نورموذرميك خارج الجسم الحي آلة الكبد التروية في الماوس

Haotian Chen; Olaf Dirsch; Mohamed Albadry; Paz Hernandez Ana; Uta Dahmen

doi:10.3791/65363

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

Summary

تم إنشاء نظام نضح الكبد خارج الجسم الحي (NEVLP) لكبد الفئران. يتطلب هذا النظام خبرة في الجراحة المجهرية ولكنه يسمح بنتائج نضح قابلة للتكرار. تسهل القدرة على استخدام كبد الفأر التحقيق في المسارات الجزيئية لتحديد إضافات الفوسات الجديدة وتمكن من تنفيذ التجارب التي تركز على إصلاح الأعضاء.

Abstract

يقدم هذا البروتوكول نظام NEVLP الخالي من كريات الدم الحمراء باستخدام كبد الفأر. تم تحقيق الحفاظ على كبد الفأر خارج الجسم الحي من خلال استخدام قنيات معدلة وتقنيات مقتبسة من معدات التروية التجارية التقليدية خارج الجسم الحي. تم استخدام النظام لتقييم نتائج الحفظ بعد 12 ساعة من التروية. عملت الفئران C57BL / 6J كمتبرعين بالكبد ، وتم زرع الكبد عن طريق قنية الوريد البابي (PV) والقناة الصفراوية (BD) ، وبعد ذلك غسل العضو بمحلول ملحي دافئ (37 درجة مئوية). بعد ذلك ، تم نقل الكبد المزروع إلى غرفة التروية وإخضاعه للنضح الآلي المؤكسج الطبيعي الحرارة (NEVLP). تم جمع عينات المدخل والمخرج على فترات 3 ساعات لتحليل البيروسات. عند الانتهاء من التروية ، تم الحصول على عينات من الكبد للتحليل النسيجي ، مع تقييم السلامة المورفولوجية باستخدام سوزوكي سكور المعدل من خلال تلطيخ الهيماتوكسيلين-إيوسين (HE). أسفرت تجارب التحسين عن النتائج التالية: (1) اعتبرت الفئران التي يزيد وزنها عن 30 جراما أكثر ملاءمة للتجربة بسبب الحجم الأكبر للقناة الصفراوية (BD). (2) كانت قنية البولي يوريثين 2 Fr (القطر الخارجي = 0.66 مم) أكثر ملاءمة لقنية الوريد البابي (PV) عند مقارنتها بقنية البولي بروبلين. ويعزى ذلك إلى القبضة المعززة لمادة البولي يوريثين ، مما أدى إلى تقليل انزلاق القسطرة أثناء النقل من الجسم إلى غرفة الأعضاء. (3) لقنية القناة الصفراوية (BD) ، تم العثور على قنية 1 Fr (القطر الخارجي = 0.33 مم) من مادة البولي يوريثين لتكون أكثر فعالية مقارنة بقنية البولي بروبلين UT - 03 (القطر الخارجي = 0.30 مم). مع هذا البروتوكول الأمثل ، تم الحفاظ على كبد الفأر بنجاح لمدة 12 ساعة دون تأثير كبير على البنية النسيجية. كشف تلطيخ الهيماتوكسيلين-يوسين (HE) عن بنية مورفولوجية محفوظة جيدا للكبد ، تتميز بخلايا كبدية قابلة للحياة في الغالب مع نوى مرئية بوضوح وتمدد خفيف للجيوب الأنفية الكبدية.

Introduction

تمثل زراعة الكبد العلاج القياسي الذهبي للأفراد المصابين بأمراض الكبد في المرحلة النهائية. ومما يؤسف له أن الطلب على الأعضاء المانحة يتجاوز العرض المتاح، مما يؤدي إلى نقص كبير. في عام 2021 ، كان ما يقرب من 24,936 مريضا على قائمة الانتظار للحصول على ترقيع الكبد ، بينما تم إجراء 9,234 عملية زرع فقط بنجاح¹. يسلط التفاوت الكبير بين العرض والطلب على ترقيع الكبد الضوء على الضرورة الملحة للتحقيق في استراتيجيات بديلة لتوسيع مجموعة المانحين وتعزيز إمكانية الوصول إلى ترقيع الكبد. تتمثل إحدى طرق توسيع مجموعة المانحين في استخدام المانحين^{الهامشيين 2}. يشمل المتبرعون الهامشيون أولئك الذين يعانون من تقدم العمر أو التنكس الدهني المعتدل أو الشديد. على الرغم من أن زرع الأعضاء الهامشية قد يؤدي إلى نتائج إيجابية ، إلا أن النتائج الإجمالية تظل دون المستوى الأمثل. ونتيجة لذلك ، يجري حاليا تطوير استراتيجيات علاجية تهدف إلى تعزيز وظيفة المانحين الهامشيين ^3,4.

تتمثل إحدى الاستراتيجيات في استخدام التروية الآلية ، وخاصة التروية الآلية المؤكسجة ذات الحرارة العادية ، لتحسين وظيفة هذه الأعضاء الهامشية⁵. ومع ذلك ، لا يزال هناك فهم محدود للآليات الجزيئية التي تكمن وراء الآثار المفيدة للنضح الآلي المؤكسج الطبيعي الحرارة (NEVLP). الفئران ، مع توافرها الوفير من السلالات المعدلة وراثيا ، بمثابة نماذج قيمة للتحقيق في المسارات الجزيئية. على سبيل المثال ، تم التعرف بشكل متزايد على أهمية مسارات الالتهام الذاتي في التخفيف من إصابة نقص التروية الكبدية ^6,7. أحد المسارات الجزيئية المهمة في إصابة نقص التروية الكبدية هو مسار miR-20b-5p / ATG7⁸. حاليا ، هناك عدد من سلالات ATG بالضربة القاضية والضربة القاضية الشرطية المتاحة ولكن لا توجد سلالات الفئران المقابلة⁹.

بناء على هذه الخلفية ، كان الهدف هو إنشاء منصة NEVLP مصغرة لترقيع كبد الفئران. ستسهل هذه المنصة استكشاف وتقييم الاستراتيجيات المعدلة وراثيا المحتملة التي تهدف إلى تحسين وظائف كبد المتبرع. بالإضافة إلى ذلك ، كان من الضروري أن يكون النظام مناسبا للتروية على المدى الطويل ، مما يتيح العلاج خارج الجسم الحي للكبد ، والذي يشار إليه عادة باسم "إصلاح الأعضاء".

بالنظر إلى محدودية توافر البيانات ذات الصلة في المختبر حول نضح كبد الفئران ، ركزت مراجعة الأدبيات على الدراسات التي أجريت على الفئران. تم إجراء بحث منهجي للأدبيات يمتد من عام 2010 إلى عام 2022 باستخدام كلمات رئيسية مثل "نضح الكبد الطبيعي الحرارة" و "خارج الجسم الحي أو في المختبر" و "الفئران". يهدف هذا البحث إلى تحديد الظروف المثلى في القوارض ، مما يسمح لنا بتحديد النهج الأنسب.

يتكون نظام الإرواء من خزان عازل زجاجي مغلق مغلف بالماء ، ومضخة أسطوانية تمعجية ، وأكسجين ، ومصيدة فقاعات ، ومبادل حراري ، وغرفة عضو ، ونظام أنابيب ركوب دراجات مغلق (الشكل 1). يضمن النظام الصيانة الدقيقة لدرجة حرارة التروية الثابتة التي تبلغ 37 درجة مئوية باستخدام آلة ثابتة حراري مخصصة. تدفع المضخة الدوارة التمعجية تدفق البيرفوسات في جميع أنحاء الدائرة. تبدأ دائرة التروية في الخزان المعزول المغلف بالماء. بعد ذلك ، يتم توجيه perfusate من خلال جهاز الأكسجين ، الذي يتلقى خليط غاز من 95 ٪ من الأكسجين و 5 ٪ من ثاني أكسيد الكربون من زجاجة غاز مخصصة. بعد الأوكسجين ، يمر البيروزيت عبر مصيدة الفقاعات ، حيث يتم إعادة توجيه أي فقاعات محاصرة مرة أخرى إلى الخزان بواسطة المضخة التمعجية. يتدفق البيرفوسات المتبقي عبر المبادل الحراري ويدخل غرفة العضو ، حيث يعود إلى الخزان.

هنا ، نبلغ عن تجاربنا في إنشاء NEVLP لكبد الفئران ونشارك النتائج الواعدة لتجربة تجريبية أجريت باستخدام الوسط المؤكسج بدون حاملات الأكسجين.

Protocol

تم إجراء التجارب على الحيوانات وفقا للوائح والمبادئ التوجيهية الألمانية الحالية لرعاية الحيوان وإرشادات REACH للإبلاغ عن الأبحاث الحيوانية. تمت الموافقة على بروتوكول التجارب على الحيوانات من قبل Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz ، تورينجيا ، ألمانيا (رقم الموافقة: UKJ - 17 - 106).

ملاحظة: تم استخدام ذكور الفئران C57BL / 6J التي تزن 34 ± 4 جم (متوسط ± الخطأ المعياري للمتوسط [SEM]) كمتبرعين بالكبد. تم الحفاظ عليها في ظل ظروف بيئية خاضعة للرقابة (50٪ رطوبة و 18-23 درجة مئوية) مع حرية الوصول إلى الفأر القياسي والماء. طوال العملية الجراحية ، تم الحفاظ على معدل تنفس يتجاوز 60 نفسا / دقيقة ، وتم الحفاظ على درجة حرارة الجسم أعلى من 34 درجة مئوية.

1. التحضير

إعداد جدول العمليات
1. الأوتوكلاف جميع الأدوات الجراحية والمواد الاستهلاكية لأغراض التعقيم.
2. قم بتشغيل جميع المعدات ، بما في ذلك لوحة الاحترار والتخثير الكهربائي.
3. ضع حقنة واحدة سعة 50 مل مع محلول ملحي 25 مل من الهيبارين (2500 وحدة / لتر) في حاضنة دافئة (37 درجة مئوية).
4. ضع الأدوات الجراحية ، وخياطة الحرير 6-0 ، وقضيب القطن الصغير المعقم ، والمحلول الملحي البيطري (500 مل) ، وإسفنج الشاش غير المنسوج (10 سم × 10 سم) على طاولة العمليات بشكل مناسب.
5. ضع إبرة 26 جيجا على طاولة العمليات لإنشاء ثقب صغير في غطاء أنبوب الطرد المركزي الدقيق سعة 0.5 مل لاستقبال الأنبوب الصفراوي لجمع الصفراء.
6. ضع القنية (1 قنية بولي يوريثين Fr أو UT - 03 قنية بولي إيثيلين) وأنبوب طرد مركزي دقيق معقم سعة 0.5 مل لجمع الصفراء على طاولة العمليات.
قنية الوريد البابي عصامي
1. امسك قنية 2 Fr بالملقط وثقب الجدار بإبرة 30 جم على مسافة 1 سم من نهاية القنية. ادفع الإبرة عبر القنية حتى يصبح طرف الإبرة مرئيا.
2. تقليم طرف القنية مما يؤدي إلى مثلث حاد.
تحضير محلول ملحي هيبارين
1. تحضير 25 مل من محلول ملحي هيبارين بتركيز نهائي 2500 وحدة دولية / مل.
2. قم بإزالة جميع فقاعات الهواء ووضع المحقنة في حاضنة 40 درجة مئوية.
مظاهرة من نظام التروية
1. انظر الشكل 1 لمعرفة المكونات الرئيسية لنظام نضح الماكينة.
إعداد غرفة الجهاز
1. انظر الشكل 2 لتخطيط حجرة الأرغن.
إعداد نظام التروية
1. قم بتشغيل برنامج مخطط المختبر لمراقبة الضغط.
2. قم بتوصيل معاير الضغط ومستشعر الضغط على مستوى غرفة الجهاز.
3. اضبط معاير الضغط لقراءة 0 مم زئبق وتحقق من القيمة المقابلة في برنامج التحكم في الضغط.
4. اضبط معاير الضغط لقراءة 20 مم زئبق وتحقق مرة أخرى من القيمة المقابلة في برنامج التحكم في الضغط.
5. قم بتشغيل الحمام المائي ، وقم بتسخين حجرة العضو إلى 40 درجة مئوية.
6. اغسل نظام السباكة بالكامل مرتين بالماء المقطر منزوع الأيونات لمدة 30 دقيقة لكل منهما ، مما يضمن الإزالة الكاملة لمحلول التعقيم.
7. ابدأ في تداول محلول التطهير في جميع أنحاء النظام بأكمله لمدة 20 دقيقة لضمان التطهير الشامل.
8. قم بتشغيل خليط الغاز (95٪ أكسجين (O 2) و 5٪ ثاني أكسيد الكربون (CO₂).
ملء البيرفوسات
1. مكمل 250 مل من وسط ويليامز E مع 50 مل من مصل الجنين البقري ، و 3 مل من البنسلين / الستربتومايسين (1 مجم / مل) ، و 0.17 مل من الأنسولين (100 IE / mL) ، و 0.34 مل من الهيبارين (5000 وحدة / مل) ، و 0.07 مل من الهيدروكورتيزون (100 مجم / 2 مل) لإعداد وسط Williams 'E الكامل.
2. أضف كميات متساوية (150 مل) من البيرفوسات إلى الخزان وغرفة الجهاز لتجهيز النظام.
  ملاحظة: يجب إيلاء اهتمام خاص للحفاظ على العقم أثناء عملية التعبئة. يتم ضخ البيرفوسات باستمرار من خلال هذين المكونين الرئيسيين لنضح آلة إعادة التدوير المغلقة.
3. قم بتشغيل المضخة التمعجية بسرعة متوسطة (15 مل / دقيقة) لتجهيز نظام التروية بالوسط المؤكسج.

2. زرع الكبد

التحضير قبل الجراحة
1. وزن الحيوان. تحضير البوبرينورفين المسكن (0.3 مجم / مل) (0.05 مجم / كجم من وزن الجسم).
2. قم بتوصيل غرفة الحث بمقبس الحائط. تحويل الأكسجين إلى 0.5 لتر / دقيقة. بدوره إيزوفلوران إلى 3 ٪.
3. ضع الحيوان في الغرفة حتى يتم الوصول إلى التخدير العميق (تصحيح رد الفعل الإيجابي).
4. استخدم حقنة صغيرة لتطبيق جرعة متكيفة مع وزن الجسم من التسكين تحت الجلد.
5. استخدم ماكينة حلاقة كهربائية لتقليم الفراء على جلد البطن.
6. انقل الماوس إلى طاولة العمليات وقم بتشغيل مبخر الأيزوفلوران إلى 2.5٪ للحفاظ على التخدير. تأكد من عمق التخدير عن طريق اختبار منعكس إصبع القدم بين الأصابع.
إعداد بطن الفأر
1. ضع الماوس في وضع ضعيف.
2. اختبر المنعكس بين الأصابع لمضاعفة تأكيد عمق التخدير المناسب. إصلاح جميع الأطراف الأربعة مع الشريط.
3. تطهير جانبي البطن إلى خط منتصف الإبط باستخدام ثلاث جولات متتالية من كحول اليود. استخدم شاشا معقم غير منسوج لتغطية المنطقة المحيطة بالمجال الجراحي.
4. قم بعمل شق عرضي 3 سم 1 سم تحت الخنجري في منطقة البطن من الفأر باستخدام مقص الأطفال Metzenbaum والملقط الجراحي.
5. قم بتمديد شق الجلد بشكل ثنائي إلى خط منتصف الإبط على كلا الجانبين.
6. قم بعمل شق طولي بطول 2 سم بعناية على طول خط ألبا باستخدام مقص الربيع.
7. قطع من خلال طبقة العضلات في البطن مع التخثير الكهربائي ومقص الربيع فاناس.
8. ضع بعناية قطعة من الشاش الرطب لحماية الكبد من التخثير الكهربائي.
9. استخدم خياطة حريرية 6-0 مع الإبرة المستديرة لسحب عملية الخنجري من أجل تعرض أفضل للرباط التاجي.
10. استخدم اثنين من مبعدات الأضلاع لفضح تجويف البطن للفأر بالكامل.
11. حرك الأمعاء الدقيقة بعناية من تجويف البطن باستخدام قطعة قطن مبللة لفضح الهيلوم بالكامل.
إعداد القناة الصفراوية المشتركة
1. قم بتحويل الأربطة المنجلية والفرينية والمعدية الكبدية بمقص حاد.
2. حرر القناة الصفراوية المشتركة بعناية باستخدام ملقط منحني ناعم بدون أسنان.
  ملاحظة: القناة الصفراوية المشتركة تتلف بسهولة وتتكسر. بمجرد أن ينكسر ، لا يمكن تقليبه. بسبب اتجاه الموضع التشريحي ، من الأفضل استخدام الملقط المنحني.
3. ضع حلقتين من الحرير 6 - 0 فوق القناة الصفراوية المشتركة استعدادا للخطوة التالية.
قنية القناة الصفراوية الشائعة
1. ثقب بعناية القناة الصفراوية بإبرة 30 غرام. استخدم ملقط منحني مدبب لتكبير الفتحة الصغيرة لتناسب قنية القناة الصفراوية.
2. استخدم ملقط قنية الأوعية الدموية للإمساك بقنية القناة الصفراوية ودفعها إلى القناة الصفراوية.
3. قم بتأمين القنية مرتين باستخدام حلقات خياطة 6-0 المحددة مسبقا.
  ملاحظة: أثناء القنية ، يتم الشعور بمقاومة الصفراء. إذا لم يتم التحكم في القوة بشكل جيد ، دفع القنية خارج القناة الصفراوية عن طريق ضغط تدفق الصفراء. ضبط بعناية عمق القنية. إذا كان عميقا جدا ، فقد يؤدي إلى تلف القناة الصفراوية ، وإذا لم يكن عميقا بدرجة كافية ، فقد ينزلق.
4. مراقبة تدفق الصفراء في القنية بعد القنية الناجحة.
إعداد الوريد البابي
1. قم بتثبيت الوريد البابي بالملقط المسطح وحرر النسيج الضام بعناية باستخدام ملقط منحني. لا تسحب بقوة لتجنب التسبب في تمزق الوريد البابي. بمجرد تلف الوريد البابي ، من الصعب إعادة تقليب الوريد البابي.
2. تشريح PV فقط أعلى من التشعب ووضع حلقة خياطة الأولى باستخدام 6-0 خياطة الحرير على PV بالقرب من التقاء لاستخدامها لاحقا.
3. ضع حلقة الخياطة الثانية للتثبيت اللاحق لل PV بالقرب من الهيلوم الكبدي قدر الإمكان.
قنية الوريد البابي
1. استخدم مشبكا شريانيا لإغلاق الوريد البابي البعيد.
2. بعناية فائقة ، ثقب الوريد البابي بأحد قنيات الوريد البابي أعلاه. يمكن ملاحظة تدفق الدم بوضوح داخل القنية بعد ثقب ناجح.
3. قم بتأمين القنية الكهروضوئية بحلقة خياطة 6-0 الموضوعة مسبقا.
احمرار الكبد
1. زيادة الأيزوفلوران إلى 5 ٪ والقتل الرحيم للفأر بجرعة زائدة من استنشاق الأيزوفلوران.
2. خذ محلول ملحي من الهيبارين من الحاضنة. قم بإزالة جميع فقاعات الهواء المتكونة داخل محلول ملحي هيبارين.
3. ثبت المحقنة بمحلول ملحي مسخن مسبقا في مضخة المحقنة.
4. قم بتوصيل أنبوب تمديد مضخة المحقنة بقنية الوريد البابي ، واضبط السرعة على 2 مل / دقيقة ، وابدأ في تنظيف الكبد.
5. راقب لون الكبد في نهاية عملية التنظيف. استأصل الكبد بمجرد أن يتحول اللون إلى أصفر متجانس.
6. عبر الحجاب الحاجز ، الوريد الأجوف السفلي فوق الكبدي ، الوريد الأجوف تحت الكبدي ، الشريان الكبدي ، الوريد البابي البعيد ، وأي نسيج ضام متبقي.
7. ضع الكبد في طبق بتري.

3. اتصال الكبد والغرفة

نقل الكبد
1. نقل الكبد بعناية إلى غرفة الجهاز باستخدام طبق بتري.
2. احتفظ بكمية صغيرة من المحلول الملحي في طبق بتري لمنع جفاف الكبد.
  ملاحظة: يمكن بسهولة التواء الوريد البابي والقناة الصفراوية أثناء هذا الإجراء ، مما قد يؤثر على تروية الكبد وجمع الصفراء.
اتصال قنية الوريد البابي
1. قم بضخ محلول ملحي طبيعي ببطء في قنية الوريد البابي باستخدام حقنة لإخلاء فقاعات الهواء في القنية.
2. قم بتوصيل قنية الوريد البابي بأنبوب التدفق الخارجي perfusate في غرفة الجهاز.
اتصال قنية القناة الصفراوية
1. قم بتوجيه قنية القناة الصفراوية للفأر من خلال صمام غطاء مطاطي متصل بغرفة الجهاز.
2. أدخل قنية القناة الصفراوية في أنبوب دقيق معد مسبقا سعة 0.5 مل مع وجود ثقب صغير في الغطاء.
3. ضع الأنبوب الدقيق على الطين خارج حجرة الجهاز.

4. ضبط معدل التدفق وفقا للضغط الكهروضوئي

قم بتشغيل المضخة التمعجية من 1 مل / دقيقة.
تحقق من قراءة ضغط الوريد البابي لضبط معدل التدفق.
الحفاظ على ضغط الوريد البابي في النطاق الفسيولوجي بين 7 - 10 مم زئبق عن طريق ضبط معدل التدفق.
ملاحظة: يمكن أن يختلف معدل التدفق الاسمي قليلا حسب استخدام الأنابيب وتحديد موضعها.

5. جمع العينات

الحصول على عينات مدخل perfusate من أنبوب تدفق الوريد البابي وعينات perfusate مخرج من غرفة الجهاز في فترات 3h.
جمع عينات من جميع فصوص الكبد للتحليل النسيجي في نهاية فترة التروية من 12 ساعة.

النتائج

إنشاء العملية الجراحية
تم استخدام ما مجموعه 17 حيوانا لهذه التجربة: تم استخدام 14 فأرا لتحسين عملية شراء الأعضاء ، بما في ذلك قنية الوريد البابي (PV) والقناة الصفراوية (BD) ، بينما تم استخدام 3 فئران للتحقق من صحة الإجراء (الجدول 1). تمت مقارنة النتائج النسيجية (الش?...

Discussion

الخطوات الحاسمة في البروتوكول
الخطوتان الحاسمتان في زراعة الكبد هما قنية الوريد البابي (PV) والقنية اللاحقة للقناة الصفراوية (BD). هذه الخطوات ذات أهمية قصوى في ضمان استرجاع الأعضاء بنجاح وإجراءات التروية أو الزرع اللاحقة.

التحديات والحلول
يمثل القنية ا...

Disclosures

لا يوجد تضارب في المصالح المالية للإفصاح عنه.

Acknowledgements

طوال كتابة هذه الورقة ، تلقيت قدرا كبيرا من الدعم والمساعدة. أود بشكل خاص أن أعرب عن تقديري لزميلي في الفريق XinPei Chen لتعاونه الرائع ودعمه الصبور أثناء عمليتي.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.5 ml Micro Tube PP	Sarstedt	72699
1 Fr Rubber Cannula	Vygon	Sample Cannula
10 µL Micro Syringe	Hamilton	701N
2 Fr Rubber Cannula	Vygon	Sample Cannula
24 G Butterfly Cannula	Terumo	SR+OF2419
26 G Butterfly Cannula	Terumo	SR+DU2619WX
30 G Hypodermic Needle	Sterican	100246
50 ml Syringe Pump	Braun	110356
6-0 Perma-Hand Seide	Ethicon	639H
Arterial Clip	Braun	BH014R
Autoclavable Moist Chamber	Hugo Sachs Elektronik	73-4733
Big Cotton Applicator	NOBA Verbandmittel Danz GmbH	974018
Bubble Trap	Hugo-Sachs-Elektronik	V83163
Buprenovet (0.3 mg / ml)	Elanco	/
CIDEX OPA solution (2 L)	Cilag GmbH	20391
Electrosurgical Unit for Monopolar Cutting VIO® 50 C	ERBE	/
Fetal Bovine Serum(500 ml)	Sigma-Aldrich	F7524-500ML
Gas Mixture (95 % oxygen & 5 % carbon dioxide)	House Supply	/
Heating Circulating Baths	Harvard-Apparatus	75-0310
Heparin 5000 (I.E. /5 ml)	Braun	1708.00.00
Hydrocortisone (100 mg / 2 ml)	Pfizer	15427276
Insulin(100 IE / ml)	Sigma	I0516-5ML
Iris Scissors	Fine Science Instruments	15000-03
Isofluran (250 ml)	Cp-Pharma	1214
Membrane Oxygenator	Hugo Sachs Elektronik	T18728
Microsurgery Microscope	Leica	M60
Mouse Retractor Set	Carfil Quality	180000056
NanoZoomer 2.0 HT	Hamamatsu	/
Non-Woven Sponges	Kompressen	866110
Penicillin Streptomycin (1 mg / ml)	C.C.Pro	Z-13-M
Perfusion Extension Tube (30 cm)	Braun	4256000
Peristaltic Pump	Harvard-Apparatus	P-70
Petri Dishc 100x15 mm	VWR®	391-0578
Povidon-Jod (Vet-Sep Spray)	Livisto	799-416
Pressure Transducer Simulator	UTAH Medical Products	650-950
Reusable Blood Pressure Transducers	AD Instruments	MLT-0380/D
S & T Vessel Cannulation Forceps	Fine Science Instruments	00608-11
Small Cotton Applicator	NOBA Verbandmittel Danz GmbH	974116
Straight Forceps 10 cm	Fine Science Instruments	00632-11
Suture Tying Forceps	Fine Science Instruments	11063-07
Syringe 50ml Original Perfusor	Braun	8728810F-06
UT - 03 Cannula	Unique Medical, Japan	/
Vannas Spring Scissors	Fine Science Instruments	15018-10
Veterinary Saline (500 ml)	WDT	18X1807
Water Jacketed Reservoir 2 L	Harvard-Apparatus	73-3441
William's E Medium (500 ML)	Thermofischer Scientific	A1217601

References

Kwong, A. J., et al. OPTN/SRTR 2021 Annual data report: liver. American Journal of Transplantation. 23 (2), S178-S263 (2023).
Linares, I., Hamar, M., Selzner, N., Selzner, M. Steatosis in Liver Transplantation: Current Limitations and Future Strategies. Transplantation. 103 (1), 78-90 (2019).
Cheng, N., et al. Pharmacological activating transcription factor 6 activation is beneficial for liver retrieval with ex vivo normothermic mechanical perfusion from cardiac dead donor rats. Frontiers in Surgery. 8, 665260 (2021).
Porte, R. J. Improved organ recovery after oxygen deprivation. Nature. 608 (7922), 273-274 (2022).
Goumard, C., et al. Ex-Vivo Pharmacological Defatting of the Liver: A Review. Journal of Clinical Medicine. 10 (6), 1253 (2021).
Mao, B., Yuan, W., Wu, F., Yan, Y., Wang, B. Autophagy in hepatic ischemia-reperfusion injury. Cell Death Discovery. 9 (1), 115 (2023).
Hale, A. N., Ledbetter, D. J., Gawriluk, T. R., Rucker, E. B. Autophagy: regulation and role in development. Autophagy. 9 (7), 951-972 (2013).
Tang, B., Bao, N., He, G., Wang, J. Long noncoding RNA HOTAIR regulates autophagy via the miR-20b-5p/ATG7 axis in hepatic ischemia/reperfusion injury. Gene. 686, 56-62 (2019).
Kuma, A., Komatsu, M., Mizushima, N. Autophagy-monitoring and autophagy-deficient mice. Autophagy. 13 (10), 1619-1628 (2017).
van der, V. a. l. k. . J. Fetal bovine serum-A cell culture dilemma. Science. 375 (6577), 143-144 (2022).
Haque, O., et al. Twenty-four hour ex-vivo normothermic machine perfusion in rat livers. Technology (Singapore World Science). 8 (1-2), 27-36 (2020).
Op den Dries, S., et al. Normothermic machine perfusion reduces bile duct injury and improves biliary epithelial function in rat donor livers. Liver Transplantation. 22 (7), 994-1005 (2016).
Izamis, M. L., et al. Machine perfusion enhances hepatocyte isolation yields from ischemic livers. Cryobiology. 71 (2), 244-255 (2015).
Gassner, J. M. G. V., et al. Improvement of normothermic ex vivo machine perfusion of rat liver grafts by dialysis and kupffer cell inhibition with glycine. Liver Transplantation. 25 (2), 275-287 (2019).
Casado, J., et al. Rat splanchnic net oxygen consumption, energy implications. The Journal of Physiology. 431, 557-569 (1990).
Tolboom, H., et al. A model for normothermic preservation of the rat liver. Tissue Engineering. 13 (8), 2143-2151 (2007).
Yamada, S., et al. Effects of short-term normothermic and subnormothermic perfusion after cold preservation on liver transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 52 (6), 1639-1642 (2020).
Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
Tolboom, H., et al. Sequential cold storage and normothermic perfusion of the ischemic rat liver. Transplant Proceeding. 40 (5), 1306-1309 (2008).
Daemen, M. J., et al. Liver blood flow measurement in the rat. The electromagnetic versus the microsphere and the clearance methods. Journal of Pharmacological Methods. 21 (4), 287-297 (1989).
Koo, A., Liang, I. Y. Microvascular filling pattern in rat liver sinusoids during vagal stimulation. The Journal of physiology. 295, 191-199 (1979).
Beal, E. W., et al. [D-Ala2, D-Leu5] Enkephalin improves liver preservation during normothermic ex vivo perfusion. Journal of Surgical Research. 241, 323-335 (2019).
Birnie, J. H., Grayson, J. Observations on temperature distribution and liver blood flow in the rat. The Journal of Physiology. 116 (2), 189-201 (1952).
Silitonga, M., Silitonga, P. M. Haematological profile of rats (Rattus norvegicus) induced BCG and provided leaf extract of Plectranthus amboinicus Lour Spreng). AIP Conference Proceedings. 1868, 090008090008 (2017).
Jacob Filho, W., et al. Reference database of hematological parameters for growing and aging rats. Aging Male. 21 (2), 145-148 (2018).
Tian, X., et al. Heme oxygenase-1-modified bone marrow mesenchymal stem cells combined with normothermic machine perfusion repairs bile duct injury in a rat model of DCD liver transplantation via activation of peribiliary glands through the Wnt pathway. Stem Cells International. 2021, 9935370 (2021).
Yang, L., et al. Normothermic machine perfusion combined with bone marrow mesenchymal stem cells improves the oxidative stress response and mitochondrial function in rat donation after circulatory death livers. Stem Cells Development. 29 (13), 835-852 (2020).
Wang, L., He, H. W., Zhou, X., Long, Y. Ursodeoxycholic Acid (UDCA) promotes lactate metabolism in mouse hepatocytes through cholic acid (CA) - farnesoid x receptor (FXR) pathway. Current Molecular Medicine. 20 (8), 661-666 (2020).
Akateh, C., Beal, E. W., Whitson, B. A., Black, S. M. Normothermic ex-vivo liver perfusion and the clinical implications for liver transplantation. Journal of Clinical and Translational Hepatology. 6 (3), 276-282 (2018).
Westerkamp, A. C., et al. Metformin preconditioning improves hepatobiliary function and reduces injury in a rat model of normothermic machine perfusion and orthotopic transplantation. Transplantation. 104 (9), e271-e280 (2020).
Nösser, M., et al. Development of a rat liver machine perfusion system for normothermic and subnormothermic conditions. Tissue Engineering. Part A. 26 (1-2), 57-65 (2020).
Yao, J., et al. Extracellular vesicles derived from human umbilical cord mesenchymal stem cells alleviate rat hepatic ischemia-reperfusion injury by suppressing oxidative stress and neutrophil inflammatory response. FASEB Journal. 33 (2), 1695-1710 (2019).
Haque, O., et al. The effect of blood cells retained in rat livers during static cold storage on viability outcomes during normothermic machine perfusion. Scientific Reports. 11 (1), 23128 (2021).
Gillooly, A. R., Perry, J., Martins, P. N. First report of siRNA uptake (for RNA interference) during ex vivo hypothermic and normothermic liver machine perfusion. Transplantation. 103 (3), e56-e57 (2019).
Beal, E. W., et al. A small animal model of ex vivo normothermic liver perfusion. Journal of visualized experiments. (136), e57541 (2018).
Claussen, F., et al. Dual versus single vessel normothermic ex vivo perfusion of rat liver grafts using metamizole for vasodilatation. PLoS One. 15 (7), (2020).
Yang, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells combine with normothermic machine perfusion to improve rat donor liver quality-the important role of hepatic microcirculation in donation after circulatory death. Cell and Tissue Research. 381 (2), 239-254 (2020).
Wu, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells modified with heme oxygenase-1 alleviate rejection of donation after circulatory death liver transplantation by inhibiting dendritic cell maturation in rats. International Immunopharmacology. 107, 108643 (2022).
Lonati, C., et al. Quantitative Metabolomics of Tissue, Perfusate, and Bile from Rat Livers Subjected to Normothermic Machine Perfusion. Biomedicines. 10 (3), (2022).
Oldani, G., et al. The impact of short-term machine perfusion on the risk of cancer recurrence after rat liver transplantation with donors after circulatory death. PLoS One. 14 (11), e0224890 (2019).
Abraham, N., et al. Two compartment evaluation of liver grafts during acellular room temperature machine perfusion (acRTMP) in a rat liver transplant model. Frontiers in Medicine (Lausanne). 9, 804834 (2022).
Scheuermann, U., et al. Sirtuin-1 expression and activity is diminished in aged liver grafts. Scientific Reports. 10 (1), 11860 (2020).
Scheuermann, U., et al. Damage-associated molecular patterns induce inflammatory injury during machine preservation of the liver: potential targets to enhance a promising technology. Liver Transplantation. 25 (4), 610-626 (2019).
Carnevale, M. E., et al. The novel N, N-bis-2-hydroxyethyl-2-aminoethanesulfonic acid-gluconate-polyethylene glycol-hypothermic machine perfusion solution improves static cold storage and reduces ischemia/reperfusion injury in rat liver transplant. Liver Transplantation. 25 (9), 1375-1386 (2019).
Von, C., Horn, H., Zlatev, J., Pletz, B., Lüer, T., Minor, Comparison of thermal variations in post-retrieval graft conditioning on rat livers. Artificial Organs. 46 (2), 239-245 (2022).
Tomizawa, M., et al. Oncostatin M in William's E medium is suitable for initiation of hepatocyte differentiation in human induced pluripotent stem cells. Molecular Medicine Reports. 15 (5), 3088-3092 (2017).
Dondossola, D., et al. Human red blood cells as oxygen carriers to improve ex-situ liver perfusion in a rat model. Journal of Clinical medicine. 8 (11), (2019).
Jägers, J., Wrobeln, A., Ferenz, K. B. Perfluorocarbon-based oxygen carriers: from physics to physiology. European Journal of Physiology. 473 (2), 139-150 (2021).
Jia, J., et al. A promising ex vivo liver protection strategy: machine perfusion and repair. Surgery and Nutrition. 8 (2), 142-143 (2019).
Jennings, H., et al. The immunological effect of oxygen carriers on normothermic ex vivo liver perfusion. Frontiers in Immunology. 13, 833243 (2022).
Kim, J. S., et al. Carbamazepine suppresses calpain-mediated autophagy impairment after ischemia/reperfusion in mouse livers. Toxicology and Applied Pharmacology. 273 (3), 600-610 (2013).
Imber, C. J., et al. Advantages of normothermic perfusion over cold storage in liver preservation. Transplantation. 73 (5), 701-709 (2002).
Tolboom, H., et al. Recovery of warm ischemic rat liver grafts by normothermic extracorporeal perfusion. Transplantation. 87 (2), 170-177 (2009).
Rigo, F., Navarro-Tableros, V., De Stefano, N., Calleri, N., Romagnoli, A. Ex vivo normothermic hypoxic rat liver perfusion model: an experimental setting for organ recondition and pharmacological intervention. Methods in Molecular Biology. 2269, 139-150 (2021).
van Dyk, J. C., Pieterse, G. M., van Vuren, J. H. Histological changes in the liver of Oreochromis mossambicus (Cichlidae) after exposure to cadmium and zinc. Ecotoxicology and Environmental Safety. 66 (3), 432-440 (2007).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 199

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated: