JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تحدد هذه المخطوطة بروتوكول فيديو مفصل لزراعة الخلايا الظهارية للعدسة الأولية (LECs) ، بهدف تحسين قابلية التكاثر والمساعدة في البحث في إعتام عدسة العين وعتامة الكبسولة الخلفية (PCO). يقدم إرشادات خطوة بخطوة حول تشريح العدسة ، وعزل LECs ، والتحقق من صحتها ، وهو بمثابة دليل قيم ، خاصة للوافدين الجدد في هذا المجال.

Abstract

تلعب الخلايا الطلائية للعدسة (LECs) أدوارا مهمة متعددة في الحفاظ على الاتزان الداخلي للعدسة ووظيفتها الطبيعية. تحدد LECs نمو العدسة وتطورها وحجمها وشفافيتها. على العكس من ذلك ، يمكن أن تؤدي LECs المختلة وظيفيا إلى تكوين إعتام عدسة العين وعتامة الكبسولة الخلفية (PCO). وبالتالي ، فإن إنشاء نظام زراعة LEC أولي قوي أمر مهم للباحثين المشاركين في تطوير العدسات والكيمياء الحيوية وعلاجات إعتام عدسة العين والوقاية من PCO. ومع ذلك، فإن زراعة المجتمعات المحلية منخفضة الاستهلاك الأولية تمثل تحديات منذ فترة طويلة بسبب محدودية توافرها، وبطء معدل انتشارها، وطبيعتها الحساسة.

تعالج هذه الدراسة هذه العقبات من خلال تقديم بروتوكول شامل لثقافة LEC الأولية. ويشمل البروتوكول خطوات أساسية مثل صياغة وسط استزراع محسن، وعزل دقيق لكبسولات العدسات، وتقنيات التربسين، وإجراءات الاستزراع الفرعي، وبروتوكولات الحصاد، والمبادئ التوجيهية للتخزين والشحن. طوال عملية الاستزراع ، تمت مراقبة مورفولوجيا الخلية باستخدام الفحص المجهري لتباين الطور.

لتأكيد صحة LECs المستزرعة ، تم إجراء فحوصات التألق المناعي للكشف عن وجود وتوزيع بروتينات العدسة الحرجة ، وهي αA و γ-crystallins. يزود هذا البروتوكول المفصل الباحثين بمورد قيم لزراعة وتوصيف LECs الأولية ، مما يتيح التقدم في فهمنا لبيولوجيا العدسة وتطوير استراتيجيات علاجية للاضطرابات المرتبطة بالعدسات.

Introduction

تلعب عدسة العين دورا حاسما في الرؤية من خلال تركيز الضوء الوارد على شبكية العين. وهو يتألف من بنية شفافة غير وعائية تتكون من خلايا متخصصة ، من بينها الخلايا الظهارية للعدسة (LECs) هي اللاعبين الرئيسيين. تقع LECs على السطح الأمامي للعدسة وهي مسؤولة عن الحفاظ على شفافيتها وتنظيم توازن الماء والمشاركة في نمو العدسةوتطورها 1,2. LECs هي نوع فريد من الخلايا الموجودة في الجزء الأمامي من العدسة ، وتلعب دورا مهما في الحفاظ على وضوح العدسة ووظيفتها من خلال إنتاج ألياف العدسة باستمرار طوال الحياة.

يتميز إعتام عدسة العين بالتعتيم التدريجي للعدسة ، مما يؤدي إلى تشويه الضوء وتشتته ، مما يؤدي إلى ضعف الرؤية 3,4. الآليات الدقيقة الكامنة وراء تكوين إعتام عدسة العين معقدة ومتعددة العوامل ، وتشمل عمليات خلوية وجزيئية مختلفة مثل الأشعة فوق البنفسجية ، والضرر التأكسدي ، والجلوكوز 5,6. تم العثور على LECs لتساهم بشكل كبير في تطوير إعتام عدسة العين ، مما يجعلها محورا حيويا للبحث1،2،7،8،9.

علاوة على ذلك ، فإن إحدى القضايا الأكثر إلحاحا في طب العيون اليوم هي الارتفاع النسبي في معدل عتامة الكبسولة الخلفية (PCO) ، المعروف أيضا باسم إعتام عدسة العين الثانوي. يظل PCO أكثر المضاعفات شيوعا بعد جراحة إعتام عدسة العين ، حيث يؤثر على ما يصل إلى 20-40٪ من المرضى البالغين و 100٪ من الأطفال في غضون 5 سنوات بعد الجراحة10. يحدث PCO بشكل أساسي بسبب LECs المتبقية التي تبقى في كيس المحفظة بعد استخراج إعتام عدسة العين. تخضع هذه الخلايا لتحول فيزيولوجي مرضي متعدد الأوجه لا يشمل فقط الانتقال الظهاري إلى اللحمة المتوسطة (EMT) ولكن أيضا تمايز LECs إلى ألياف العدسة ، مما يؤدي إلى عدد الخلايا الذي يتكون من مزيج من LECs والألياف والخلايا الليفية العضلية11،12،13. تتكاثر الخلايا المحولة وتهاجر عبر كبسولة العدسة الخلفية ، مما يؤدي إلى ضعف البصر. يمكن أن يوفر فهم السلوك وآليات التحكم في LECs في نماذج الاستزراع رؤى قيمة حول الوقاية من PCO وإدارته. لذلك ، يقدم هذا البروتوكول لزراعة LECs أداة حيوية لباحثي طب العيون الذين يهدفون إلى دراسة وفهم ومكافحة هذه المضاعفات السائدة بعد العملية الجراحية في نهاية المطاف.

لكشف تعقيدات بيولوجيا LEC ودورها في تكوين إعتام عدسة العين و PCO ، من الضروري إنشاء أنظمة زراعة خلايا أولية قوية وقابلة للتكرار في المختبر . توفر ثقافة LEC الأولية للباحثين بيئة خاضعة للرقابة لدراسة الوظائف والإشارات والخصائص الجزيئية ل LECs. علاوة على ذلك ، فإنه يسمح بالتحقيق في العمليات الخلوية وتأثيرات الظروف التجريبية المختلفة ، مما يوفر رؤى قيمة في فسيولوجيا العدسة وعلم الأمراض.

لقد أثرت الأبحاث السابقة فهمنا لتقنيات زراعة LEC14،15،16،17،18،19،20. على الرغم من أن هذه الدراسات قد استخدمت منهجيات مختلفة وأسفرت عن نتائج مهمة حول سلوك وخصائص LEC ، إلا أن بروتوكول تسجيل الفيديو الشامل والمتاح لزراعة LECs غائب في الأدبيات الحالية. يمكن أن يعيق هذا القيد قدرة الباحثين المبتدئين على إعادة إنتاج التقنيات بدقة ويمكن أن يؤدي إلى تناقضات واختلافات في النتائج التجريبية. من خلال توفير بروتوكول تسجيل الفيديو ، تهدف هذه الورقة البحثية إلى سد هذه الفجوة وتوفير مورد موحد يمكن أن يعزز قابلية التكاثر ويسهل نقل المعرفة في مجال ثقافة LEC.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تم إجراء جميع التجارب على وفقا لإرشادات جمعية أبحاث الرؤية وطب العيون لاستخدام في أبحاث العيون والرؤية. تم منح الموافقة الإجرائية من قبل لجنة رعاية واستخدام بمركز العلوم الصحية بجامعة شمال تكساس (رقم البروتوكول: IACUC-2022-0008). تم استخدام الفئران الصغيرة C57BL / 6J ، عادة أقل من 2 أسابيع من العمر ، في هذه الدراسات.

1. إعداد وسط الثقافة وتشريح العدسة

  1. تحضير وسط الاستزراع بإضافة 50 مل من مصل بقري الجنين (FBS) و 0.1 مل من 50 مجم / مل جنتاميسين إلى 450 مل من DMEM.
  2. القتل الرحيم إنسانيا C57BL / 6J الفئران الأصغر من 2 أسابيع.
    ملاحظة: قمنا بالقتل الرحيم باستخدام طريقة استنشاق CO2 . يجب أن يحل معدل التدفق الأمثل لأنظمة القتل الرحيم CO2 محل 30٪ إلى 70٪ من حجم الغرفة أو القفص / دقيقة.
  3. قم بإزالة الجفون برفق باستخدام المقص الجراحي واضغط برفق باستخدام ملاقط منحنية على جوانب متقابلة من محجر العين ، مما يتسبب في بروز العين للخارج. قم بعمل شق دقيق على القرنية باستخدام سكين إعتام عدسة العين واستخرج العدسة بعناية باستخدام ملاقط منحنية ، مما يضمن عدم حدوث أي ضرر للعدسة أو كبسولة.
    ملاحظة: توخ الحذر أثناء تنفيذ هذه الخطوات للحفاظ على سلامة كبسولة العدسة. نظرا للطبيعة الحساسة للعدسة ، من المهم استخدام أدوات التشريح ذات النصائح المنحنية وغير الحادة لتقليل مخاطر تلف العدسة.
  4. استخدم ملاقط منحنية ذات أطراف حادة لنقل العدسات إلى طبق زراعة مناديل بلاستيكية مقاس 60 مم مملوء ب 5 مل من محلول المحلول الملحي المخزن بالفوسفات (DPBS) من Dulbecco المسخن مسبقا والمعقم الذي يحتوي على 10 ميكروغرام / مل جنتاميسين.
  5. اشطف العدسات برفق بمحلول DPBS يحتوي على 10 ميكروغرام / مل جنتاميسين لإزالة أي حطام أو ملوثات محتملة ، وإعداد العدسات لمزيد من المعالجة ، والحفاظ على بيئة مزرعة معقمة.
  6. للحصول على عدد كاف من LECs ، قم بتجميع أربع عدسات للوحة استزراع 24 بئرا وست عدسات للوحة استزراع 6 آبار.

2. عزل LECs

  1. بعد الانتهاء من عملية الشطف ، ضع العدسة على قطعة من ورق الترشيح ، واتركها تجف.
  2. بمجرد أن تجف العدسة بشكل كاف ، انقلها بعناية إلى غطاء طبق بتري استعدادا لإزالة كبسولة العدسة.
  3. قم بتدوير العدسة لأعلى ، مع التأكد من أن الجزء الأمامي متجها لأعلى. أثناء استخدام الملقط لتثبيت الكبسولة الأمامية ، استخدم ملقط المحفظة في اليد المهيمنة لإحداث تمزق صغير في الكبسولة. اسحب الأداتين برفق في اتجاهين متعاكسين لإزالة الكبسولة ووضعها في DPBS حتى تكتمل جميع عمليات تشريح العدسة.
    ملاحظة: لتجنب أي تناقضات ، يجب على الباحثين تشريح كل كبسولة ظهارية للعدسة على الفور وتخزينها مؤقتا في DPBS. فقط بعد الانتهاء من جميع عمليات التشريح يتم نقل الكبسولات بشكل جماعي إلى التربسين عند 37 درجة مئوية ، مما يضمن التعرض المتزامن والموحد.
  4. انقل كبسولة العدسة بعناية إلى لوحة ذات 6 آبار. أضف 1 مل من محلول التربسين 0.05٪ إلى كل بئر لبدء عملية الهضم الأنزيمي.
  5. حرك محلول التربسين برفق لضمان تغلغل متساو. ضع الطبق في حاضنة زراعة الخلايا واترك الكبسولة تهضم لمدة 8-10 دقائق عند 37 درجة مئوية.
    ملاحظة: تسهل هذه الخطوة تكسير أنسجة كبسولة العدسة والإفراج اللاحق للخلايا الظهارية الفردية.
  6. بعد الحضانة ، قم بفرم كبسولة العدسة المهضومة بعناية باستخدام مقص تشريح لتكسير أي كتل أنسجة متبقية وتعزيز فصل الخلايا.
    ملاحظة: يتم التأكيد على الدقة في فرم الأنسجة لضمان إطلاق الخلايا بكفاءة من كبسولات العدسة المهضومة.
  7. أضف 0.5 مل من وسط الاستزراع الذي يحتوي على 10٪ FBS لإخماد التربسين. نقل عينات الأنسجة إلى أنبوب الطرد المركزي وأجهزة الطرد المركزي في 1000 × غرام لمدة 5 دقائق.
  8. قم بإزالة المادة الطافية بعناية دون إزعاج حبيبات الخلية. استخدم 1 مل من وسط الاستزراع لإعادة تعليق الخلايا وزرع الخلايا في طبق 24 بئرا.
  9. قم بتغيير وسط الثقافة كل 2-3 أيام.

3. الثقافة الفرعية LECs

  1. بمجرد أن تحقق الخلايا التقاء ، قم بإزالة الوسط من طبق الاستزراع. المضي قدما في غسل الخلايا 2x مع 1 مل من DPBS.
  2. أضف 200 ميكرولتر من محلول التربسين-EDTA وضع الخلايا في الحاضنة لمدة 5 دقائق.
  3. بعد الحضانة ، قم بإزالة الخلايا من الحاضنة وفحصها تحت المجهر للتأكد من أنها انفصلت عن طبق الثقافة وبدأت في الطفو.
  4. أضف 1 مل من وسط الاستزراع وماصة الخلايا برفق 3-5x لفصل جميع الخلايا.
  5. نقل الخلايا إلى أنابيب الطرد المركزي وأجهزة الطرد المركزي على حرارة 1000 × غرام لمدة 5 دقائق.
  6. قم بإزالة المادة الطافية بعناية وأعد تعليق الخلايا في وسط النمو الكامل.
  7. إذا لزم الأمر ، احسب رقم الخلية باستخدام مقياس الدم.
  8. قسم تعليق الخلية بنسبة 1: 2 أو 1: 3 لأغراض الاستزراع الفرعي.
  9. عندما تصبح الثقافة متقاربة مرة أخرى ، كرر الإجراءات المذكورة أعلاه.
    ملاحظة: تزدهر LECs في ظروف الاستزراع عالية الكثافة. تجنب تمييع الخلايا بشكل مفرط ، لأن هذا قد يعيق نموها.

4. التخزين والشحن

ملاحظة: رقم الخلية المثالي للتخزين هو ~ 1 × 106.

  1. اغسل الخلايا جيدا 3x مع 1 مل من DPBS. بعد الغسيل ، أضف 1 مل من محلول التربسين-EDTA وضع الخلايا في الحاضنة لمدة 5 دقائق.
  2. أضف 2 مل من وسط الاستزراع الكامل وانقل تعليق الخلية إلى أنبوب الطرد المركزي وأجهزة الطرد المركزي عند 1000 × جم لمدة 5 دقائق.
  3. تخلص من المادة الطافية وأعد تعليق الخلايا في وسط تجميد يتكون من 90٪ FBS و 10٪ DMSO ، بهدف كثافة خلية تبلغ 1 × 106 خلايا / مل. نقل تعليق الخلية إلى cryovial.
  4. انقل الخلايا على الفور إلى بيئة -20 درجة مئوية لمدة 1 ساعة ، تليها -80 درجة مئوية طوال الليل ، قبل التخزين الدائم في النيتروجين السائل.
    ملاحظة: في حالة عدم توفر النيتروجين السائل ، يمكن تخزين الخلايا عند -80 درجة مئوية بعد ساعة أولية عند -20 درجة مئوية.
  5. إذا كانت الشحنة مطلوبة ، فقم بشحن الخلايا الموجودة في cryovial في عبوة بها ثلج جاف للتسليم بين عشية وضحاها.
  6. عند استلام الخلايا ، تأكد من الشفاء السريع ووضع الخلايا في الثقافة الفرعية. إذا لم تكن الثقافة الفورية ممكنة ، فقم بنقل الخلايا إلى النيتروجين السائل للتخزين لفترة طويلة.
    ملاحظة: إذا كان سيتم شحن الخلايا ، فتأكد من دفن العينات بعمق في الثلج الجاف لمنع التلف المحتمل من تقلبات درجات الحرارة.

5. التحقق من صحة LECs

  1. ضع LECs في أطباق استزراع مقاس 35 مم مع أكواب غطاء واستزراعها لمدة 48 ساعة تقريبا.
  2. اغسل الخلايا 2x باستخدام برنامج تلفزيوني وقم بتثبيت الخلايا بالميثانول البارد لمدة 10 دقائق عند -20 درجة مئوية.
  3. اغسل الخلايا الثابتة لمدة 3 × 5 دقائق باستخدام برنامج تلفزيوني واحتضان الخلايا الثابتة بمخزن مؤقت مانع لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة لمنع الارتباط غير المحدد.
  4. بعد الانسداد ، احتضان الخلايا طوال الليل عند 4 درجات مئوية مع الأجسام المضادة الأولية (αA-crystallin و γ-crystallin و PROX1) المخففة بشكل فردي بنسبة 1:50 في المخزن المؤقت المخفف.
  5. اغسل الخلايا لمدة 3 × 5 دقائق باستخدام برنامج تلفزيوني واحتضان الخلايا بالجسم المضاد الثانوي المخفف 1: 100 في محلول مخفف لمدة ساعة واحدة.
  6. اغسل الخلايا لمدة 3 × 5 دقائق باستخدام برنامج تلفزيوني وقم بتلطيخ الخلايا ب 5 ميكروغرام / مل Hoechst 33342 في برنامج تلفزيوني لمدة 10 دقائق في درجة حرارة الغرفة لتصور النوى.
  7. اغسل الخلايا لمدة 2 × 5 دقائق باستخدام PBS لإزالة محلول التلوين الزائد والتقاط صور الفلورسنت للخلايا باستخدام مجهر مضان باستخدام قناة DAPI للنوى وقناة FITC ل αA- و γ-crystallins و PROX1.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

كما هو موضح في الشكل 2 ، باتباع هذا البروتوكول ، التصقت LECs الأولية من الفئران C57BL / 6J بالأطباق خلال فترة 4 ساعات. والجدير بالذكر أنه كانت هناك بقايا مرئية لأنسجة أخرى مثل أقسام الكبسولة الخلفية وخلايا ألياف العدسة. ومع ذلك ، فإن هذه العناصر غير المقصودة لم تعلق على الطبق ، وبا?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

يوفر البروتوكول المقدم في هذه الورقة دليلا شاملا خطوة بخطوة للعزلة الناجحة والثقافة والثقافة الفرعية للمجتمعات المحلية الأولية ، مع استكمال وثائق الفيديو المصاحبة. يعزز الدليل المرئي المفصل إلى جانب التعليمات المكتوبة وضوح البروتوكول وإمكانية الوصول إليه ، مما يعزز استخدامه وإمكانية ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

يعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم تضارب في المصالح.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل NEI R21EY033941 (إلى Hongli Wu) ؛ وزارة الدفاع W81XWH2010896 (إلى هونغلي وو) ؛ R15GM123463-02 (من كايلا جرين وهونجلي وو)

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.05% Trypsin-EDTAThermo Fisher#25300054For LECs dissociation
Alexa Fluor 488 Secondary Antibody Jackson ImmunoResearch#715-545-150For cell validation
Alexa Fluor 647 AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch111-605-003For cell validation
Antibody dilution bufferLicor#927-60001For cell validation
Beaver safety knifeBeaver-Visitec International#3782235For lens dissection
Blocking bufferLicor#927-60001For cell validation
Capsulorhexis forcepsTitan Medical InstrumentsTMF-124For lens capsule isolation
DMEMSigma AldrichD6429For LECs culture medium
DMSOSigma Aldrich#D2650For making freezing medium 
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Thermo Fisher#J67802For lens dissection
Dumont tweezersRoboz Surgical InstrumentRS-4976For lens capsule isolation
EpiCGS-a (optional)ScienCell4182For LECs culture medium
FBSSigma AldrichF2442For LECs culture medium
Gentamicin (50 mg/mL)Sigma-AldrichG1397For LECs culture medium
Hoechst 33342 solutionThermo Fisher#62249For cell validation
Micro-dissecting scissorsRoboz Surgical Instrument RS-5983For lens dissection
Micro-dissecting tweezersRoboz Surgical Instrument RS5137 For lens dissection
PROX1 antibodyThermo Fisher11067-2-APFor cell validation
Vannas micro-dissecting spring scissorsRoboz Surgical InstrumentRS-5608For lens capsule isolation
αA-crystallin antibodySanta Cruzsc-28306For cell validation 
γ-crystallin antibodySanta Cruzsc-365256For cell validation

References

  1. Bermbach, G., Mayer, U., Naumann, G. O. Human lens epithelial cells in tissue culture. Experimental Eye Research. 52 (2), 113-119 (1991).
  2. Reddy, V. N., Lin, L. R., Arita, T., Zigler, J. S. Jr, Huang, Q. L. Crystallins and their synthesis in human lens epithelial cells in tissue culture. Experimental Eye Research. 47 (3), 465-478 (1988).
  3. Lee, C. M., Afshari, N. A. The global state of cataract blindness. Current Opinion in Ophthalmology. 28 (1), 98-103 (2017).
  4. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  5. Beebe, D. C., Holekamp, N. M., Shui, Y. B. Oxidative damage and the prevention of age-related cataracts. Ophthalmic Research. 44 (3), 155-165 (2010).
  6. Lou, M. F. Redox regulation in the lens. Progress in Retinal and Eye Research. 22 (5), 657-682 (2003).
  7. Charakidas, A., et al. Lens epithelial apoptosis and cell proliferation in human age-related cortical cataract. European Journal of Ophthalmology. 15 (2), 213-220 (2005).
  8. Lou, M. F. Glutathione and glutaredoxin in redox regulation and cell signaling of the lens. Antioxidants (Basel). 11 (10), 1973(2022).
  9. Wilhelm, J., Smistik, Z., Mahelkova, G., Vytasek, R. Redox regulation of proliferation of lens epithelial cells in culture. Cell Biochemistry & Function. 25 (3), 317-321 (2007).
  10. Zhang, Y., et al. Research progress concerning a novel intraocular lens for the prevention of posterior capsular opacification. Pharmaceutics. 14 (7), 1343(2022).
  11. Konopinska, J., Mlynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. Journal of Clinical Medicine. 10 (13), 2847(2021).
  12. Pandey, S. K., Apple, D. J., Werner, L., Maloof, A. J., Milverton, E. J. Posterior capsule opacification: A review of the aetiopathogenesis, experimental and clinical studies and factors for prevention. Indian Journal of Ophthalmology. 52 (2), 99-112 (2004).
  13. Wei, Z., et al. Aged lens epithelial cells suppress proliferation and epithelial-mesenchymal transition-relevance for posterior capsule opacification. Cells. 11 (13), 2001(2022).
  14. Creighton, M. O., Mousa, G. Y., Miller, G. G., Blair, D. G., Trevithick, J. R. Differentiation of rat lens epithelial cells in tissue culture--iv. Some characteristics of the process, including possible in vitro models for pathogenic processes in cataractogenesis. Vision Research. 21 (1), 25-35 (1981).
  15. Creighton, M. O., Mousa, G. Y., Trevithick, J. R. Differentiation of rat lens epithelial cells in tissue culture. (i) effects of cell density, medium and embryonic age of initial culture. Differentiation. 6 (3), 155-167 (1976).
  16. Ibaraki, N., Ohara, K., Shimizu, H. Explant culture of human lens epithelial cells from senile cataract patients. Japanese Journal of Ophthalmology. 37 (3), 310-317 (1993).
  17. Sundelin, K., Petersen, A., Soltanpour, Y., Zetterberg, M. In vitro growth of lens epithelial cells from cataract patients - association with possible risk factors for posterior capsule opacification. The Open Ophthalmology Journal. 8, 19-23 (2014).
  18. Parreno, J., et al. Methodologies to unlock the molecular expression and cellular structure of ocular lens epithelial cells. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 983178(2022).
  19. Andjelic, S., et al. Morphological and proliferative studies on ex vivo cultured human anterior lens epithelial cells - relevance to capsular opacification. Acta Ophthalmologica. 93 (6), e499-e506 (2015).
  20. Andjelic, S., et al. A simple method for establishing adherent ex vivo explant cultures from human eye pathologies for use in subsequent calcium imaging and inflammatory studies. Journal of Immunology Research. 2014, 232659(2014).
  21. Andley, U. P., Rhim, J. S., Chylack, L. T. Jr, Fleming, T. P. Propagation and immortalization of human lens epithelial cells in culture. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 35 (7), 3094-3102 (1994).
  22. Zhou, M., Leiberman, J., Xu, J., Lavker, R. M. A hierarchy of proliferative cells exists in mouse lens epithelium: Implications for lens maintenance. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (7), 2997-3003 (2006).
  23. Wolffe, A. P., Glover, J. F., Tata, J. R. Culture shock. Synthesis of heat-shock-like proteins in fresh primary cell cultures. Experimental Cell Research. 154 (2), 581-590 (1984).
  24. Haykin, V., et al. Bioimage analysis of cell physiology of primary lens epithelial cells from diabetic and non-diabetic cataract patients. Biotechnology & Biotechnological Equipment. 35 (1), 170-178 (2021).
  25. Menko, A. S., Klukas, K. A., Johnson, R. G. Chicken embryo lens cultures mimic differentiation in the lens. Developmental Biology. 103 (1), 129-141 (1984).
  26. Zelenka, P. S., Gao, C. Y., Saravanamuthu, S. S. Preparation and culture of rat lens epithelial explants for studying terminal differentiation. Journal of Visualized Experiments. (31), 1591(2009).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 208

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved