АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Для печени мышей была создана нормотермическая система перфузии печени ex vivo (NEVLP). Эта система требует опыта в микрохирургии, но позволяет получить воспроизводимые результаты перфузии. Возможность использования печени мышей облегчает исследование молекулярных путей для выявления новых добавок перфузата и позволяет проводить эксперименты, направленные на восстановление органов.

Аннотация

Этот протокол представляет собой оптимизированную систему NEVLP без эритроцитов с использованием печени мышей. Сохранение печени мышей ex vivo было достигнуто за счет использования модифицированных канюль и методов, адаптированных из обычного коммерческого перфузионного оборудования ex vivo . Система была использована для оценки результатов сохранения после 12 часов перфузии. Мыши C57BL/6J служили донорами печени, а печень эксплантировали путем канюляции воротной вены (PV) и желчного протока (BD) и последующего промывания органа теплым (37 °C) гепаринизированным физиологическим раствором. Затем эксплантированную печень переносили в перфузионную камеру и подвергали нормотермической оксигенированной машинной перфузии (NEVLP). Образцы перфузата на входе и выходе отбирали с интервалом в 3 часа для анализа перфузата. После завершения перфузии были получены образцы печени для гистологического анализа, при этом морфологическая целостность оценивалась с использованием модифицированной шкалы Suzuki-Score путем окрашивания гематоксилин-эозином (HE). Эксперименты по оптимизации дали следующие результаты: (1) мыши весом более 30 г были признаны более подходящими для эксперимента из-за большего размера их желчного протока (BD). (2) полиуретановая канюля 2 Fr (наружный диаметр = 0,66 мм) лучше подходила для канюляции воротной вены (PV) по сравнению с полипропиленовой канюлей. Это было связано с улучшенным сцеплением полиуретанового материала, что привело к уменьшению проскальзывания катетера при переносе из тела в камеру органа. (3) для канюляции желчного протока (BD) полиуретановая канюля 1 Fr (наружный диаметр = 0,33 мм) оказалась более эффективной по сравнению с полипропиленовой канюлей UT - 03 (наружный диаметр = 0,30 мм). С помощью этого оптимизированного протокола печень мышей была успешно сохранена в течение 12 часов без существенного влияния на гистологическую структуру. Окрашивание гематоксилин-эозином (ГЭ) выявило хорошо сохранившуюся морфологическую архитектуру печени, характеризующуюся преимущественно жизнеспособными гепатоцитами с хорошо видимыми ядрами и легкой дилатацией печеночных синусоидов.

Введение

Трансплантация печени представляет собой золотой стандарт лечения людей с терминальной стадией заболевания печени. К сожалению, спрос на донорские органы превышает имеющееся предложение, что приводит к значительному дефициту. В 2021 году около 24 936 пациентов находились в листе ожидания на пересадку печени, при этом было успешно выполнено только 9 234 трансплантации1. Значительное несоответствие между спросом и предложением на трансплантаты печени подчеркивает настоятельную необходимость изучения альтернативных стратегий для расширения пула доноров и повышения доступности трансплантатов печени. Одним из путей расширения пула доноров является использование маргинальных доноров2. К маргинальным донорам относятся пожилые люди, с умеренным или тяжелым стеатозом. Хотя трансплантация маргинальных органов может дать благоприятные результаты, общие результаты остаются неоптимальными. В результате в настоящеевремя ведется разработка терапевтических стратегий, направленных на усиление функции маргинальных доноров3,4.

Одна из стратегий состоит в том, чтобы использовать машинную перфузию, особенно нормотермическую кислородированную машинную перфузию, для улучшения функции этих маргинальных органов5. Тем не менее, все еще существует ограниченное понимание молекулярных механизмов, лежащих в основе благотворного воздействия нормотермической оксигенированной машинной перфузии (NEVLP). Мыши, с их обильной доступностью генетически модифицированных штаммов, служат ценными моделями для исследования молекулярных путей. Например, значение путей аутофагии в смягчении ишемии-реперфузионного повреждения печени все чаще признается 6,7. Одним из важных молекулярных путей при ишемии-реперфузии печени является путь miR-20b-5p/ATG78. В настоящее время существует ряд штаммов мышей с нокаутом АТГ и условным нокаутом, но нет соответствующих штаммов крыс9.

Исходя из этого, цель состояла в том, чтобы создать миниатюрную платформу NEVLP для трансплантатов печени мышей. Эта платформа облегчит изучение и оценку потенциальных генетически модифицированных стратегий, направленных на улучшение функциональности печени донора. Кроме того, было важно, чтобы система была пригодна для длительной перфузии, что позволяло проводить лечение печени ex vivo , обычно называемое «восстановлением органов».

Учитывая ограниченную доступность соответствующих данных in vitro о перфузии печени мышей, обзор литературы был сосредоточен на исследованиях, проведенных на крысах. Систематический поиск литературы за период с 2010 по 2022 год проводился с использованием таких ключевых слов, как «нормотермическая перфузия печени», «ex vivo или in vitro» и «крысы». Этот поиск был направлен на выявление оптимальных условий у грызунов, что позволило определить наиболее подходящий подход.

Перфузионная система состоит из герметичного стеклянного буферного резервуара с водяной рубашкой, перистальтического роликового насоса, оксигенатора, пузырьковой ловушки, теплообменника, камеры органа и замкнутой системы циклических трубок (рис. 1). Система обеспечивает точное поддержание постоянной температуры перфузии 37 °C с помощью специальной термостатической машины. Перистальтический роликовый насос приводит в движение поток перфузата по всему контуру. Перфузионный контур начинается в изолированном резервуаре с водяной рубашкой. Затем перфузат направляется через оксигенатор, который получает газовую смесь из 95% кислорода и 5% углекислого газа из специального газового баллона. После оксигенации перфузат проходит через пузырьковую ловушку, в которой любые захваченные пузырьки перенаправляются обратно в резервуар перистальтическим насосом. Оставшийся перфузат проходит через теплообменник и поступает в камеру органа, откуда возвращается в резервуар.

Здесь мы сообщаем о нашем опыте создания NEVLP для печени мышей и делимся многообещающими результатами пилотного эксперимента, проведенного с использованием оксигенированной среды без переносчиков кислорода.

протокол

Эксперименты на животных проводились в соответствии с действующими немецкими правилами и рекомендациями по благополучию животных и рекомендациями ARRIVE, касающимися отчетности об исследованиях на животных. Протокол эксперимента на животных был одобрен Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Тюрингия, Германия (номер одобрения: UKJ - 17 - 106).

ПРИМЕЧАНИЕ: Самцы мышей C57BL / 6J с массой тела 34 ± 4 г (среднее значение ± стандартной ошибки среднего значения [SEM]) использовались в качестве доноров печени. Они содержались в контролируемых условиях окружающей среды (влажность 50% и 18 - 23 °C) со свободным доступом к стандартным мышиным кормам и воде. На протяжении всей хирургической процедуры поддерживалась частота дыхания, превышающая 60 вдохов в минуту, а температура тела поддерживалась выше 34 °C.

1. Подготовка

  1. Настройка операционного стола
    1. Автоклав все хирургические инструменты и расходные материалы для стерилизации.
    2. Включите все оборудование, включая доску подогрева и электрокоагуляцию.
    3. Поместите один шприц объемом 50 мл с 25 мл гепаринизированного физиологического раствора (2 500 ЕД / л) в теплый инкубатор (37 ° C).
    4. Поместите хирургические инструменты, шелковый шов 6 - 0, стерильный маленький хлопчатобумажный аппликатор, ветеринарный физиологический раствор (500 мл) и нетканые марлевые губки (10 см x 10 см) на операционный стол соответствующим образом.
    5. Поместите иглу 26 г на операционный стол, чтобы создать небольшое отверстие в крышке микроцентрифужной пробирки объемом 0,5 мл для приема желчной трубки для сбора желчи.
    6. Поместите канюлю (полиуретановую канюлю 1 Fr или полиэтиленовую канюлю UT - 03) и стерилизованную микроцентрифужную пробирку объемом 0,5 мл для сбора желчи на операционный стол.
  2. Самодельная канюля воротной вены
    1. Держите канюлю 2 Fr щипцами и проколите стенку иглой 30 G на расстоянии 1 см от конца канюли. Протолкните иглу через канюлю до тех пор, пока кончик иглы не станет виден.
    2. Обрежьте кончик канюли, получив острый треугольник.
  3. Приготовление гепаринизированного физиологического раствора
    1. Приготовьте 25 мл гепаринизированного физиологического раствора с конечной концентрацией 2,500 МЕ/мл.
    2. Удалите все пузырьки воздуха и поместите шприц в инкубатор с температурой 40 °C.
  4. Демонстрация перфузионной системы
    1. На рисунке 1 показаны основные компоненты перфузионной системы машины.
  5. Обустройство органной камеры
    1. На рисунке 2 показана компоновка органной камеры.
  6. Настройка перфузионной системы
    1. Включите программу лабораторных карт для контроля давления.
    2. Соедините калибратор давления и датчик давления на уровне камеры органа.
    3. Отрегулируйте калибратор давления так, чтобы он считывал 0 мм рт.ст., и проверьте соответствующее значение в программном обеспечении для контроля давления.
    4. Отрегулируйте калибратор давления так, чтобы он считывал 20 мм рт.ст., и еще раз проверьте соответствующее значение в программном обеспечении для контроля давления.
    5. Включите водяную баню и предварительно прогрейте камеру органа до 40 °C.
    6. Дважды промойте всю водопроводную систему дистиллированной деионизированной водой в течение 30 минут каждый, обеспечивая полное удаление дезинфицирующего раствора.
    7. Инициируйте циркуляцию дезинфицирующего раствора по всей системе в течение 20 минут, чтобы обеспечить тщательную дезинфекцию.
    8. Включите газовую смесь (95% кислорода (О2) и 5% углекислого газа (СО2).
  7. Наполнение перфузатом
    1. Дополните 250 мл среды Е Вильямса 50 мл эмбриональной бычьей сыворотки, 3 мл пенициллина/стрептомицина (1 мг/мл), 0,17 мл инсулина (100 МЕ/мл), 0,34 мл гепарина (5000 ЕД/мл) и 0,07 мл гидрокортизона (100 мг/2 мл) для приготовления полной среды Е Вильямса.
    2. Добавьте равные объемы (150 мл) перфузата в резервуар и камеру органа, чтобы заправить систему.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Особое внимание необходимо уделять поддержанию стерильности в процессе наполнения. Перфузант постоянно прокачивается через эти два ключевых компонента перфузии закрытой рециркуляционной машины.
    3. Включите перистальтический насос на средней скорости (15 мл/мин), чтобы наполнить перфузионную систему насыщенной кислородом средой.

2. Эксплантация печени

  1. Предоперационная подготовка
    1. Взвесьте животное. Приготовьте обезболивающее бупренорфин (0,3 мг/мл) (0,05 мг/кг массы тела).
    2. Соедините индукционную камеру с розеткой. Увеличьте кислород до 0,5 л/мин. Увеличьте изофлуран до 3%.
    3. Поместите животное в камеру до тех пор, пока не будет достигнута глубокая анестезия (рефлекторная коррекция положительная).
    4. Используйте микрошприц для подкожного введения дозы анальгезии, адаптированной к массе тела.
    5. Используйте электробритву, чтобы подстричь мех на коже живота.
    6. Перенесите мышь на операционный стол и включите испаритель изофлурана на 2,5% для поддержания анестезии. Подтвердите глубину анестезии, проверив межпальцевый рефлекс пальца ноги.
  2. Подготовка живота мыши
    1. Поместите мышь в положение лежа на спине.
    2. Тест межпальцевого рефлекса на двукратное подтверждение подходящей глубины анестезии. Зафиксируйте все четыре конечности скотчем.
    3. Продезинфицируйте обе стороны живота до середины подмышечной линии, используя три последовательных раунда йода и спирта. Используйте нетканую стерилизованную марлю, чтобы покрыть область вокруг операционного поля.
    4. Сделайте поперечный разрез 3 см на 1 см ниже мечевидной кости в области живота мыши с помощью детских ножниц Метценбаума и хирургических щипцов.
    5. Продлите разрез кожи двусторонне до средней подмышечной линии с обеих сторон.
    6. Аккуратно сделайте продольный надрез длиной 2 см вдоль белой линии с помощью пружинных ножниц.
    7. Разрежьте мышечный слой живота с помощью электрокоагуляции и пружинных ножниц Vannas.
    8. Аккуратно положите кусочек влажной марли, чтобы защитить печень от электрокоагуляции.
    9. Используйте шелковый шов 6 - 0 с круглой иглой, чтобы втянуть мечевидный отросток для лучшего обнажения коронарной связки.
    10. Используйте два ретрактора ребер, чтобы полностью обнажить брюшную полость мыши.
    11. Осторожно выведите тонкую кишку из брюшной полости влажным ватным тампоном, чтобы полностью обнажить хилум.
  3. Подготовка общих желчных протоков
    1. Разрезайте ложновидные, френовые и гастропеченочные связки острыми ножницами.
    2. Осторожно освободите общий желчный проток с помощью тонких изогнутых щипцов без зубов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Общий желчный проток очень легко повреждается и разрывается. Как только он сломается, его нельзя будет канюлировать. Из-за направления анатомического положения лучше использовать изогнутые щипцы.
    3. Поместите две шелковые шовные петли 6 - 0 над общим желчным протоком, готовясь к следующему этапу.
  4. Канюляция общих желчных протоков
    1. Аккуратно проколите желчный проток иглой 30 G. Используйте заостренные изогнутые щипцы, чтобы увеличить маленькое отверстие, чтобы оно соответствовало канюляции желчных протоков.
    2. Используйте щипцы для канюляции сосудов, чтобы захватить канюлю желчного протока и протолкнуть ее в желчный проток.
    3. Дважды закрепите канюлю с помощью предустановленных шовных петель 6 - 0.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во время канюляции ощущается сопротивление желчью. Если сила плохо контролируется, канюля будет выталкиваться из желчевыводящих путей под давлением оттока желчи. Тщательно отрегулируйте глубину канюли. Если он слишком глубокий, он может повредить желчный проток, а если он недостаточно глубокий, он может выскользнуть.
    4. Наблюдайте за потоком желчи в канюле после успешной канюляции.
  5. Препарирование воротной вены
    1. Зажмите воротную вену плоскими щипцами и аккуратно освободите соединительную ткань изогнутыми щипцами. Не тяните сильно, чтобы не вызвать разрыв воротной вены. После повреждения воротной вены трудно повторно канюлировать воротную вену.
    2. Рассеките PV, чуть превышающий бифуркацию, и поместите первую шовную петлю, используя шелковый шов 6 - 0 на PV близко к слиянию для последующего использования.
    3. Поместите вторую шовную петлю для последующей фиксации ПВ как можно ближе к печеночному бугорку.
  6. Канюляция воротной вены
    1. Используйте артериальный зажим, чтобы закрыть дистальную воротную вену.
    2. Очень осторожно проколите воротную вену одной из вышеперечисленных канюль воротной вены. Кровоток можно четко наблюдать внутри канюли после успешной пункции.
    3. Закрепите канюлю PV с помощью предварительно установленной шовной петли 6 - 0.
  7. Гиперемия печени
    1. Увеличьте изофлуран до 5% и усыпьте мышей при передозировке изофлурана ингаляционно.
    2. Возьмите из инкубатора подогретый солевой раствор гепарина. Удалите все пузырьки воздуха, образовавшиеся внутри гепаринизированного физиологического раствора.
    3. Зафиксируйте шприц с предварительно подогретым гепаринизированным физиологическим раствором в шприцевом насосе.
    4. Подсоедините удлинительную трубку шприцевого насоса к канюле воротной вены, отрегулируйте скорость до 2 мл/мин и начните промывание печени.
    5. Наблюдайте за цветом печени в конце процедуры промывания. Иссеките печень, как только цвет станет однородным желтым.
    6. Пересеките диафрагму, надпеченочную нижнюю полую вену, подпеченочную полую вену, печеночную артерию, дистальную воротную вену и любую оставшуюся соединительную ткань.
    7. Поместите печень в чашку Петри.

3. Соединение печени и камеры

  1. Пересадка печени
    1. Осторожно перенесите печень в камеру органа с помощью чашки Петри.
    2. Держите небольшое количество физиологического раствора в чашке Петри, чтобы предотвратить высыхание печени.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Воротная вена и желчный проток могут быть легко перекручены во время этой процедуры, что может повлиять на перфузию печени и сбор желчи.
  2. Соединение канюли воротной вены
    1. Медленно вливайте нормальный физиологический раствор в канюлю воротной вены с помощью шприца, чтобы удалить пузырьки воздуха в канюле.
    2. Подключите канюлю воротной вены к трубке перфузатного оттока в камере органа.
  3. Соединение канюли желчных протоков
    1. Направьте канюлю желчного протока мыши через клапан резинового колпачка, который соединен с камерой органа.
    2. Вставьте канюлю желчных протоков в заранее подготовленную микропробирку объемом 0,5 мл с небольшим отверстием в крышке.
    3. Поместите микротрубку на глину снаружи камеры органа.

4. Отрегулируйте расход в соответствии с давлением PV

  1. Включите перистальтический насос с 1 мл/мин.
  2. Проверьте показания давления в воротной вене, чтобы отрегулировать скорость потока.
  3. Поддерживайте давление в воротной вене в физиологическом диапазоне от 7 до 10 мм рт.ст., регулируя скорость потока.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Номинальный расход может незначительно варьироваться в зависимости от использования и расположения труб.

5. Сбор образцов

  1. Возьмите образцы перфузата на входе из трубки для притока воротной вены и образцы перфузата на выходе из камеры органа с интервалом в 3 часа.
  2. Соберите образцы из всех долей печени для гистологического анализа в конце перфузионного периода 12 ч.

Результаты

Установление хирургического вмешательства
Всего для этого эксперимента было использовано 17 животных: 14 мышей были использованы для оптимизации процесса получения органов, включая канюляцию воротной вены (PV) и желчного протока (BD), в то время как 3 мыши были использованы для п...

Обсуждение

Критические шаги в протоколе
Двумя важнейшими этапами эксплантации печени являются канюляция воротной вены (PV) и последующая канюляция желчного протока (BD). Эти шаги имеют первостепенное значение для обеспечения успешного извлечения органов и последующих процедур перфузии...

Раскрытие информации

Финансовые конфликты интересов, подлежащие раскрытию, отсутствуют.

Благодарности

На протяжении всего периода написания этой статьи я получал большую поддержку и помощь. Я особенно хотел бы поблагодарить моего товарища по команде Синьпэй Чена за его прекрасное сотрудничество и терпеливую поддержку во время моей операции.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.5 ml Micro Tube PPSarstedt72699
1 Fr Rubber CannulaVygonSample Cannula
10 µL Micro SyringeHamilton701N
2 Fr Rubber CannulaVygonSample Cannula
24 G Butterfly CannulaTerumoSR+OF2419
26 G Butterfly CannulaTerumoSR+DU2619WX
30 G Hypodermic NeedleSterican100246
50 ml Syringe PumpBraun110356
6-0 Perma-Hand SeideEthicon639H
Arterial ClipBraunBH014R
Autoclavable Moist ChamberHugo Sachs Elektronik73-4733
Big Cotton Applicator NOBA Verbandmittel Danz GmbH974018
Bubble TrapHugo-Sachs-ElektronikV83163
Buprenovet (0.3 mg / ml)Elanco/
CIDEX OPA solution (2 L)Cilag GmbH20391
Electrosurgical Unit for Monopolar Cutting VIO® 50 CERBE/
Fetal Bovine Serum(500 ml) Sigma-AldrichF7524-500ML
Gas Mixture (95 % oxygen & 5 % carbon dioxide)House Supply/
Heating Circulating BathsHarvard-Apparatus75-0310
Heparin 5000 (I.E. /5 ml)Braun1708.00.00
Hydrocortisone (100 mg / 2 ml)Pfizer15427276
Insulin(100 IE / ml)SigmaI0516-5ML
Iris Scissors Fine Science Instruments15000-03
Isofluran (250 ml)Cp-Pharma1214
Membrane OxygenatorHugo Sachs ElektronikT18728
Microsurgery Microscope LeicaM60
Mouse Retractor Set Carfil Quality180000056
NanoZoomer 2.0 HTHamamatsu/
Non-Woven Sponges Kompressen866110
Penicillin Streptomycin (1 mg / ml) C.C.ProZ-13-M
Perfusion Extension Tube (30 cm)Braun4256000
Peristaltic PumpHarvard-ApparatusP-70
Petri Dishc 100x15 mmVWR®391-0578
Povidon-Jod (Vet-Sep Spray)Livisto799-416
Pressure Transducer SimulatorUTAH Medical Products650-950
Reusable Blood Pressure TransducersAD InstrumentsMLT-0380/D
S & T Vessel Cannulation ForcepsFine Science Instruments00608-11
Small Cotton ApplicatorNOBA Verbandmittel Danz GmbH974116
Straight Forceps 10 cm Fine Science Instruments00632-11
Suture Tying ForcepsFine Science Instruments11063-07
Syringe 50ml Original PerfusorBraun8728810F-06
UT - 03 CannulaUnique Medical, Japan/
Vannas Spring ScissorsFine Science Instruments15018-10
Veterinary Saline (500 ml)WDT18X1807
Water Jacketed Reservoir  2 LHarvard-Apparatus73-3441
William's E Medium (500 ML)Thermofischer ScientificA1217601

Ссылки

  1. Kwong, A. J., et al. OPTN/SRTR 2021 Annual data report: liver. American Journal of Transplantation. 23 (2), S178-S263 (2023).
  2. Linares, I., Hamar, M., Selzner, N., Selzner, M. Steatosis in Liver Transplantation: Current Limitations and Future Strategies. Transplantation. 103 (1), 78-90 (2019).
  3. Cheng, N., et al. Pharmacological activating transcription factor 6 activation is beneficial for liver retrieval with ex vivo normothermic mechanical perfusion from cardiac dead donor rats. Frontiers in Surgery. 8, 665260 (2021).
  4. Porte, R. J. Improved organ recovery after oxygen deprivation. Nature. 608 (7922), 273-274 (2022).
  5. Goumard, C., et al. Ex-Vivo Pharmacological Defatting of the Liver: A Review. Journal of Clinical Medicine. 10 (6), 1253 (2021).
  6. Mao, B., Yuan, W., Wu, F., Yan, Y., Wang, B. Autophagy in hepatic ischemia-reperfusion injury. Cell Death Discovery. 9 (1), 115 (2023).
  7. Hale, A. N., Ledbetter, D. J., Gawriluk, T. R., Rucker, E. B. Autophagy: regulation and role in development. Autophagy. 9 (7), 951-972 (2013).
  8. Tang, B., Bao, N., He, G., Wang, J. Long noncoding RNA HOTAIR regulates autophagy via the miR-20b-5p/ATG7 axis in hepatic ischemia/reperfusion injury. Gene. 686, 56-62 (2019).
  9. Kuma, A., Komatsu, M., Mizushima, N. Autophagy-monitoring and autophagy-deficient mice. Autophagy. 13 (10), 1619-1628 (2017).
  10. van der, V. a. l. k. . J. Fetal bovine serum-A cell culture dilemma. Science. 375 (6577), 143-144 (2022).
  11. Haque, O., et al. Twenty-four hour ex-vivo normothermic machine perfusion in rat livers. Technology (Singapore World Science). 8 (1-2), 27-36 (2020).
  12. Op den Dries, S., et al. Normothermic machine perfusion reduces bile duct injury and improves biliary epithelial function in rat donor livers. Liver Transplantation. 22 (7), 994-1005 (2016).
  13. Izamis, M. L., et al. Machine perfusion enhances hepatocyte isolation yields from ischemic livers. Cryobiology. 71 (2), 244-255 (2015).
  14. Gassner, J. M. G. V., et al. Improvement of normothermic ex vivo machine perfusion of rat liver grafts by dialysis and kupffer cell inhibition with glycine. Liver Transplantation. 25 (2), 275-287 (2019).
  15. Casado, J., et al. Rat splanchnic net oxygen consumption, energy implications. The Journal of Physiology. 431, 557-569 (1990).
  16. Tolboom, H., et al. A model for normothermic preservation of the rat liver. Tissue Engineering. 13 (8), 2143-2151 (2007).
  17. Yamada, S., et al. Effects of short-term normothermic and subnormothermic perfusion after cold preservation on liver transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 52 (6), 1639-1642 (2020).
  18. Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
  19. Tolboom, H., et al. Sequential cold storage and normothermic perfusion of the ischemic rat liver. Transplant Proceeding. 40 (5), 1306-1309 (2008).
  20. Daemen, M. J., et al. Liver blood flow measurement in the rat. The electromagnetic versus the microsphere and the clearance methods. Journal of Pharmacological Methods. 21 (4), 287-297 (1989).
  21. Koo, A., Liang, I. Y. Microvascular filling pattern in rat liver sinusoids during vagal stimulation. The Journal of physiology. 295, 191-199 (1979).
  22. Beal, E. W., et al. [D-Ala2, D-Leu5] Enkephalin improves liver preservation during normothermic ex vivo perfusion. Journal of Surgical Research. 241, 323-335 (2019).
  23. Birnie, J. H., Grayson, J. Observations on temperature distribution and liver blood flow in the rat. The Journal of Physiology. 116 (2), 189-201 (1952).
  24. Silitonga, M., Silitonga, P. M. Haematological profile of rats (Rattus norvegicus) induced BCG and provided leaf extract of Plectranthus amboinicus Lour Spreng). AIP Conference Proceedings. 1868, 090008090008 (2017).
  25. Jacob Filho, W., et al. Reference database of hematological parameters for growing and aging rats. Aging Male. 21 (2), 145-148 (2018).
  26. Tian, X., et al. Heme oxygenase-1-modified bone marrow mesenchymal stem cells combined with normothermic machine perfusion repairs bile duct injury in a rat model of DCD liver transplantation via activation of peribiliary glands through the Wnt pathway. Stem Cells International. 2021, 9935370 (2021).
  27. Yang, L., et al. Normothermic machine perfusion combined with bone marrow mesenchymal stem cells improves the oxidative stress response and mitochondrial function in rat donation after circulatory death livers. Stem Cells Development. 29 (13), 835-852 (2020).
  28. Wang, L., He, H. W., Zhou, X., Long, Y. Ursodeoxycholic Acid (UDCA) promotes lactate metabolism in mouse hepatocytes through cholic acid (CA) - farnesoid x receptor (FXR) pathway. Current Molecular Medicine. 20 (8), 661-666 (2020).
  29. Akateh, C., Beal, E. W., Whitson, B. A., Black, S. M. Normothermic ex-vivo liver perfusion and the clinical implications for liver transplantation. Journal of Clinical and Translational Hepatology. 6 (3), 276-282 (2018).
  30. Westerkamp, A. C., et al. Metformin preconditioning improves hepatobiliary function and reduces injury in a rat model of normothermic machine perfusion and orthotopic transplantation. Transplantation. 104 (9), e271-e280 (2020).
  31. Nösser, M., et al. Development of a rat liver machine perfusion system for normothermic and subnormothermic conditions. Tissue Engineering. Part A. 26 (1-2), 57-65 (2020).
  32. Yao, J., et al. Extracellular vesicles derived from human umbilical cord mesenchymal stem cells alleviate rat hepatic ischemia-reperfusion injury by suppressing oxidative stress and neutrophil inflammatory response. FASEB Journal. 33 (2), 1695-1710 (2019).
  33. Haque, O., et al. The effect of blood cells retained in rat livers during static cold storage on viability outcomes during normothermic machine perfusion. Scientific Reports. 11 (1), 23128 (2021).
  34. Gillooly, A. R., Perry, J., Martins, P. N. First report of siRNA uptake (for RNA interference) during ex vivo hypothermic and normothermic liver machine perfusion. Transplantation. 103 (3), e56-e57 (2019).
  35. Beal, E. W., et al. A small animal model of ex vivo normothermic liver perfusion. Journal of visualized experiments. (136), e57541 (2018).
  36. Claussen, F., et al. Dual versus single vessel normothermic ex vivo perfusion of rat liver grafts using metamizole for vasodilatation. PLoS One. 15 (7), (2020).
  37. Yang, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells combine with normothermic machine perfusion to improve rat donor liver quality-the important role of hepatic microcirculation in donation after circulatory death. Cell and Tissue Research. 381 (2), 239-254 (2020).
  38. Wu, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells modified with heme oxygenase-1 alleviate rejection of donation after circulatory death liver transplantation by inhibiting dendritic cell maturation in rats. International Immunopharmacology. 107, 108643 (2022).
  39. Lonati, C., et al. Quantitative Metabolomics of Tissue, Perfusate, and Bile from Rat Livers Subjected to Normothermic Machine Perfusion. Biomedicines. 10 (3), (2022).
  40. Oldani, G., et al. The impact of short-term machine perfusion on the risk of cancer recurrence after rat liver transplantation with donors after circulatory death. PLoS One. 14 (11), e0224890 (2019).
  41. Abraham, N., et al. Two compartment evaluation of liver grafts during acellular room temperature machine perfusion (acRTMP) in a rat liver transplant model. Frontiers in Medicine (Lausanne). 9, 804834 (2022).
  42. Scheuermann, U., et al. Sirtuin-1 expression and activity is diminished in aged liver grafts. Scientific Reports. 10 (1), 11860 (2020).
  43. Scheuermann, U., et al. Damage-associated molecular patterns induce inflammatory injury during machine preservation of the liver: potential targets to enhance a promising technology. Liver Transplantation. 25 (4), 610-626 (2019).
  44. Carnevale, M. E., et al. The novel N, N-bis-2-hydroxyethyl-2-aminoethanesulfonic acid-gluconate-polyethylene glycol-hypothermic machine perfusion solution improves static cold storage and reduces ischemia/reperfusion injury in rat liver transplant. Liver Transplantation. 25 (9), 1375-1386 (2019).
  45. Von, C., Horn, H., Zlatev, J., Pletz, B., Lüer, T., Minor, Comparison of thermal variations in post-retrieval graft conditioning on rat livers. Artificial Organs. 46 (2), 239-245 (2022).
  46. Tomizawa, M., et al. Oncostatin M in William's E medium is suitable for initiation of hepatocyte differentiation in human induced pluripotent stem cells. Molecular Medicine Reports. 15 (5), 3088-3092 (2017).
  47. Dondossola, D., et al. Human red blood cells as oxygen carriers to improve ex-situ liver perfusion in a rat model. Journal of Clinical medicine. 8 (11), (2019).
  48. Jägers, J., Wrobeln, A., Ferenz, K. B. Perfluorocarbon-based oxygen carriers: from physics to physiology. European Journal of Physiology. 473 (2), 139-150 (2021).
  49. Jia, J., et al. A promising ex vivo liver protection strategy: machine perfusion and repair. Surgery and Nutrition. 8 (2), 142-143 (2019).
  50. Jennings, H., et al. The immunological effect of oxygen carriers on normothermic ex vivo liver perfusion. Frontiers in Immunology. 13, 833243 (2022).
  51. Kim, J. S., et al. Carbamazepine suppresses calpain-mediated autophagy impairment after ischemia/reperfusion in mouse livers. Toxicology and Applied Pharmacology. 273 (3), 600-610 (2013).
  52. Imber, C. J., et al. Advantages of normothermic perfusion over cold storage in liver preservation. Transplantation. 73 (5), 701-709 (2002).
  53. Tolboom, H., et al. Recovery of warm ischemic rat liver grafts by normothermic extracorporeal perfusion. Transplantation. 87 (2), 170-177 (2009).
  54. Rigo, F., Navarro-Tableros, V., De Stefano, N., Calleri, N., Romagnoli, A. Ex vivo normothermic hypoxic rat liver perfusion model: an experimental setting for organ recondition and pharmacological intervention. Methods in Molecular Biology. 2269, 139-150 (2021).
  55. van Dyk, J. C., Pieterse, G. M., van Vuren, J. H. Histological changes in the liver of Oreochromis mossambicus (Cichlidae) after exposure to cadmium and zinc. Ecotoxicology and Environmental Safety. 66 (3), 432-440 (2007).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

JoVE199ex vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены