JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

מערכת זילוח כבד נורמותרמית ex vivo (NEVLP) נוצרה עבור כבדי עכברים. מערכת זו דורשת ניסיון במיקרו-כירורגיה אך מאפשרת תוצאות זילוח הניתנות לשחזור. היכולת להשתמש בכבדים של עכברים מאפשרת לחקור מסלולים מולקולריים לזיהוי תוספי פרבוסט חדשים ומאפשרת ביצוע ניסויים המתמקדים בתיקון איברים.

Abstract

פרוטוקול זה מציג מערכת NEVLP אופטימלית ללא אריתרוציטים באמצעות כבדי עכבר. שימור Ex vivo של כבדי עכברים הושג על ידי שימוש בצינוריות וטכניקות מותאמות מציוד זילוח מסחרי קונבנציונלי. המערכת שימשה להערכת תוצאות השימור לאחר 12 שעות של זילוח. עכברי C57BL/6J שימשו כתורמי כבד, והכבדים הושתלו על ידי קנולציה של וריד הפורטל (PV) וצינור המרה (BD), ולאחר מכן שטיפת האיבר במי מלח חמים (37 מעלות צלזיוס). לאחר מכן, הכבדים שהושתלו הועברו לתא הזילוח והיו נתונים לזילוח מכונה מחומצנת נורמותרמית (NEVLP). דגימות פרפוזט כניסה ויציאה נאספו במרווחים של 3 שעות לצורך ניתוח פרפוזאט. עם השלמת הזלוף, דגימות כבד התקבלו לניתוח היסטולוגי, עם שלמות מורפולוגית שהוערכה באמצעות Suzuki-Score שונה באמצעות צביעת Hematoxylin-Eosin (HE). ניסויי האופטימיזציה הניבו את הממצאים הבאים: (1) עכברים במשקל של מעל 30 גרם נחשבו מתאימים יותר לניסוי בשל גודלו הגדול יותר של צינור המרה שלהם (BD). (2) צינורית פוליאוריתן 2 Fr (קוטר חיצוני = 0.66 מ"מ) התאימה יותר לקנולציה של הווריד הפורטלי (PV) בהשוואה לצינורית פוליפרופילן. זה יוחס לאחיזה המשופרת של חומר הפוליאוריתן, וכתוצאה מכך החלקת קטטר מופחתת במהלך המעבר מהגוף לתא האיבר. (3) עבור קנולציה של צינור המרה (BD), צינורית פוליאוריתן 1 Fr (קוטר חיצוני = 0.33 מ"מ) נמצאה יעילה יותר בהשוואה לצינורית פוליפרופילן UT - 03 (קוטר חיצוני = 0.30 מ"מ). בעזרת פרוטוקול אופטימלי זה, כבדי עכברים נשמרו בהצלחה למשך 12 שעות ללא השפעה משמעותית על המבנה ההיסטולוגי. צביעת Hematoxylin-Eosin (HE) חשפה ארכיטקטורה מורפולוגית שמורה היטב של הכבד, המאופיינת בעיקר hepatocytes קיימא עם גרעינים גלויים בבירור התרחבות קלה של סינוסיואידים בכבד.

Introduction

השתלת כבד מייצגת את תקן הזהב לטיפול באנשים עם מחלת כבד סופנית. למרבה הצער, הביקוש לתרומת איברים עולה על ההיצע הזמין, מה שמוביל למחסור משמעותי. בשנת 2021 היו ברשימת ההמתנה להשתלת כבד כ-24,936 חולים, בעוד שרק 9,234 השתלות בוצעו בהצלחה1. הפער המשמעותי בין ההיצע והביקוש של שתלי כבד מדגיש את הצורך הדחוף לחקור אסטרטגיות חלופיות להרחבת מאגר התורמים ולשיפור הנגישות של שתלי כבד. אחת הדרכים להרחיב את מאגר התורמים היא להשתמש בתורמים שוליים2. תורמים שוליים כוללים אלה עם גיל מתקדם, סטאטוזיס בינוני או חמור. למרות שהשתלת איברים שוליים עשויה להניב תוצאות חיוביות, התוצאות הכלליות נותרות לא אופטימליות. כתוצאה מכך, פיתוח אסטרטגיות טיפוליות שמטרתן לשפר את תפקודם של תורמים שוליים נמצא כיום בעיצומו 3,4.

אחת האסטרטגיות היא להשתמש בזילוח מכונה, במיוחד זילוח מכונה מחומצן נורמתרמי, כדי לשפר את תפקודם של איברים שוליים אלה5. עם זאת, עדיין קיימת הבנה מוגבלת של המנגנונים המולקולריים העומדים בבסיס ההשפעות המועילות של זילוח מכונה מחומצנת נורמותרמית (NEVLP). עכברים, עם הזמינות השופעת שלהם של זנים מהונדסים גנטית, משמשים מודלים רבי ערך לחקר מסלולים מולקולריים. לדוגמה, המשמעות של מסלולי אוטופגיה בהקלה על פגיעה באיסכמיה בכבד הוכרה יותר ויותר 6,7. מסלול מולקולרי חשוב אחד בפגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה בכבד הוא מסלול miR-20b-5p/ATG78. נכון לעכשיו, קיימים מספר זני עכבר מסוג ATG knockout ו-knock-out מותנה, אך אין זני חולדות מתאימים9.

בהתבסס על רקע זה, המטרה הייתה ליצור פלטפורמת NEVLP ממוזערת עבור שתלי כבד עכבר. פלטפורמה זו תקל על חקירה והערכה של אסטרטגיות פוטנציאליות מהונדסות-גנטית שמטרתן לשפר את הפונקציונליות של הכבד של התורם. בנוסף, היה חיוני שהמערכת תתאים לזילוח לטווח ארוך, ותאפשר טיפול ex vivo בכבד, המכונה בדרך כלל "תיקון איברים".

בהתחשב בזמינות המוגבלת של נתונים רלוונטיים במבחנה על זילוח כבד עכברים, סקירת הספרות התמקדה במחקרים שנערכו בחולדות. חיפוש שיטתי בספרות שנמשכה בין השנים 2010 ל-2022 בוצע באמצעות מילות מפתח כגון "זילוח כבד נורמתרמי", "ex vivo or in vitro" ו"חולדות". חיפוש זה נועד לזהות תנאים אופטימליים במכרסמים, ולאפשר לנו לקבוע את הגישה המתאימה ביותר.

מערכת הזילוח מורכבת ממאגר חיץ זכוכית אטום עם מעטפת מים, משאבת גלילים פריסטלטית, מחמצן, מלכודת בועות, מחליף חום, תא איבר ומערכת צינורות אופניים סגורה (איור 1). המערכת מבטיחה תחזוקה מדויקת של טמפרטורת זילוח קבועה של 37°C באמצעות מכונה תרמו-סטטית ייעודית. משאבת הגלילה הפריסטלטית מניעה את זרימת הפרפוסטה לאורך המעגל. מעגל הזילוח מתחיל במאגר המים המבודד. לאחר מכן, הפרפוזט מופנה דרך המחמצן, אשר מקבל תערובת גז של 95% חמצן ו -5% פחמן דו חמצני מבקבוק גז ייעודי. לאחר החמצון, הפרפוזט עובר דרך מלכודת הבועות, שבה כל הבועות הכלואות מנותבות חזרה למאגר על ידי המשאבה הפריסטלטית. הפרבוסט הנותר זורם דרך מחליף החום ונכנס לתא האיברים, משם הוא חוזר למאגר.

כאן, אנו מדווחים על ניסיוננו בהקמת NEVLP עבור כבדי עכברים וחולקים את התוצאות המבטיחות של ניסוי פיילוט שבוצע באמצעות התווך המחומצן ללא נשאי חמצן.

Protocol

ניסויים בבעלי חיים בוצעו בהתאם לתקנות הגרמניות הנוכחיות ולהנחיות לרווחת בעלי חיים ולהנחיות ARRIVE לדיווח על מחקר בבעלי חיים. פרוטוקול הניסויים בבעלי חיים אושר על ידי Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, תורינגיה, גרמניה (מספר אישור: UKJ - 17 - 106).

הערה: עכברי C57BL/6J זכרים במשקל 34 ± 4 גרם (שגיאת תקן ± ממוצעת של הממוצע [SEM]) שימשו כתורמי כבד. הם נשמרו בתנאים סביבתיים מבוקרים (50% לחות ו 18 - 23 מעלות צלזיוס) עם גישה חופשית לצ'או עכבר סטנדרטי ומים. במהלך ההליך הכירורגי נשמר קצב נשימה העולה על 60 נשימות לדקה, וטמפרטורת הגוף נשמרה מעל 34 מעלות צלזיוס.

1. הכנה

  1. הגדרת שולחן הניתוחים
    1. Autoclave כל כלי ניתוח מתכלים למטרות עיקור.
    2. הפעל את כל הציוד, כולל לוח החימום ואלקטרוקואגולציה.
    3. מניחים מזרק אחד של 50 מ"ל עם מי מלח בנפח 25 מ"ל (2,500 U/L) באינקובטור חם (37°C).
    4. הניחו את כלי הניתוח, תפר משי 6 - 0, מוליך כותנה קטן סטרילי, מלח וטרינרי (500 מ"ל) וספוגי גזה לא ארוגים (10 ס"מ x 10 ס"מ) על שולחן הניתוחים כראוי.
    5. מניחים מחט 26 G על שולחן הניתוחים כדי ליצור חור קטן במכסה של צינור מיקרוצנטריפוגה 0.5 מ"ל כדי לקבל את צינור המרה לאיסוף מרה.
    6. מניחים על שולחן הניתוחים את הצינורית (צינורית פוליאוריתן 1 Fr או UT - 03 צינורית פוליאתילן) וצינור מיקרוצנטריפוגה מעוקר בנפח 0.5 מ"ל לאיסוף מרה.
  2. צינורית ורידים פורטלית מתוצרת עצמית
    1. החזיקו את צינורית 2 Fr במלקחיים ונקבו את הדופן עם מחט 30 G במרחק של 1 ס"מ מקצה הצינורית. דוחפים את המחט דרך הצינורית עד שקצה המחט הופך גלוי.
    2. חותכים את קצה הצינורית ויוצרים משולש חד.
  3. הכנת מלוחים heparinized
    1. להכין 25 מ"ל של מלוחים heparinized עם ריכוז סופי של 2,500 IU / mL.
    2. מוציאים את כל בועות האוויר ומניחים את המזרק באינקובטור של 40 מעלות צלזיוס.
  4. הדגמה של מערכת הזילוח
    1. ראו איור 1 עבור המרכיבים העיקריים של מערכת זילוח המכונה.
  5. הגדרת תא העוגב
    1. ראו איור 2 לפריסת תא העוגב.
  6. הגדרת מערכת הזילוח
    1. הפעל את תוכנית תרשימי המעבדה לניטור לחץ.
    2. חבר את כיול הלחץ ואת חיישן הלחץ ברמת תא האיבר.
    3. התאם את כיול הלחץ לקריאת 0 מ"מ כספית ובדוק את הערך המתאים בתוכנת בקרת הלחץ.
    4. התאם את כיול הלחץ לקריאת 20 מ"מ כספית ושוב בדוק את הערך המתאים בתוכנת בקרת הלחץ.
    5. הפעל את אמבט המים, ולחמם מראש את תא האיברים ל 40 מעלות צלזיוס.
    6. שטפו את כל מערכת האינסטלציה פעמיים במים מזוקקים שעברו דה-יוניזציה למשך 30 דקות כל אחד, כדי להבטיח הסרה מלאה של תמיסת החיטוי.
    7. התחל את זרימת תמיסת החיטוי בכל המערכת למשך 20 דקות כדי להבטיח חיטוי יסודי.
    8. הפעל את תערובת הגזים (95% חמצן (O 2) ו 5% פחמן דו חמצני (CO2).
  7. מילוי פרפוזט
    1. תוסף 250 מ"ל של מדיום E של ויליאמס עם 50 מ"ל של סרום בקר עוברי, 3 מ"ל של פניצילין/סטרפטומיצין (1 מ"ג/מ"ל), 0.17 מ"ל אינסולין (100 IE/מ"ל), 0.34 מ"ל הפרין (5000 U/mL), ו-0.07 מ"ל הידרוקורטיזון (100 מ"ג/2 מ"ל) להכנת מדיום E השלם של ויליאמס.
    2. הוסף נפחים שווים (150 מ"ל) של פרפוזט למאגר ולתא האיברים כדי להנהיג את המערכת.
      הערה: יש להקדיש תשומת לב מיוחדת לשמירה על סטריליות במהלך תהליך המילוי. הפרפוזט נשאב ללא הרף דרך שני מרכיבי מפתח אלה של זילוח מכונת המחזור הסגור.
    3. הפעל את המשאבה הפריסטלטית במהירות בינונית (15 מ"ל/דקה) כדי להפעיל את מערכת הזילוח עם התווך המחומצן.

2. מטע כבד

  1. הכנה לפני ניתוח
    1. לשקול את החיה. הכן את משכך כאבים buprenorphine (0.3 מ"ג / מ"ל) (0.05 מ"ג / ק"ג משקל הגוף).
    2. חבר את תא האינדוקציה לשקע בקיר. הפוך חמצן ל 0.5 ליטר / דקה. הפוך isoflurane ל 3%.
    3. הניחו את בעל החיים בחדר עד שמגיעים להרדמה עמוקה (רפלקס ימין חיובי).
    4. השתמש מזרק מיקרו כדי להחיל מינון מותאם משקל הגוף של שיכוך כאבים תת עורית.
    5. השתמשו במכונת גילוח חשמלית כדי לקצץ את הפרווה על עור הבטן.
    6. העבירו את העכבר לשולחן הניתוחים והפעילו את מכשיר האידוי איזופלורן ל-2.5% כדי לשמור על הרדמה. אשר את עומק ההרדמה על ידי בדיקת רפלקס הבוהן הבין-דיגיטלי.
  2. הכנת בטן העכבר
    1. הנח את העכבר במצב שכיבה.
    2. בדוק רפלקס בין-דיגיטלי כדי לאשר פעמיים את עומק ההרדמה המתאים. תקן את כל ארבעת הגפיים בנייר דבק.
    3. יש לחטא את שני צידי הבטן עד לקו אמצע בית השחי באמצעות שלושה סבבים רצופים של יוד-אלכוהול. השתמש בגזה מעוקרת לא ארוגה כדי לכסות את האזור סביב שדה הניתוח.
    4. בצע חתך רוחבי של 3 ס"מ 1 ס"מ מתחת לקסיפואיד באזור הבטן של העכבר באמצעות מספריים לתינוקות מצנבאום ומלקחיים כירורגיים.
    5. יש להרחיב את החתך בעור באופן דו צדדי לקו אמצע בית השחי משני הצדדים.
    6. בזהירות לבצע חתך אורכי 2 ס"מ לאורך linea alba באמצעות מספריים קפיץ.
    7. חותכים דרך שכבת שרירי הבטן עם אלקטרוקואגולציה ומספריים קפיציים Vannas.
    8. בזהירות מניחים חתיכת גזה רטובה כדי להגן על הכבד מפני electrocoagulation.
    9. השתמש בתפר משי 6 - 0 עם המחט העגולה כדי למשוך את תהליך הקסיפואיד לחשיפה טובה יותר של הרצועה הכלילית.
    10. השתמש בשני צלעות retractors כדי לחשוף באופן מלא את חלל הבטן של העכבר.
    11. בזהירות להעביר את המעי הדק מתוך חלל הבטן עם צמר גפן רטוב כדי לחשוף באופן מלא את הילום.
  3. הכנת צינור המרה הנפוצה
    1. חצו את הרצועות הפלציפורמיות, הפרניות והגסטרוהפטיות בעזרת מספריים חדים.
    2. שחררו בזהירות את צינור המרה המשותף באמצעות מלקחיים מעוקלים עדינים ללא שיניים.
      הערה: צינור המרה הנפוץ ניזוק בקלות רבה ונשבר. ברגע שהוא נשבר, אי אפשר לקנן אותו. בשל כיוון המיקום האנטומי, עדיף להשתמש במלקחיים מעוקלים.
    3. הניחו שתי לולאות תפר משי 6 - 0 מעל צינור המרה המשותף כהכנה לשלב הבא.
  4. קנולציה נפוצה של צינור המרה
    1. בזהירות לנקב את צינור המרה עם מחט 30 גרם. השתמש במלקחיים מעוקלים מחודדים כדי להגדיל את החור הקטן כך שיתאים לקנולציה של צינור המרה.
    2. השתמש במלקחיים של כלי דם כדי לתפוס את צינורית צינורית צינור המרה ולדחוף אותה לתוך צינור המרה.
    3. אבטחו פעמיים את הצינורית עם לולאות התפרים הקבועות מראש 6 - 0.
      הערה: במהלך הקנולציה מורגשת התנגדות על ידי מרה. אם הכוח אינו נשלט היטב, הצינורית תידחף החוצה מדרכי המרה על ידי הלחץ של זרימת המרה. בזהירות להתאים את עומק הצינורית. אם הוא עמוק מדי, הוא עלול לפגוע בצינור המרה, ואם הוא לא עמוק מספיק, הוא עלול להחליק החוצה.
    4. שימו לב לזרימת המרה בצינורית לאחר קנולציה מוצלחת.
  5. הכנת וריד הפורטל
    1. מהדקים את וריד הפורטל במלקחיים שטוחים ומשחררים בזהירות את רקמת החיבור במלקחיים מעוקלים. אין למשוך חזק כדי למנוע קרע של וריד הפורטל. ברגע שווריד הפורטל ניזוק, קשה לקנטר מחדש את וריד הפורטל.
    2. נתחו את ה-PV בדיוק מעל הביפורקציה והניחו את לולאת התפר הראשונה באמצעות תפר משי 6 - 0 על PV קרוב למפגש לשימוש מאוחר יותר.
    3. מקם את לולאת התפר השנייה לקיבוע מאוחר יותר של PV קרוב ככל האפשר להילום הכבד.
  6. קנולציה של ורידים פורטליים
    1. השתמש אטב עורקי כדי לסגור את הווריד הפורטלי הדיסטלי.
    2. בזהירות רבה, לנקב את וריד הפורטל עם אחת צינוריות ורידי הפורטל לעיל. זרימת הדם ניתן לראות בבירור בתוך הצינורית לאחר ניקוב מוצלח.
    3. אבטח את צינורית ה- PV באמצעות לולאת התפרים 6 - 0 שהונחה מראש.
  7. שטיפת כבד
    1. להגדיל isoflurane ל 5% ולהרדים את העכבר עם מנת יתר של שאיפת isoflurane.
    2. קח תמיסת מלח הפרין שחוממה מראש מהאינקובטור. הסר את כל בועות האוויר שנוצרו בתוך מלוחים heparinized.
    3. תקן את המזרק עם מלוחים heparinized שחומם מראש לתוך משאבת מזרק.
    4. חבר את הצינורית המאריכה של משאבת המזרק לצינורית של וריד הפורטל, כוונן את המהירות ל -2 מ"ל / דקה, והתחל את שטיפת הכבד.
    5. שימו לב לצבע הכבד בסוף הליך השטיפה. הבלו על הכבד ברגע שהצבע הופך לצהוב הומוגני.
    6. טרנסקט את הסרעפת, הווריד הנבוב התחתון העל-הכבדי, הווריד האינפרא-כבד הנבוב, עורק הכבד, וריד הפורטל הדיסטלי וכל רקמת חיבור שנותרה.
    7. הכניסו את הכבד לצלחת הפטרי.

3. חיבור כבד ותא

  1. העברת כבד
    1. בזהירות להעביר את הכבד לתוך חדר האיברים באמצעות צלחת פטרי.
    2. שמרו כמות קטנה של מלח בצלחת הפטרי כדי למנוע מהכבד להתייבש.
      הערה: ניתן בקלות לסובב את הווריד הפורטלי ואת צינור המרה במהלך הליך זה, מה שעלול להשפיע על זילוח הכבד ואיסוף המרה.
  2. חיבור צינורית ורידים פורטל
    1. להחדיר לאט מלח רגיל לתוך צינורית וריד הפורטל עם מזרק כדי לפנות את בועות האוויר בצינורית.
    2. חבר את צינורית הווריד הפורטלי לצינור זרימת הפרפוזט בתא האיבר.
  3. חיבור צינורית צינורית צינור המרה
    1. יש להנחות את צינורית צינורית צינור המרה של העכבר דרך שסתום של כובע גומי המחובר לתא האיברים.
    2. הכנס את צינורית צינור המרה לתוך microtube מוכן מראש 0.5 מ"ל עם חור קטן במכסה.
    3. הניחו את המיקרו-צינור על חימר מחוץ לתא האיברים.

4. התאמת קצב הזרימה בהתאם ללחץ PV

  1. הפעל את המשאבה הפריסטלטית מ 1 מ"ל / דקה.
  2. בדוק את קריאת לחץ ורידי הפורטל כדי להתאים את קצב הזרימה.
  3. שמור על לחץ הווריד הפורטלי בטווח הפיזיולוגי בין 7 - 10 מ"מ כספית על ידי התאמת קצב הזרימה.
    הערה: קצב זרימה נומינלי עשוי להשתנות מעט בהתאם לשימוש ולמיקום הצינורות.

5. איסוף דוגמאות

  1. קבל דגימות פרפוזט כניסה מצינור זרימת הווריד הפורטלי ודגימות פרפוזט מוצא מתא האיבר במרווחים של 3 שעות.
  2. לאסוף דגימות מכל אונות הכבד לניתוח היסטולוגי בסוף תקופת זילוח של 12 שעות.

תוצאות

הקמת הליך כירורגי
בסך הכל נוצלו 17 בעלי חיים לניסוי זה: 14 עכברים הועסקו לייעול תהליך רכישת האיברים, כולל קנולציה של הווריד הפורטלי (PV) וצינור המרה (BD), ואילו 3 עכברים שימשו לאימות ההליך (טבלה 1). התוצאות ההיסטולוגיות (איור 3) הושוו כדי להקל על זיהוי מצב הזלוף ה...

Discussion

שלבים קריטיים בפרוטוקול
שני השלבים המכריעים בכריתת הכבד הם קנולציה של הווריד הפורטלי (PV) והקנולציה הבאה של צינור המרה (BD). צעדים אלה הם בעלי חשיבות עליונה בהבטחת שאיבת איברים מוצלחת והליכי זילוח או השתלה לאחר מכן.

אתגרים ופתרונות
קנולציית PV מציבה שלושה ...

Disclosures

אין ניגודי עניינים כספיים לחשוף.

Acknowledgements

לאורך כתיבת מאמר זה קיבלתי תמיכה וסיוע רבים. אני רוצה להודות במיוחד לחבר הצוות שלי XinPei Chen על שיתוף הפעולה הנפלא שלו ותמיכתו במטופלים במהלך הניתוח שלי.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.5 ml Micro Tube PPSarstedt72699
1 Fr Rubber CannulaVygonSample Cannula
10 µL Micro SyringeHamilton701N
2 Fr Rubber CannulaVygonSample Cannula
24 G Butterfly CannulaTerumoSR+OF2419
26 G Butterfly CannulaTerumoSR+DU2619WX
30 G Hypodermic NeedleSterican100246
50 ml Syringe PumpBraun110356
6-0 Perma-Hand SeideEthicon639H
Arterial ClipBraunBH014R
Autoclavable Moist ChamberHugo Sachs Elektronik73-4733
Big Cotton Applicator NOBA Verbandmittel Danz GmbH974018
Bubble TrapHugo-Sachs-ElektronikV83163
Buprenovet (0.3 mg / ml)Elanco/
CIDEX OPA solution (2 L)Cilag GmbH20391
Electrosurgical Unit for Monopolar Cutting VIO® 50 CERBE/
Fetal Bovine Serum(500 ml) Sigma-AldrichF7524-500ML
Gas Mixture (95 % oxygen & 5 % carbon dioxide)House Supply/
Heating Circulating BathsHarvard-Apparatus75-0310
Heparin 5000 (I.E. /5 ml)Braun1708.00.00
Hydrocortisone (100 mg / 2 ml)Pfizer15427276
Insulin(100 IE / ml)SigmaI0516-5ML
Iris Scissors Fine Science Instruments15000-03
Isofluran (250 ml)Cp-Pharma1214
Membrane OxygenatorHugo Sachs ElektronikT18728
Microsurgery Microscope LeicaM60
Mouse Retractor Set Carfil Quality180000056
NanoZoomer 2.0 HTHamamatsu/
Non-Woven Sponges Kompressen866110
Penicillin Streptomycin (1 mg / ml) C.C.ProZ-13-M
Perfusion Extension Tube (30 cm)Braun4256000
Peristaltic PumpHarvard-ApparatusP-70
Petri Dishc 100x15 mmVWR®391-0578
Povidon-Jod (Vet-Sep Spray)Livisto799-416
Pressure Transducer SimulatorUTAH Medical Products650-950
Reusable Blood Pressure TransducersAD InstrumentsMLT-0380/D
S & T Vessel Cannulation ForcepsFine Science Instruments00608-11
Small Cotton ApplicatorNOBA Verbandmittel Danz GmbH974116
Straight Forceps 10 cm Fine Science Instruments00632-11
Suture Tying ForcepsFine Science Instruments11063-07
Syringe 50ml Original PerfusorBraun8728810F-06
UT - 03 CannulaUnique Medical, Japan/
Vannas Spring ScissorsFine Science Instruments15018-10
Veterinary Saline (500 ml)WDT18X1807
Water Jacketed Reservoir  2 LHarvard-Apparatus73-3441
William's E Medium (500 ML)Thermofischer ScientificA1217601

References

  1. Kwong, A. J., et al. OPTN/SRTR 2021 Annual data report: liver. American Journal of Transplantation. 23 (2), S178-S263 (2023).
  2. Linares, I., Hamar, M., Selzner, N., Selzner, M. Steatosis in Liver Transplantation: Current Limitations and Future Strategies. Transplantation. 103 (1), 78-90 (2019).
  3. Cheng, N., et al. Pharmacological activating transcription factor 6 activation is beneficial for liver retrieval with ex vivo normothermic mechanical perfusion from cardiac dead donor rats. Frontiers in Surgery. 8, 665260 (2021).
  4. Porte, R. J. Improved organ recovery after oxygen deprivation. Nature. 608 (7922), 273-274 (2022).
  5. Goumard, C., et al. Ex-Vivo Pharmacological Defatting of the Liver: A Review. Journal of Clinical Medicine. 10 (6), 1253 (2021).
  6. Mao, B., Yuan, W., Wu, F., Yan, Y., Wang, B. Autophagy in hepatic ischemia-reperfusion injury. Cell Death Discovery. 9 (1), 115 (2023).
  7. Hale, A. N., Ledbetter, D. J., Gawriluk, T. R., Rucker, E. B. Autophagy: regulation and role in development. Autophagy. 9 (7), 951-972 (2013).
  8. Tang, B., Bao, N., He, G., Wang, J. Long noncoding RNA HOTAIR regulates autophagy via the miR-20b-5p/ATG7 axis in hepatic ischemia/reperfusion injury. Gene. 686, 56-62 (2019).
  9. Kuma, A., Komatsu, M., Mizushima, N. Autophagy-monitoring and autophagy-deficient mice. Autophagy. 13 (10), 1619-1628 (2017).
  10. van der, V. a. l. k. . J. Fetal bovine serum-A cell culture dilemma. Science. 375 (6577), 143-144 (2022).
  11. Haque, O., et al. Twenty-four hour ex-vivo normothermic machine perfusion in rat livers. Technology (Singapore World Science). 8 (1-2), 27-36 (2020).
  12. Op den Dries, S., et al. Normothermic machine perfusion reduces bile duct injury and improves biliary epithelial function in rat donor livers. Liver Transplantation. 22 (7), 994-1005 (2016).
  13. Izamis, M. L., et al. Machine perfusion enhances hepatocyte isolation yields from ischemic livers. Cryobiology. 71 (2), 244-255 (2015).
  14. Gassner, J. M. G. V., et al. Improvement of normothermic ex vivo machine perfusion of rat liver grafts by dialysis and kupffer cell inhibition with glycine. Liver Transplantation. 25 (2), 275-287 (2019).
  15. Casado, J., et al. Rat splanchnic net oxygen consumption, energy implications. The Journal of Physiology. 431, 557-569 (1990).
  16. Tolboom, H., et al. A model for normothermic preservation of the rat liver. Tissue Engineering. 13 (8), 2143-2151 (2007).
  17. Yamada, S., et al. Effects of short-term normothermic and subnormothermic perfusion after cold preservation on liver transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 52 (6), 1639-1642 (2020).
  18. Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
  19. Tolboom, H., et al. Sequential cold storage and normothermic perfusion of the ischemic rat liver. Transplant Proceeding. 40 (5), 1306-1309 (2008).
  20. Daemen, M. J., et al. Liver blood flow measurement in the rat. The electromagnetic versus the microsphere and the clearance methods. Journal of Pharmacological Methods. 21 (4), 287-297 (1989).
  21. Koo, A., Liang, I. Y. Microvascular filling pattern in rat liver sinusoids during vagal stimulation. The Journal of physiology. 295, 191-199 (1979).
  22. Beal, E. W., et al. [D-Ala2, D-Leu5] Enkephalin improves liver preservation during normothermic ex vivo perfusion. Journal of Surgical Research. 241, 323-335 (2019).
  23. Birnie, J. H., Grayson, J. Observations on temperature distribution and liver blood flow in the rat. The Journal of Physiology. 116 (2), 189-201 (1952).
  24. Silitonga, M., Silitonga, P. M. Haematological profile of rats (Rattus norvegicus) induced BCG and provided leaf extract of Plectranthus amboinicus Lour Spreng). AIP Conference Proceedings. 1868, 090008090008 (2017).
  25. Jacob Filho, W., et al. Reference database of hematological parameters for growing and aging rats. Aging Male. 21 (2), 145-148 (2018).
  26. Tian, X., et al. Heme oxygenase-1-modified bone marrow mesenchymal stem cells combined with normothermic machine perfusion repairs bile duct injury in a rat model of DCD liver transplantation via activation of peribiliary glands through the Wnt pathway. Stem Cells International. 2021, 9935370 (2021).
  27. Yang, L., et al. Normothermic machine perfusion combined with bone marrow mesenchymal stem cells improves the oxidative stress response and mitochondrial function in rat donation after circulatory death livers. Stem Cells Development. 29 (13), 835-852 (2020).
  28. Wang, L., He, H. W., Zhou, X., Long, Y. Ursodeoxycholic Acid (UDCA) promotes lactate metabolism in mouse hepatocytes through cholic acid (CA) - farnesoid x receptor (FXR) pathway. Current Molecular Medicine. 20 (8), 661-666 (2020).
  29. Akateh, C., Beal, E. W., Whitson, B. A., Black, S. M. Normothermic ex-vivo liver perfusion and the clinical implications for liver transplantation. Journal of Clinical and Translational Hepatology. 6 (3), 276-282 (2018).
  30. Westerkamp, A. C., et al. Metformin preconditioning improves hepatobiliary function and reduces injury in a rat model of normothermic machine perfusion and orthotopic transplantation. Transplantation. 104 (9), e271-e280 (2020).
  31. Nösser, M., et al. Development of a rat liver machine perfusion system for normothermic and subnormothermic conditions. Tissue Engineering. Part A. 26 (1-2), 57-65 (2020).
  32. Yao, J., et al. Extracellular vesicles derived from human umbilical cord mesenchymal stem cells alleviate rat hepatic ischemia-reperfusion injury by suppressing oxidative stress and neutrophil inflammatory response. FASEB Journal. 33 (2), 1695-1710 (2019).
  33. Haque, O., et al. The effect of blood cells retained in rat livers during static cold storage on viability outcomes during normothermic machine perfusion. Scientific Reports. 11 (1), 23128 (2021).
  34. Gillooly, A. R., Perry, J., Martins, P. N. First report of siRNA uptake (for RNA interference) during ex vivo hypothermic and normothermic liver machine perfusion. Transplantation. 103 (3), e56-e57 (2019).
  35. Beal, E. W., et al. A small animal model of ex vivo normothermic liver perfusion. Journal of visualized experiments. (136), e57541 (2018).
  36. Claussen, F., et al. Dual versus single vessel normothermic ex vivo perfusion of rat liver grafts using metamizole for vasodilatation. PLoS One. 15 (7), (2020).
  37. Yang, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells combine with normothermic machine perfusion to improve rat donor liver quality-the important role of hepatic microcirculation in donation after circulatory death. Cell and Tissue Research. 381 (2), 239-254 (2020).
  38. Wu, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells modified with heme oxygenase-1 alleviate rejection of donation after circulatory death liver transplantation by inhibiting dendritic cell maturation in rats. International Immunopharmacology. 107, 108643 (2022).
  39. Lonati, C., et al. Quantitative Metabolomics of Tissue, Perfusate, and Bile from Rat Livers Subjected to Normothermic Machine Perfusion. Biomedicines. 10 (3), (2022).
  40. Oldani, G., et al. The impact of short-term machine perfusion on the risk of cancer recurrence after rat liver transplantation with donors after circulatory death. PLoS One. 14 (11), e0224890 (2019).
  41. Abraham, N., et al. Two compartment evaluation of liver grafts during acellular room temperature machine perfusion (acRTMP) in a rat liver transplant model. Frontiers in Medicine (Lausanne). 9, 804834 (2022).
  42. Scheuermann, U., et al. Sirtuin-1 expression and activity is diminished in aged liver grafts. Scientific Reports. 10 (1), 11860 (2020).
  43. Scheuermann, U., et al. Damage-associated molecular patterns induce inflammatory injury during machine preservation of the liver: potential targets to enhance a promising technology. Liver Transplantation. 25 (4), 610-626 (2019).
  44. Carnevale, M. E., et al. The novel N, N-bis-2-hydroxyethyl-2-aminoethanesulfonic acid-gluconate-polyethylene glycol-hypothermic machine perfusion solution improves static cold storage and reduces ischemia/reperfusion injury in rat liver transplant. Liver Transplantation. 25 (9), 1375-1386 (2019).
  45. Von, C., Horn, H., Zlatev, J., Pletz, B., Lüer, T., Minor, Comparison of thermal variations in post-retrieval graft conditioning on rat livers. Artificial Organs. 46 (2), 239-245 (2022).
  46. Tomizawa, M., et al. Oncostatin M in William's E medium is suitable for initiation of hepatocyte differentiation in human induced pluripotent stem cells. Molecular Medicine Reports. 15 (5), 3088-3092 (2017).
  47. Dondossola, D., et al. Human red blood cells as oxygen carriers to improve ex-situ liver perfusion in a rat model. Journal of Clinical medicine. 8 (11), (2019).
  48. Jägers, J., Wrobeln, A., Ferenz, K. B. Perfluorocarbon-based oxygen carriers: from physics to physiology. European Journal of Physiology. 473 (2), 139-150 (2021).
  49. Jia, J., et al. A promising ex vivo liver protection strategy: machine perfusion and repair. Surgery and Nutrition. 8 (2), 142-143 (2019).
  50. Jennings, H., et al. The immunological effect of oxygen carriers on normothermic ex vivo liver perfusion. Frontiers in Immunology. 13, 833243 (2022).
  51. Kim, J. S., et al. Carbamazepine suppresses calpain-mediated autophagy impairment after ischemia/reperfusion in mouse livers. Toxicology and Applied Pharmacology. 273 (3), 600-610 (2013).
  52. Imber, C. J., et al. Advantages of normothermic perfusion over cold storage in liver preservation. Transplantation. 73 (5), 701-709 (2002).
  53. Tolboom, H., et al. Recovery of warm ischemic rat liver grafts by normothermic extracorporeal perfusion. Transplantation. 87 (2), 170-177 (2009).
  54. Rigo, F., Navarro-Tableros, V., De Stefano, N., Calleri, N., Romagnoli, A. Ex vivo normothermic hypoxic rat liver perfusion model: an experimental setting for organ recondition and pharmacological intervention. Methods in Molecular Biology. 2269, 139-150 (2021).
  55. van Dyk, J. C., Pieterse, G. M., van Vuren, J. H. Histological changes in the liver of Oreochromis mossambicus (Cichlidae) after exposure to cadmium and zinc. Ecotoxicology and Environmental Safety. 66 (3), 432-440 (2007).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE199

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved