Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يوضح هذا البروتوكول نموذجا فريدا للفأر للسكتة القلبية الخانقة التي لا تتطلب ضغطا على الصدر للإنعاش. هذا النموذج مفيد لمراقبة وتصوير ديناميكيات فسيولوجيا الدماغ أثناء السكتة القلبية والإنعاش.

Abstract

يعاني معظم الناجين من السكتة القلبية (CA) من درجات متفاوتة من العجز العصبي. لفهم الآليات التي تدعم إصابة الدماغ التي يسببها CA ، وبالتالي تطوير علاجات فعالة ، يعد البحث التجريبي CA ضروريا. تحقيقا لهذه الغاية ، تم إنشاء عدد قليل من نماذج CA الماوس. في معظم هذه النماذج ، يتم وضع الفئران في وضع ضعيف من أجل إجراء ضغط الصدر للإنعاش القلبي الرئوي (CPR). ومع ذلك ، فإن إجراء الإنعاش هذا يجعل التصوير / المراقبة في الوقت الفعلي لفسيولوجيا الدماغ أثناء CA والإنعاش أمرا صعبا. للحصول على مثل هذه المعرفة الهامة ، يقدم البروتوكول الحالي نموذج CA لاختناق الفئران لا يتطلب خطوة الإنعاش القلبي الرئوي لضغط الصدر. يسمح هذا النموذج بدراسة التغيرات الديناميكية في تدفق الدم ، وبنية الأوعية الدموية ، والإمكانات الكهربائية ، وأكسجين أنسجة المخ من خط الأساس قبل CA إلى إعادة التروية المبكرة بعد CA. الأهم من ذلك ، ينطبق هذا النموذج على الفئران المسنة. وبالتالي ، من المتوقع أن يكون نموذج CA للفأر أداة حاسمة لفك رموز تأثير CA على فسيولوجيا الدماغ.

Introduction

لا تزال السكتة القلبية (CA) تمثل أزمة صحية عامةعالمية 1. يتم الإبلاغ عن أكثر من 356,000 حالة خارج المستشفى و 290,000 حالة CA داخل المستشفى سنويا في الولايات المتحدة وحدها ، ومعظم ضحايا CA تزيد أعمارهم عن 60 عاما. والجدير بالذكر أن الإعاقات العصبية بعد CA شائعة بين الناجين ، وهذه تمثل تحديا كبيرا لإدارة CA2،3،4،5. لفهم التغيرات المرضية للدماغ بعد CA وتأثيراتها على النتائج العصبية ، تم تطبيق العديد من تقنيات المراقبة الفسيولوجية العصبية ومراقبة أنسجة المخ في المرضى6،7،8،9،10،11،12. باستخدام التحليل الطيفي للأشعة تحت الحمراء القريبة ، تم أيضا إجراء مراقبة الدماغ في الوقت الفعلي في فئران CA للتنبؤ بالنتائج العصبية13.

ومع ذلك ، في نماذج الفئران CA ، كان نهج التصوير هذا معقدا بسبب الحاجة إلى ضغط الصدر لاستعادة الدورة الدموية التلقائية ، والتي تستلزم دائما حركة جسدية كبيرة ، وبالتالي تعيق إجراءات التصوير الدقيقة. علاوة على ذلك ، يتم إجراء نماذج CA عادة مع الفئران في وضع ضعيف ، في حين يجب تحويل الفئران إلى وضعية الانبطاح للعديد من طرق تصوير الدماغ. وبالتالي ، يلزم وجود نموذج فأر مع الحد الأدنى من حركة الجسم أثناء الجراحة في كثير من الحالات من أجل إجراء تصوير / مراقبة في الوقت الفعلي للدماغ أثناء إجراء CA بأكمله ، والذي يمتد من ما قبل CA إلى ما بعد الإنعاش.

في السابق ، أبلغ Zhang et al. عن نموذج CA للفأر يمكن أن يكون مفيدا لتصوير الدماغ14. في نموذجهم ، تم تحفيز CA عن طريق حقن البلعة من vecuronium و esmolol تليها وقف التهوية الميكانيكية. أظهروا أنه بعد 5 دقائق من CA ، يمكن تحقيق الإنعاش عن طريق غرس خليط الإنعاش. والجدير بالذكر ، مع ذلك ، أن توقف الدورة الدموية في نموذجهم حدث فقط بعد حوالي 10 ثوان من حقن الإسمولول. وبالتالي ، فإن هذا النموذج لا يلخص تطور CA الناجم عن الاختناق في المرضى ، بما في ذلك فرط ثنائي أكسيد الكربون ونقص الأكسجة في الأنسجة خلال فترة ما قبل الاعتقال.

الهدف العام من الإجراء الجراحي الحالي هو نمذجة الاختناق السريري CA في الفئران متبوعا بالإنعاش دون ضغط على الصدر. وبالتالي ، يسمح نموذج CA هذا باستخدام تقنيات التصوير المعقدة لدراسة فسيولوجيا الدماغ في الفئران15.

Protocol

تم إجراء جميع الإجراءات الموضحة هنا وفقا لإرشادات المعاهد الوطنية للصحة (NIH) لرعاية واستخدامها في البحث ، وتمت الموافقة على البروتوكول من قبل معهد ديوك لرعاية ولجنة استخدامه (IACUC). تم استخدام C57BL / 6 ذكور وإناث الفئران الذين تتراوح أعمارهم بين 8-10 أسابيع في الدراسة الحالية.

1. التحضير الجراحي

  1. قم بوزن الماوس على ميزان رقمي ، وضعه في صندوق تحريض التخدير 4 بوصات × 4 بوصات × 7 في زجاج شبكي.
  2. اضبط مبخر التخدير على 5٪ إيزوفلوران ، ومقياس تدفق الأكسجين إلى 30 ، ومقياس تدفق النيتروجين إلى 70 (انظر جدول المواد).
  3. أخرج من صندوق الحث ، وضعه في وضع ضعيف على المقعد الجراحي عندما انخفض معدل التنفس إلى 30-40 نفسا في الدقيقة.
  4. اسحب اللسان بالملقط الحاد ، وأمسكه باستخدام اليد غير المهيمنة. استخدم اليد المهيمنة لإدخال منظار الحنجرة (انظر جدول المواد) في فم الفأر وتصور الحبل الصوتي.
  5. استخدم اليد غير المهيمنة لإدخال سلك توجيه وقسطرة وريدية 20 جم في الفم. أدخل سلك التوجيه برفق في القصبة الهوائية.
  6. ادفع القسطرة إلى القصبة الهوائية حتى يصبح جزء الجناح من القسطرة متساويا مع طرف الأنف.
    ملاحظة: لا تقم بتنبيب فأر لم يتم تخديره بالكامل لأن هذا قد يصيب القصبة الهوائية ويسبب نزيف مجرى الهواء.
  7. قم بتوصيل الماوس المجفف بجهاز تهوية للحيوانات الصغيرة (انظر جدول المواد) ، وقلل الأيزوفلوران إلى 1.5٪.
  8. أدخل وزن جسم الماوس في لوحة التحكم بجهاز التنفس الصناعي لتحديد حجم المد والجزر ومعدل التنفس.
  9. احتفظ بالماوس في وضع ضعيف تحت مصباح حراري ، وحافظ على درجة حرارة المستقيم عند 37 درجة مئوية باستخدام جهاز تحكم في درجة الحرارة.
  10. حلق المناطق الأربية ، وقم بتطهير المنطقة الجراحية ثلاث مرات على الأقل باليود والكحول (انظر جدول المواد) ، وقم بتغطية المنطقة بستارة جراحية معقمة.
  11. يوضع مرهم العين على كلتا العينين ويطبق 5 ملغ/ كغ كاربروفين تحت الجلد قبل الجراحة.
  12. افتح حزمة الأدوات المعقمة للجراحة. قم بعمل شق جلدي 1 سم بمقص جراحي للوصول إلى الشرايين الفخذية على كلا الجانبين. تشريح وربط الشريان الفخذي البعيد بحصلة واحدة من 4-0 خياطة الحرير (انظر جدول المواد) ، وتطبيق قطرة واحدة من يدوكائين.
  13. ضع مشبك تمدد الأوعية الدموية على الشريان الفخذي القريب وقم بعمل قطع صغير على الشريان البعيد إلى المقطع. أدخل قسطرة البولي إيثيلين 10 (PE-10 ، انظر جدول المواد) في الشرايين الفخذية اليسرى واليمنى.
    ملاحظة: يستخدم الخط الشرياني الأيسر لمراقبة ضغط الدم ، بينما يستخدم الخط الأيمن لسحب الدم وتسريب خليط الإنعاش.
  14. حقن 50 ميكرولتر من محلول ملحي 1:10 هيبارين في كل خط شرياني لمنع التجلط في الخط.
  15. أدر الماوس إلى وضعية الانبطاح ، وقم بتثبيته على إطار رأس مجسم.
  16. قم بتوصيل ثلاثة أقطاب كهربائية بإبرة (الأحمر والأخضر والأسود) بالذراع الأيسر والساق اليسرى والذراع اليمنى لمراقبة مخطط كهربية القلب (ECG ، انظر جدول المواد).
  17. قم بلصق مسبار مرن من الألياف البلاستيكية على الجمجمة الصدغية السليمة من خلال شق جلدي 0.5 سم لمراقبة تدفق الدم الدماغي. هذه الخطوة اختيارية.
  18. حلق الجزء العلوي من الرأس ، وتطهير المنطقة الجراحية ثلاث مرات على الأقل باليود والكحول ، وتغطية المنطقة بغطاء جراحي معقم.
  19. اقطع شقا جلديا في خط الوسط بطول 2.5 سم ، واستخدم أربعة مبعدات صغيرة لكشف سطح الجمجمة بالكامل لتصوير الدماغ.
  20. ضع جهاز تصوير مراقبة (على سبيل المثال ، جهاز تصوير تباين بقع الليزر ، انظر جدول المواد) فوق الرأس.
    ملاحظة: يمكن إضافة بضع قطرات من المحلول الملحي إلى سطح الجمجمة لتسهيل تصوير تباين البقع بالليزر.

2. تحريض السكتة القلبية

  1. املأ حقنة بلاستيكية سعة 1 مل ب 26 ميكرولتر من محلول مرق كوكتيل الإنعاش.
    ملاحظة: يحتوي كل ملليلتر من هذا المحلول على 400 ميكرولتر من 1 ملغ / مل من الإبينفرين ، و 500 ميكرولتر من 8.4٪ بيكربونات الصوديوم ، و 50 ميكرولتر من 1000 وحدة / مل من الهيبارين ، و 50 ميكرولتر من 0.9٪ كلوريد الصوديوم (انظر جدول المواد).
  2. انتظر حتى تصل درجة حرارة الجسم إلى 37 درجة مئوية. اضبط مقياس الأكسجين على 100٪ لأكسجة الدم لمدة 2 دقيقة.
  3. اسحب الدم الشرياني المؤكسج حتى 200 ميكرولتر عبر الشريان الفخذي الأيمن إلى المحقنة البلاستيكية المعدة التي تحتوي على 26 ميكرولتر من محلول مرق كوكتيل الإنعاش.
  4. قم بإيقاف تشغيل الأكسجين ، وقم بزيادة النيتروجين إلى 100٪ للحث على نقص الأكسجين.
    ملاحظة: بعد حوالي 45 ثانية ، سيفشل القلب في العمل ، وسينخفض معدل ضربات القلب بسرعة ، مما يشير إلى بداية CA. بعد حوالي 2 دقيقة من الحرمان من الأكسجين ، ستشير مراقبة تخطيط القلب إلى حدوث انقباض ، ولن يكون هناك ضغط دم نظامي قابل للقياس وتدفق دم دماغي ضئيل.
  5. قم بإيقاف تشغيل جهاز التنفس الصناعي ومبخر الأيزوفلوران وجهاز التحكم في درجة الحرارة ومقياس تدفق النيتروجين. اضبط الأكسجين على 100٪ استعدادا للإنعاش.

3. إجراء الإنعاش

  1. قم بتشغيل جهاز التنفس الصناعي في 8 دقائق بعد بدء CA.
  2. البدء فورا في ضخ الدم المؤكسج المسحوب الممزوج بكوكتيل الإنعاش في الدورة الدموية عبر الشريان الفخذي الأيمن في 1 دقيقة.
    ملاحظة: يؤدي التسريب إلى زيادة تدريجية في معدل ضربات القلب واستعادة نضح الدم. في النهاية ، يتم تحقيق عودة الدورة الدموية التلقائية (ROSC).

4. استرداد ما بعد CA

  1. ضع الماوس في وضع ضعيف بعد إزالته من الإطار التجسيمي ، وقم بإزالة قسطرة PE-10 من الشرايين الفخذية.
  2. ضع 0.25٪ بوبيفاكايين على شق الجلد ، وقم بخياطة شقوق الجلد باستخدام خياطة من النايلون 6-0 (انظر جدول المواد). تطبيق مرهم مضاد حيوي على سطح شق الجلد.
  3. افصل جهاز التنفس الصناعي للماوس عند استعادة التنفس التلقائي.
  4. انقل الماوس إلى غرفة الاسترداد بدرجة حرارة يتم التحكم فيها تبلغ 32 درجة مئوية.
  5. بعد 2 ساعة من الشفاء ، قم بإخراج الفأر ، والعودة إلى قفص المنزل. حقن 0.5 مل من المحلول الملحي الطبيعي تحت الجلد لمنع الجفاف.

النتائج

للحث على CA ، تم تخدير الفأر بنسبة 1.5٪ إيزوفلوران وتهويته بنسبة 100٪ نيتروجين. أدت هذه الحالة إلى بطء القلب الشديد في 45 ثانية (الشكل 1). بعد دقيقتين من نقص الأكسجين ، انخفض معدل ضربات القلب بشكل كبير (الشكل 2) ، وانخفض ضغط الدم إلى أقل من 20 مم زئبق ، وتوقف تدفق الدم ...

Discussion

في دراسات CA التجريبية ، تم استخدام الاختناق أو حقن كلوريد البوتاسيوم أو الرجفان البطيني المشتق من التيار الكهربائي للحث على CA16،17،18،19،20،21،22،23.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح.

Acknowledgements

يشكر المؤلفون كاثي غيج على دعمها التحريري. تم دعم هذه الدراسة بأموال من قسم التخدير (المركز الطبي بجامعة ديوك) ، ومنحة جمعية القلب الأمريكية (18CSA34080277) ، ومنح المعاهد الوطنية للصحة (NIH) (NS099590 و HL157354 و NS117973 و NS127163).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
AdrenalinPar PharmaceuticalNDC 42023-159-01
Alcohol swabsBD326895
Animal Bio AmpADInstrumentsFE232
BP transducerADInstrumentsMLT0699
Bridge AmpADInstrumentsFE117
Heparin sodium injection, USPFresenius KabiNDC 63323-540-05
IsofluraneCovetrusNDC 11695-6777-2
Laser Doppler perfusion monitorMoor InstrumentsmoorVMS-LDF1
Laser speckle imaging systemRWDRFLSI III
Lubricant eye ointmentBausch + Lomb339081
Micro clipRobozRS-5431
Mouse rectal probePhysitempRET-3
Needle electrodeADInstrumentsMLA121329 Ga, 1.5 mm socket
NitrogenAirgasUN1066
Optic plastic fibreMoor InstrumentsPOF500
OtoscopeWelchallyn7282.5 mm Speculum
OxygenAirgasUN1072
PE-10 tubingBD427401Polyethylene tubing
Povidone-iodineCVS955338
PowerLab 8/35ADInstruments
Rimadyl (carprofen)Zoetis6100701Injectable 50 mg/ml
Small animal ventilatorKent ScientificRoVent Jr.
Temperature controllerPhysitempTCAT-2DF
Triple antibioric & pain reliefCVSNDC 59770-823-56
VaporizerRWDR583S
0.25% bupivacaineHospiraNDC 0409-1159-18
0.9% sodium chrorideICU MedicalNDC 0990-7983-03
1 mL plastic syringeBD309659
4-0 silk sutureLookSP116Black braided silk
6-0 nylon sutureEthilon1698G
8.4% sodium bicarbonate Inj., USPHospiraNDC 0409-6625-02
20 G IV catheterBD38153420GA 1.6 IN
30 G PrecisionGlide needleBD30510630 G X 1/2

References

  1. Smith, A., Masters, S., Ball, S., Finn, J. The incidence and outcomes of out-of-hospital cardiac arrest in metropolitan versus rural locations: A systematic review and meta-analysis. Resuscitation. 185, 109655 (2022).
  2. Amacher, S. A., et al. Predicting neurological outcome in adult patients with cardiac arrest: systematic review and meta-analysis of prediction model performance. Critical Care. 26 (1), 382 (2022).
  3. Matsuyama, T., Ohta, B., Kiyohara, K., Kitamura, T. Intra-arrest partial carbon dioxide level and favorable neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest: A nationwide multicenter observational study in Japan (the JAAM-OHCA registry). European Heart Journal of Acute Cardiovascular Care. 12 (1), 14-21 (2023).
  4. Takahagi, M., Sawano, H., Moriyama, T. Long-term neurological outcome of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation for out-of-hospital cardiac arrest patients with nonshockable rhythms: A single-center, consecutive, retrospective observational study. The Journal of Emergency Medicine. 63 (3), 367-375 (2022).
  5. Mork, S. R., Botker, M. T., Christensen, S., Tang, M., Terkelsen, C. J. Survival and neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest treated with and without mechanical circulatory support. Resuscition Plus. 10, 100230 (2022).
  6. Koenig, M. A., Kaplan, P. W., Thakor, N. V. Clinical neurophysiologic monitoring and brain injury from cardiac arrest. Neurologic Clinics. 24 (1), 89-106 (2006).
  7. Cavazzoni, E., Schibler, A. Monitoring of brain tissue oxygen tension and use of vasopressin after cardiac arrest in a child with catecholamine-induced cardiac arrhythmia. Critical Care & Resuscitation. 10 (4), 316-319 (2008).
  8. Topjian, A. A., et al. Multimodal monitoring including early EEG improves stratification of brain injury severity after pediatric cardiac arrest. Resuscitation. 167, 282-288 (2021).
  9. Beekman, R., et al. Bedside monitoring of hypoxic ischemic brain injury using low-field, portable brain magnetic resonance imaging after cardiac arrest. Resuscitation. 176, 150-158 (2022).
  10. Sinha, N., Parnia, S. Monitoring the brain after cardiac arrest: A new era. Current Neurology Neuroscience Report. 17 (8), 62 (2017).
  11. Reis, C., et al. Pathophysiology and the monitoring methods for cardiac arrest associated brain injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 129 (2017).
  12. Zhou, H., Lin, C., Liu, J., Wang, X. Continuous monitoring of brain perfusion by cerebral oximetry after spontaneous return of circulation in cardiac arrest: A case report. BMC Neurology. 22 (1), 365 (2022).
  13. Takegawa, R., et al. Real-time brain monitoring by near-infrared spectroscopy predicts neurological outcome after cardiac arrest and resuscitation in rats: A proof of concept study of a novel prognostic measure after cardiac arrest. Journal Clinical Medicine. 11 (1), 131 (2021).
  14. Zhang, C., et al. Invasion of peripheral immune cells into brain parenchyma after cardiac arrest and resuscitation. Aging and Disease. 9 (3), 412-425 (2018).
  15. Duan, W., et al. Cervical vagus nerve stimulation improves neurologic outcome after cardiac arrest in mice by attenuating oxidative stress and excessive autophagy. Neuromodulation. 25 (3), 414-423 (2022).
  16. Liu, H., et al. Novel modification of potassium chloride induced cardiac arrest model for aged mice. Aging and Disease. 9 (1), 31-39 (2018).
  17. Shen, Y., et al. Aging is associated with impaired activation of protein homeostasis-related pathways after cardiac arrest in mice. Journal of American Heart Association. 7 (17), e009634 (2018).
  18. Wang, P., et al. Manganese porphyrin promotes post cardiac arrest recovery in mice and rats. Biology. 11 (7), 957 (2022).
  19. Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. Journal of American Heart Association. 10 (11), e019142 (2021).
  20. Li, R., et al. Activation of the XBP1s/O-GlcNAcylation pathway improves functional outcome after cardiac arrest and resuscitation in young and aged mice. Shock. 56 (5), 755-761 (2021).
  21. Shen, Y., et al. Activation of the ATF6 (activating transcription factor 6) signaling pathway in neurons improves outcome after cardiac arrest in mice. Journal American Heart Association. 10 (12), e020216 (2021).
  22. Jiang, M., et al. MCC950, a selective NLPR3 inflammasome inhibitor, improves neurologic function and survival after cardiac arrest and resuscitation. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 256 (2020).
  23. Zhao, Q., et al. Cardiac arrest and resuscitation activates the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and results in severe immunosuppression. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 41 (5), 1091-1102 (2021).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

CA CA CA CPR CA CA CA

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved