצם חד לנקב את הריאה (איור 3C).
    הערה: לאחר פתיחת כלוב הצלעות, השתמש ב- PEEP של 2-3 cmH2O, המוגדר על ידי מנעול מים המחובר לאיבר התפוגה של מכונת ההנשמה, כדי למנוע אטלקטזיס.
  12. בשלב זה, לחתוך את IVC כדי להרדים את החולדה על ידי exsanguination. בזהירות לוודא כי לפחות 1 דקה עברה מאז הזרקת הפרין (ראה שלב 2.9) כדי לתת לו מספיק זמן כדי לזרום ולמנוע microclots בריאות.
  13. בעת הנחת צינוריות הזילוח, בדוק כל הזמן את הלחצים כדי לוודא שלא מתרחשים שינויים פתאומיים.
    הערה: עלייה פתאומית בלחץ בזמן שהמשאבה פועלת במהירות קבועה מעידה על היווצרות סתימה, בעוד שירידה פתאומית יכולה להצביע על דליפה.
  14. יש לחתוך את עודפי בלוטת התימוס כדי לאפשר הדמיה קלה יותר של כלי הדם הריאתיים. אתרו את הרשות הפלסטינית, העבירו מלקחיים קטנים ומעוקלים מתחת, ושוב העבירו תפר 3-0 מתחתיה וקשרו מראש לקשר קופסה.
  15. בצעו חתך קטן בחדר הימני של הלב והכניסו את צינורית PA (עשויה מצינוריות פלסטיק בקוטר 2 מ"מ שהתלקחו בקצה באמצעות להבה פתוחה כדי לאפשר קשירת תפרים), בעדינות כדי למנוע קרע בעורק הסמוך. אבטחו את הצינורית באמצעות התפר והמחורר, החל מ-1.5 מ"ל/דקה-1 (איור 3D).
  16. מיד הבלו את קודקוד הלב כדי למנוע הצטברות לחץ בריאות. באמצעות מלקחיים קטנים ומעוקלים, קרע את המסתם המיטרלי וודא חזותית כי המלקחיים מסוגלים להיכנס לאטריום השמאלי ללא הגבלה.
  17. הניחו תפר 3-0 קשור מראש סביב הלב מתחת לאטריום (איור 3E).
  18. הכנס את צינורית ה- PV (מבנה דומה לצינורית PA) לאטריום השמאלי וודא כי החיץ יכול לזרום ממנו לפני קשירת התפר.
    הערה: זה קריטי שצינורית ה-PV תמוקם מעבר לשסתום המיטרלי כדי להבטיח שניתן יהיה לקשור אותה כראוי, בעוד שהיא לא ממוקמת עמוק מדי כדי לפגוע ב-PV או בזרימה מכבידה (איור 3E). יש לנקוט משנה זהירות בקשירת התפר, שכן קשירתו רופפת מדי גורמת לאיבוד זרימה, בעוד שקשירה הדוקה מדי עלולה לפגוע בלב, להחליש את מיקום הצינורית ולגרום לדליפות.
  19. חתוך רקמה עודפת בין חלל בית החזה לבין חתך קנה הנשימה באמצעות מספריים קהות כדי למנוע פגיעה בקנה הנשימה. ודא שכל קנה הנשימה מתחת לצינורית קנה הנשימה וכל בלוק הלב-ריאה גלויים.
  20. הסירו את בלוק הלב-ריאה ואת קנה הנשימה על-ידי החזקת צינורית קנה הנשימה וכריתת רקמת החיבור מאחורי קנה הנשימה בעזרת זוג מספריים מעוקלים וקהים, תוך השארת הוושט מחוברת לתמיכה מבנית נוספת (איור 3F).
  21. הגדילו בהדרגה את קצב הזרימה לזרימה מקסימלית של 40 מ"ל/ק"ג-1/דקה-1. אפשרו ל-50 מ"ל הראשונים של החיץ לזרום החוצה מהמערכת כדי להסיר ציטוקינים דלקתיים שעלולים להשתחרר (איור 3G).
  22. העבירו בעדינות את הריאות המבודדות לתא הדוד הכפול שנוצר עם שתי הכוסיות. יש לוודא כי צינורית ה-PA, PV או קנה הנשימה אינן מתעקמות בשום שלב בעת הזזת הריאות או תלייתן.
    הערה: מניעת אטלקטזיס במהלך שאיבת הריאות והחיבור להתקנה חשובה, במיוחד כאשר EVLP משמש לריאות שכבר נפגעו או כאשר מתוכננות התערבויות לפני EVLP. זה יכול להיות מושגת על ידי, למשל, קליפ קטן על קנה הנשימה לאחר השראה לפני העברה למכונת הנשמה15.

3. רכישת נתונים

  1. לאיסוף נתונים, השתמש בכל ממיר אנלוגי-לדיגיטלי ומערכת DAQ הזמינים באופן מסחרי.
  2. שים לב שתדר הדגימה מספיק למטרה הנתונה (200 הרץ כאן) וכי כל הפרמטרים התלויים הרלוונטיים מביו-מגברים והתקני קלט אחרים נאספים בו זמנית (לחץ דרכי הנשימה, לחץ PA ולחץ PV שנבחרו לפרוטוקול זה)16.
  3. רשום פרמטרים בלתי תלויים (למשל, מהירות זילוח, קצב אוורור, הרכב גזים מאווררים, הרכב אלקטרוליטים במאגר ומשקל ריאות).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

לאחר 10 דקות של ייצוב וקריאות בסיסיות, חילקנו באופן אקראי קבוצה ראשונה של 10 חולדות Sprague Dawley זכרים לחמש קבוצות קטנות: איסכמיה גלובלית ללא זרימה למשך 5, 7.5, 8, 9 או 10 דקות (n = 2 לכל קבוצה) ואחריה רפרפוזיה; ניסויים ראשוניים מוגבלים אלה למציאת מינון נערכו כדי לזהות את זמן האיסכמיה הארוך ביותר האפשרי כ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

יותר מ-100 ניסויים בוצעו בהצלחה במעבדה שלנו באמצעות מערך זה. העיצוב המודולרי של מערך מותאם אישית זה העניק גמישות רבה לשינויים פוטנציאליים בדרישות הניסוי. בעוד שמערכות אחרות משתמשות ב-deoxygenator18 כדי לחקות צריכת חמצן קבועה וייצורCO2 על ידי איברי קצה, מודל פשוט זה לא השתמש בתכונ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

המחברים אינם מצהירים על ניגוד עניינים, כספי או אחר.

Acknowledgements

התמיכה ניתנה, בין השאר, על ידי פרס Merit Review (101 BX003482) משירות המו"פ של המעבדה הביו-רפואית של המחלקה לענייני חיילים משוחררים של ארה"ב, מענק NIH (5R01 HL123227), פרס פרויקט טרנספורמטיבי (962204) מאיגוד הלב האמריקאי, ועל ידי קרנות מוסדיות שהוענקו לד"ר ריס. ד"ר בלצר קיבל מימון לא קשור מקרן המחקר הגרמנית Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), פרויקט מספר BA 6287/1-1. המחברים רוצים להודות למתיו ד. אולסן, צ'ון ג'ואו, ג'ו לי ורבקה ס. ריס על תרומתם רבת הערך למחקר.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1,000 mL Glass BeakerPyrex, Chicago, IL
1,500 mL Glass BeakerPyrex, Chicago, IL
Air Trap Compliance ChamberRadnoti130149
BioamplifiersCWE IncBPM-832
ClampsFisher ScientificS02626
DAQ (Data Acquisition)National Instruments, Austin, TXNI USB-6343
Gas MixerCWE Inc, Ardmore, PAGSM-4
Heating CoilRadnoti, Covina, CA158822
Heating PlateThermo Fisher Scientific, Waltham, MA11-100-49SH
HeparinPfizerW63422
LabVIEW Full Development System 2014National Instruments
PentobarbitalDiamondback DrugsG2270-0235-50
pH700 ProbeOAKTON, Vernon Hills, IL EW-35419-10
Polystat Water BathCole-ParmerEW-12121-02
Rodent VentilatorHarvard Apparatus, Holliston, MAModel 683
Roller PumpCole-Parmer, Wertheim, Germany Ismatec REGLO Digital MS 2/8
Sprague Dawley RatCharles River, Wilmington, MAStrain code 001
VetScan i-STATAbraxis, Chicago, ILi-STAT 1

References

  1. Uhlig, S., Taylor, A. E. Methods in Pulmonary Research. , Birkhäuser. (1998).
  2. Ghaidan, H., et al. Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion. Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125(2019).
  3. Stone, M. L., et al. Ex vivo perfusion with adenosine A2A receptor agonist enhances rehabilitation of murine donor lungs after circulatory death. Transplantation. 99 (12), 2494-2503 (2015).
  4. Valenza, F., et al. The consumption of glucose during ex vivo lung perfusion correlates with lung edema. Transplantation Proceedings. 43 (4), 993-996 (2011).
  5. Sayner, S. L., et al. Paradoxical cAMP-induced lung endothelial hyperpermeability revealed by Pseudomonas aeruginosa ExoY. Circulation Research. 95 (2), 196-203 (2004).
  6. McAuley, D. F., et al. Clinical grade allogeneic human mesenchymal stem cells restore alveolar fluid clearance in human lungs rejected for transplantation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 306 (9), L809-L815 (2014).
  7. Pego-Fernandes, P. M., et al. Experimental model of isolated lung perfusion in rats: first Brazilian experience using the IL-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system. Transplantation Proceedings. 42 (2), 444-447 (2010).
  8. Noda, K., et al. Successful prolonged ex vivo lung perfusion for graft preservation in rats. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (3), e54-e60 (2014).
  9. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program. Journal of Visualized Experiments. (96), e52309(2015).
  10. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  11. Watson, K. E., Segal, G. S., Conhaim, R. L. Negative pressure ventilation enhances acinar perfusion in isolated rat lungs. Pulmonary Circulation. 8 (1), 2045893217753596(2018).
  12. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 319 (1), L61-L70 (2020).
  13. Hozain, A. E., et al. Multiday maintenance of extracorporeal lungs using cross-circulation with conscious swine. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (4), 1640-1653 (2020).
  14. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), e1000412(2010).
  15. van Zanden, J. E., Leuvenink, H. G. D., Verschuuren, E. A. M., Erasmus, M. E., Hottenrott, M. C. A translational rat model for ex vivo lung perfusion of pre-injured lungs after brain death. PLoS One. 16 (12), e0260705(2021).
  16. Cleveland, W. J., et al. Implementation of LabVIEW as a virtual instrument in a cost-effective isolated lung setup. The FASEB Journal. 33 (1), 846(2019).
  17. Jamieson, S. W., Stinson, E. B., Oyer, P. E., Baldwin, J. C., Shumway, N. E. Operative technique for heart-lung transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 87 (6), 930-935 (1984).
  18. Liu, M., et al. Alterations of nitric oxide synthase expression and activity during rat lung transplantation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 278 (5), L1071-L1081 (2000).
  19. Riess, M. L., et al. Glucose measurements in blood-free balanced salt solutions with three devices (i-STAT®, glucose test strips and ACCU-CHEK® Aviva). Anesthesia and Analgesia. 128 (5), 924(2019).
  20. Menezes, A. Q., et al. Comparison of Celsior and Perfadex lung preservation solutions in rat lungs subjected to 6 and 12 hours of ischemia using an ex-vivo lung perfusion system. Clinics. 67 (11), 1309-1314 (2012).
  21. Riess, M. L., et al. Electrolyte measurements in blood-free balanced salt solutions - comparison of i-STAT® with ABL80. Anesthesia and Analgesia. 130 (5), 984(2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

195DIY

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved