Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تقدم هذه الدراسة إجراء تشريح حادا فريدا للحفاظ على سلامة هلام وارتون (WJ) ، مما يؤدي إلى تلف أقل ل WJ وكمية أكبر وقابلية بقاء الخلايا الجذعية الوسيطة المحصودة (MSCs). توضح الطريقة إنتاجية فائقة وقدرة تكاثرية مقارنة بطرق التشريح الحاد التقليدية.

Abstract

الخلايا الجذعية الوسيطة (MSCs) هي مجموعة من الخلايا متعددة القدرات ذات الخصائص التجديدية والمناعية الرائعة. اكتسب هلام وارتون (WJ) من الحبل السري (UC) اهتماما متزايدا بالمجال الطبي الحيوي كمصدر بارز ل MSCs. ومع ذلك ، نشأت تحديات مثل العرض المحدود ونقص التوحيد القياسي في الأساليب الحالية. تقدم هذه المقالة طريقة جديدة لتعزيز عائد MSC عن طريق تشريح WJ السليم من الحبل السري. تستخدم الطريقة تشريحا حادا لإزالة الطبقة الظهارية ، مما يحافظ على سلامة WJ بالكامل ويؤدي إلى زيادة كمية وصلاحية MSCs المحصودة. يقلل هذا النهج بشكل كبير من نفايات WJ مقارنة بطرق التشريح الحادة التقليدية. لضمان نقاء WJ-MSCs وتقليل التأثير الخلوي الخارجي ، تم إجراء إجراء يستخدم التوتر الداخلي لتقشير البطانة بعد قلب UC. بالإضافة إلى ذلك ، تم قلب طبق بتري لفترة قصيرة أثناء زراعة النباتات لتحسين التعلق ونمو الخلايا. أظهر التحليل المقارن تفوق الطريقة المقترحة ، حيث أظهر عائدا أعلى من WJ و WJ-MSCs مع قابلية جدوى أفضل من الطرق التقليدية. يؤكد التشكل المماثل ونمط التعبير لعلامات سطح الخلية في كلتا الطريقتين توصيفها ونقاوتها لمختلف التطبيقات. توفر هذه الطريقة نهجا عالي الغلة وعالي الجدوى لعزل WJ-MSC ، مما يدل على إمكانات كبيرة للتطبيق السريري ل MSCs.

Introduction

منذ العزلة الأولى للخلايا الجذعية الوسيطة (MSCs) من هلام وارتون (WJ) في عام 1991 ، اكتسبت هذه الخلايا الجذعية متعددة القدرات اهتماما كبيرا من الباحثين بسبب خصائصها التجديدية وقدرتها على التمايز متعدد السلالات1. يمكن عزل MSCs من مصادر مختلفة ، بما في ذلك نخاع العظام والدم المحيطي ولب الأسنان والأنسجة الدهنية والجنين (الإجهاض البشري) والأنسجة المرتبطة بالولادة2. برز الحبل السري (UC) كخزان واعد بسبب طبيعته غير الغازية ، وإنتاجية الخلايا الوفيرة وقدرة التمايز ، مما يدل على معدل عال من الانتشار ، وإمكانية التمايز ، وخصائص التعديل المناعي3. تظهر MSCs الجنينية خصائص جذعية ومناعية قوية ، مما يجعلها المحور الأساسي للتجارب السريرية والبحوث الأساسية التي أجريت على مدار العقدين الماضيين2،4،5. تتمتع MSCs المشتقة من UC بإمكانات علاجية فائقة مقارنة بالمصادر الأخرى ل MSC ، مثل نخاع العظام أو الأنسجة الدهنية 6,7.

يتكون UC من ظهارة السلى ، وثلاث أوعية (شريانان ووريد واحد) ، والمادة الجيلاتينية المعروفة باسم WJ3. ومن المثير للاهتمام ، أن UC تشكل الأوعية الدموية البسيطة ، التي تتكون فقط من البطانة والظهارة المتوسطة ، ولكن ليس الغلالة adventitia. لا يحتوي WJ على الليمفاوية أو الأعصاب8. تقدم UC بنية فريدة مثالية للفصل القطاعي. تقع UC-MSCs بشكل أساسي في WJ. يمكن عزل MSCs من مقصورات مختلفة من WJ ، بما في ذلك السلى ، subamnion (السلى و subamnion المعينان أيضا كمنطقة بطانة الحبل) ، والمنطقة المحيطة بالأوعية الدموية في WJ8. كل منطقة من WJ لها هيكلها الخاص ، وخصائصها المناعية الكيميائية ، ووظيفتها 3,6.

ينظر إلى MSCs المعزولة من WJ في جامعة كاليفورنيا على نطاق واسع على أنها ذات فائدة سريرية فائقة مقارنة بتلك الموجودة في المناطق الأخرى3. تمت دراسة WJ-MSCs على نطاق واسع في الإعدادات قبل السريرية والسريرية لعلاج الأمراض المختلفة بسبب إمكانات التمايز متعددة الخطوط ، والخصائص المناعية ، وتأثيرات الباراكرين ، والتأثيرات المضادة للالتهابات ، والخصائص المناعيةالمتميزة 2,3. لقد ثبت أن WJ-MSCs واعدة في علاج مجموعة من الأمراض ، بما في ذلك مرض الكسب غير المشروع مقابل المضيف (GvHD) ، ورفض الكسب غير المشروع ، ومرض كرون ، وأمراض المناعة الذاتية ، وأمراض القلب والأوعية الدموية9،10،11،12،13،14. مع استمرار زيادة الطلب السريري على WJ-MSCs ، فإن نقص المعروض من الحبال السرية يشكل حاليا عائقا أمام تطبيقاتها على نطاق واسع.

يعتمد عائد WJ-MSCs على الطريقة المستخدمة لاستخراج الخلايا15. بينما يمكن عزل WJ-MSCs من خلال زراعة الزرع أو هضم الإنزيم ، فإن الطريقة الأخيرة لها وقت انتشار أطول قد يزيد من خطر تلف الخلايا ويقلل من صلاحية الخلية16. ومع ذلك ، فقد أظهرت العديد من الدراسات أن طريقة زراعة النباتات تزيد من غلة الخلايا وقابليتها للحياة ، وأن عوامل الباراكرين المنبعثة من أنسجة الزرع تساعد أيضا في تعزيز تكاثر الخلايا17,18.

طبقت هذه الدراسة نهج تشريح فريد للحصول على WJ بالكامل ، مما أسفر عن MSCs مع قدرة تكاثرية معززة ، وجدوى ، وكمية ، مع تقليل الضرر الذي يلحق ب WJ. تقدم هذه الطريقة المبتكرة استراتيجية مبسطة لعزل WJ-MSCs ، وتلبية الاحتياجات الحرجة في تطبيقات MSC.

Protocol

تم الحصول على عينات من المتبرعين الأصحاء بالموافقة من مستشفى شينزين لونغ قانغ للرعاية الصحية للأمومة والطفل ، قوانغدونغ ، الصين. تمت الموافقة على استخدام العينات البشرية للدراسة من قبل لجنة الأخلاقيات في مستشفى شنتشن وجامعة بكين للطب الصيني (SZLDH2020LSYM-095) ولجنة الأخلاقيات الطبية في مستشفى شنتشن لونغ قانغ للرعاية الصحية للأمومة والطفل (LGFYYXLLS-2020-005). أجريت جميع التجارب وفقا للمبادئ التوجيهية المعتمدة. يتم سرد تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في جدول المواد.

1. جمع الحبل السري البشري

  1. الحصول على عينات من الحبل السري البشري من المستشفى التعاوني تحت ظروف معقمة.
    ملاحظة: اختر متبرعا يقل عمره عن 35 عاما ، ويفضل أن يكون بريميبارا ، وليس لديه تاريخ من التهاب الكبد أو الأمراض المنقولة جنسيا أو الاضطرابات الوراثية. يجب أن تكون نتائج فحص القبول لفيروس التهاب الكبد B وفيروس التهاب الكبد C والفيروس المضخم للخلايا سلبية. اختر العملية القيصرية كطريقة للتسليم.
  2. حدد قطعة مستقيمة وسليمة من UC يبلغ طولها حوالي 10-15 سم.
  3. أغلق كلا الطرفين بملقط مرقئ وربط بعقدة جراحية في الطرف الداخلي بين الملقط مباشرة بعد ولادة مولود كامل المدة بعملية قيصرية. (تم جمع UC كما هو موضح في الشكل 1 ، الخطوة 1).
    ملاحظة: يضمن تشغيل العملية القيصرية أن المجموعة معقمة. استخدم عقدة جراحية بحجم 0 أو 2-0 خياطة لتحسين قوة الشد.
  4. قطع الحبل السري المربوط بين الملقط والعقد باستخدام مقص جراحي (الشكل 1 ، الخطوة 1).
  5. اشطفه بمحلول ملحي لإزالة أي جلطات دموية ملوثة على السطح وانقله على الفور إلى أنبوب بلاستيكي معقم سعة 50 مل يحتوي على 20 مل من محلول ملحي معقم مخزن بالفوسفات (PBS).
    ملاحظة: لم يتم استخدام أي مضاد حيوي أثناء النقل.
  6. أغلق الأنبوب. ضعه على الثلج في صندوق بوليسترين واحفظه على حرارة 4 درجات مئوية قبل نقله إلى المختبر.
    ملاحظة: قم بتشريح الحبل في غضون 4 ساعات من التجميع.

2. عزل هلام وارتون عن الحبل السري

  1. قم بمعالجة الحبل السري باتباع الخطوات التالية:
    1. قم بإعداد صينية معقمة بأدوات جراحية ، وأطباق 90 مم معبأة بشكل معقم ، وماصات 1000 ميكرولتر ، و PBS معقم ، ومحلول إيثانول 75٪ ، ووسط ثقافة MSC بشري خال من الأجانب.
      ملاحظة: يسمح الملقط المسنن ومشابك البعوض بالتعامل مع الحبل الزلق بكفاءة.
    2. قم بتطهير السطح من العناصر المطلوبة ومنطقة العمل قبل وضع العناصر داخل خزانة السلامة البيولوجية.
      ملاحظة: اترك هواء منطقة العمل يطهر لبضع دقائق قبل بدء العمل.
    3. تطهير سطح الأنبوب وإزالة العينة في طبق بتري في خزانة السلامة الحيوية. اغمر العينة بالعقد في 75٪ إيثانول لمدة 30 ثانية ثم اشطفها عدة مرات باستخدام برنامج تلفزيوني معقم في طبق بتري جديد.
      ملاحظة: يجب ربط الحبل قبل الغمر في 75٪ من الإيثانول ، ويجب أن يقتصر وقت الغمر على 30 ثانية إلى 1 دقيقة لتطهير الحبل بالكامل دون تلف.
    4. قطع العقد وقطع الحبل بين عقدتين بشكل عرضي إلى قطع قصيرة طولها حوالي 2 سم بالمقص الجراحي والملقط.
      ملاحظة: يجب التخلص من نهايات الحبل مع عقدة. لا ينبغي أن يكون طول UC طويلا جدا أو قصيرا جدا ؛ كلا الشرطين قد يزيد من صعوبة العملية.
    5. قم بلف الوريد (وعاء أكبر) باستخدام PBS باستخدام ماصات 1000 ميكرولتر حتى يصبح السائل الخارج من الطرف الآخر من الحبل شفافا تماما19.
  2. تشريح الحبل السري.
    1. نقل واحدة من القطع المقطوعة بالفعل إلى طبق بتري جديد.
      ملاحظة: يجب كشف شريانين ووريد واحد بشكل مرئي على المقطع العرضي8 (الشكل 2 ب).
    2. أضف الكمية المناسبة من برنامج تلفزيوني للحفاظ على الحبل رطبا طوال العملية.
    3. أمسك الحبل بالملقط واسحب الشرايين على طول محوره الرئيسي بمساعدة مشابك البعوض.
      ملاحظة: حاول السحب من الطرف الآخر من الحبل إذا تمزق الشريان ، لأن جدار الشريان يتمتع بمرونة كبيرة.
    4. ثبت الحبل أفقيا بحيث يكون الجانب السميك متجها لأعلى عن طريق إدخال شفرة واحدة من الملقط في الوريد السري ثم تثبيته بإحكام ، مع التأكد من تثبيت الملقط على الجانب السميك.
    5. قم بعمل شق خطي على طبقة الظهارة الأمنيوسية من طرف إلى آخر على طول حافة الشفرة الأخرى للملقط باستخدام مشرط (الشكل 3).
      ملاحظة: حافظ على سلامة هلام وارتون عن طريق قطع أقل قدر ممكن من WJ.
    6. ابدأ في زاوية واحدة من فجوة القطع. ارفع زاوية الظهارة الأمنيوسية بمشابك مسننة واستمر في القطع أفقيا قليلا باستخدام مقص القرنية على طول السطح الداخلي للظهارة.
      1. افصل ظهارة وارتون الهلامية والأمنيوسية بالمشابك وقم بتوسيعها تدريجيا إلى الدائرة الكاملة لأحد طرفي جامعة كاليفورنيا. انزع الطبقة الظهارية بالطول (الشكل 3).
        ملاحظة: هلام وارتون هو نسيج ضام مخاطي محاط بظهارة السلىالكثيفة 8. يجب أن تكون العملية برمتها سلسة ، ولكن يمكن استخدام مشابك البعوض للتشريح الحاد إذا واجه المرء صعوبات أثناء التقشير.
    7. أدخل كلتا نصلتي الملقط داخل الوريد ، وقم بتثبيت جزء من WJ ، ثم اقلبه من الداخل للخارج لكشف ظهارة الوريد السري (الشكل 3).
    8. انزع ظهارة الوريد بسهولة ، لأن التوتر الداخلي يخلق فصلا بين ظهارة الوريد و WJ حول الأوعية الدموية (الشكل 3).
  3. تشريح UC باستخدام الطريقة التقليدية للمقارنة20.
    1. اختر عينة أخرى مقطوعة بالفعل بنفس وزن الحبل السابق تقريبا وانقلها إلى طبق بتري جديد.
    2. قطع على طول الوريد السري طوليا مع مقص ونشر UC لفضح الأوعية و WJ.
    3. قم بإزالة الوريد السري واثنين من الشرايين ، وقم بإزالة WJ من الطبقة البطانية بالمقص والمشرط.

3. عزلة وثقافة UC-MSCs

  1. ضع WJ الذي تم جمعه في طبق بتري 90 مم المسمى مسبقا وقطعه إلى قطع 1-3 مم بالمقص والملقط.
  2. اقلب الطبق مع الغطاء في الأسفل وضعه في حاضنة CO2 بنسبة 5٪ على حرارة 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة لتقوية الارتباط بين القطع والسطح البلاستيكي.
  3. اقلب الطبق ، وأضف برفق كمية مناسبة من وسيط ثقافة MSC البشري لمزيد من الثقافة.
    ملاحظة: استخدم أقل سرعة للتأكد من أن القطع لا تزال متصلة.
  4. قم بتغيير وسيط ثقافة MSC البشري كل 3 أيام. تبادل ثلثي الوسط ومراقبة ظهور نمو الخلايا الليفية كل 2 أيام في أول 7 أيام ، وتغيير الوسط الكامل ، ومراقبته على أساس يومي بعد ذلك.
    ملاحظة: تجنب تحريك طبق بتري لأول 7 أيام. لوحظ النمو المميز للخلايا الشبيهة بالخلايا الليفية في حوالي 4 أيام.
  5. الثقافة الفرعية حتى يصل التقاء إلى 80٪.
    ملاحظة: تستغرق هذه الخطوة من 7 إلى 10 أيام.
    1. قم بتسخين PBS مسبقا ، و 0.25٪ من التربسين ، وثقافة MSC البشرية الخالية من الأجانب إلى 37 درجة مئوية في حمام مائي.
    2. شطف مع برنامج تلفزيوني بعد استنشاق طاف مع ماصات ، وفصل الخلايا مع تسخين مسبق 0.25 ٪ التربسين حتى يمكن إزاحة الخلايا عن طريق النقر على طبق بتري.
    3. قم بتعطيل التربسين عن طريق خلط وسط استزراع MSC المسخن مسبقا بنسبة 4: 1 ، وجمع تعليق الخلية ، وأجهزة الطرد المركزي عند 300 × جم لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية.
      ملاحظة: تعتبر هذه الخلايا مرورا 0 (P0).
    4. تخلص من المادة الطافية باستخدام ماصة ، وأعد تعليق الخلايا في وسط زراعة MSC البشري ، وقم بالتلقيح في أطباق بتري جديدة بكثافة بذر تبلغ 1 × 104 خلايا / سم2 للتكاثر.
  6. باستخدام مقياس الدم ، احسب إجمالي عدد الخلايا في الطريقتين بعد التضخيم في الممر الأول والثاني والثالث. تحديد مورفولوجيا الخلية تحت المجهر في الممرات الأولى والثالثة والخامسة.
    ملاحظة: يجب أن يكون مورفولوجيا هذه الخلايا مشابهة لخلايا P0.
  7. استخدم الخلايا في الممر الخامس لقياس التدفق الخلوي والتجارب الأخرى.

4. التعبير عن علامات سطح الخلية عن طريق قياس التدفق الخلوي

  1. افصل خلايا المرور 5 (P5) بنسبة 0.25٪ من التربسين ، واغسل الخلايا بمحلول تلطيخ الخلايا ، وأجهزة الطرد المركزي عند 300 × جم لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية. أعد تعليق الكريات بمحلول تلطيخ الخلايا إلى 100 ميكرولتر لكل منها.
  2. قم بتسمية كل أنبوب وإضافة الكميات المناسبة من الأجسام المضادة ، والتي تم اقترانها مع Allophycocyanin (APC) أو فلوريسئين أيزوثيوسيانات (FITC) أو phycoerythrin (PE): CD44-APC ، CD73-APC ، CD90-FIFC ، CD105-FIFC ، CD11B-PE ، CD19-PE ، CD43-PE ، HLA-DR-PE باتباع تعليمات الشركة المصنعة21. احتضان لمدة 15-20 دقيقة في الظلام في درجة حرارة الغرفة.
  3. قم بطرد الخلايا الملطخة عند 300 × جم لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية ، ونضح المادة الطافية باستخدام ماصة ، واغسلها مرة واحدة بمحلول تلطيخ الخلايا.
  4. كرر الطرد المركزي وإعادة تعليق الخلايا مع 300 ميكرولتر من المخزن المؤقت لتلطيخ الخلية.
  5. قم بتشغيل الخلايا من خلال مقياس التدفق الخلوي وتحليل الخلايا الملطخة بالأجسام المضادة وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.

5. تحديد منحنى نمو الخلية بطريقة عد الخلايا

  1. قم بإعداد تعليق أحادي الخلية لخلايا P5 باستخدام طريقتين عن طريق تخفيفها في وسط ثقافة MSC البشري.
  2. بذر 8000 خلية لكل بئر في صفيحة من 24 بئرا ، مع ما مجموعه 21 بئرا من كل طريقة يتم زرعها.
    ملاحظة: امزج الخلايا برفق عن طريق النفخ والشفط بالماصات قبل البذر.
  3. حصاد الخلايا من ثلاثة آبار بعد 24 ساعة من البذر. قم بإجراء عد الخلايا باستخدام مقياس الدم لحساب القيمة المتوسطة.
    ملاحظة: هز اللوحة قبل عد الخلايا. يمكن تمديد مدة الاهتزاز لمنع تكوين مجاميع الخلايا.
  4. كرر عد الخلايا كل 24 ساعة لمدة إجمالية قدرها 7 أيام. ارسم منحنى النمو باستخدام الوقت (d) على المحور السيني وعدد الخلايا (x104 / mL) على المحور Y.

النتائج

يتم تلخيص إجراءات جمع وزراعة UC-MSCs ، وكذلك تحليلها اللاحق ، في الشكل 1. تم تشريح UC بدقة إلى عدة أقسام باستخدام الطريقة الفريدة. يوضح الشكل 2 مخطط التشغيل المحدد للإجراءات الرئيسية. تم رصد وتسجيل نمو الخلايا من الثقافات المزروعة بشكل روتيني. لوحظت خلايا ملتصقة ...

Discussion

تمثل MSCs مجالا ديناميكيا للبحث له آثار عميقة على الطب التجديدي22. خصائصها الفريدة تجعلها نقطة محورية للبحث العلمي ولديها القدرة على إحداث ثورة في علاج مجموعة واسعة من الأمراض والإصابات7. WJ-MSCs هي مجموعة فرعية متميزة من MSCs ، والتي يمكن الحصول عليها من النسيج الضام ال?...

Disclosures

لم يبلغ المؤلفون عن أي تضارب في المصالح.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل ماليا من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82172107) ، ومؤسسة العلوم الطبيعية بمقاطعة قوانغدونغ ، الصين (2021A1515011927 ، 2021A1515010918 ، 2020A1515110347) ، صندوق شنتشن للبحوث الطبية (SMRF. D2301015) ، ولجنة الابتكار في العلوم والتكنولوجيا لبلدية شنتشن (JCYJ20210324135014040 ، JCYJ20220530172807016 ، JCYJ20230807150908018 ، JCYJ20230807150915031) ، والصندوق الخاص لمنطقة لونغ قانغ للتنمية الاقتصادية والتكنولوجية (LGKCYLWS2022007).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
APC anti-human CD44 Antibody Biolegend 338806
24-well cell culture platesThermo Scientific142475
APC anti-human CD73 (Ecto-5'-nucleotidase) Antibody Biolegend 344006
APC Mouse IgG1, κ Isotype Ctrl (FC) AntibodyBiolegend 400122
AutoclaveHIRAYAMAHVE-50
Automatic Cell CounterCountstarFL-CD
BAMBANKER Cryopreservation SolutionWako302-14681
Cell Staining BufferBiolegend 420201
Centrifugal MachineEppendorf5424R
Clean BenchShanghai ZhiChengC1112B
CO2 IncubatorThermo ScientificHERAcell 150i
D-PBSSolarbioD1040
Electro- thermostatic Blast OvenShanghai JingHongDHG-9423A
FITC anti-human CD105 Antibody Biolegend 323204
FITC anti-human CD90 (Thy1) Antibody Biolegend 328108
FITC Mouse IgG1, κ Isotype Ctrl (FC) AntibodyBiolegend 400110
Flow CytometryBeckmanCytoFLEX
hemocytometerSuperior Marienfeld640410
Intracellular Staining Permeabilization Wash Buffer (10×) Biolegend 421002
Inverted Biological MicroscopeZEISSAxio Vert. A1
Liquid Nitrogen Storage TankThermo ScientificCY50935-70
Normal saline (NS)MeilunbioMA0083
PBSSolarbioP1032
PE anti-human CD11b AntibodyBiolegend 393112
PE anti-human CD19 Antibody Biolegend 392506
PE anti-human CD34 AntibodyBiolegend 343606
PE anti-human CD45 AntibodyBiolegend 368510
PE anti-human HLA-DR Antibody Biolegend 307606
PE Mouse IgG1, κ Isotype Ctrl (FC) AntibodyBiolegend 400114
PE Mouse IgG2a, κ Isotype Ctrl (FC) AntibodyBiolegend 400214
Precision Electronic BalanceSatoriusPRACTUM313-1CN
Snowflake Ice MachineZIEGRAZBE 30-10
steriled 50 mL plastic tubeGreniner227270
Thermostatic Water BathShanghai YiHengHWS12
Trypsin 1:250SolarbioT8150
UltraGRO-AdvancedHelios HPCFDCGL50
Ultrapure and Pure Water Purification SystemMilli-QMilli-Q Reference
Xeno-Free Human MSC Culture MediumFUKOKU T2011301

References

  1. Abbaszadeh, H., et al. Regenerative potential of Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells: A new horizon of stem cell therapy. J Cell Physiol. 235 (12), 9230-9240 (2020).
  2. Liau, L. L., Ruszymah, B. H. I., Ng, M. H., Law, J. X. Characteristics and clinical applications of Wharton's jelly-derived mesenchymal stromal cells. Curr Res Transl Med. 68 (1), 5-16 (2020).
  3. Kim, D. -. W., et al. Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells: Phenotypic characterization and optimizing their therapeutic potential for clinical applications. Int J Mol Sci. 14 (6), 11692-11712 (2013).
  4. Drobiova, H., et al. Wharton's jelly mesenchymal stem cells: A concise review of their secretome and prospective clinical applications. Front Cell Dev Biol. 11, 1211217 (2023).
  5. Joerger-Messerli, M. S., et al. Mesenchymal stem cells from Wharton's jelly and amniotic fluid. Best Pract Res Cl Ob. 31, 30-44 (2016).
  6. Pera, M., Subramanian, A., Fong, C. -. Y., Biswas, A., Bongso, A. Comparative characterization of cells from the various compartments of the human umbilical cord shows that the Wharton's jelly compartment provides the best source of clinically utilizable mesenchymal stem cells. Plos One. 10 (6), 0127992 (2015).
  7. Petrenko, Y., et al. A comparative analysis of multipotent mesenchymal stromal cells derived from different sources, with a focus on neuroregenerative potential. Sci Rep. 10 (1), 4290 (2020).
  8. Davies, J. E., Walker, J. T., Keating, A. Concise review: Wharton's jelly: The rich, but enigmatic, source of mesenchymal stromal cells. Stem Cells Transl Med. 6 (7), 1620-1630 (2017).
  9. Pan, Y., Wu, W., Jiang, X., Liu, Y. Mesenchymal stem cell-derived exosomes in cardiovascular and cerebrovascular diseases: From mechanisms to therapy. Biomed Pharmacother. 163, 114817 (2023).
  10. Elshaer, S. L., Bahram, S. H., Rajashekar, P., Gangaraju, R., El-Remessy, A. B. Modulation of mesenchymal stem cells for enhanced therapeutic utility in ischemic vascular diseases. Int J Mol Sci. 23 (1), 249 (2021).
  11. Wang, R., et al. Stem cell therapy for Crohn's disease: Systematic review and meta-analysis of preclinical and clinical studies. Stem Cell Res Ther. 12 (1), 463 (2021).
  12. Shi, Y., et al. Immunoregulatory mechanisms of mesenchymal stem and stromal cells in inflammatory diseases. Nat Rev Nephrol. 14 (8), 493-507 (2018).
  13. Kassem, D. H., Kamal, M. M. Wharton's jelly MSCs: Potential weapon to sharpen for our battle against DM. Trends Endocrinol Metab. 31 (4), 271-273 (2020).
  14. Saleh, M., Fotook Kiaei, S. Z., Kavianpour, M. Application of Wharton jelly-derived mesenchymal stem cells in patients with pulmonary fibrosis. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 71 (2022).
  15. Varaa, N., Azandeh, S., Khodabandeh, Z., Gharravi, A. M. Wharton's jelly mesenchymal stem cell: Various protocols for isolation and differentiation of hepatocyte-like cells; narrative review. Iran J Med Sci. 44 (6), 437-448 (2019).
  16. Hassan, G., Kasem, I., Soukkarieh, C., Aljamali, M. A simple method to isolate and expand human umbilical cord derived mesenchymal stem cells: Using explant method and umbilical cord blood serum. Int J Stem Cells. 10 (2), 184-192 (2017).
  17. Naeem, A., et al. A comparison of isolation and culture protocols for human amniotic mesenchymal stem cells. Cell Cycle. 21 (15), 1543-1556 (2022).
  18. Yoon, J. H., et al. Comparison of explant-derived and enzymatic digestion-derived MSCs and the growth factors from Wharton's jelly. Biomed Res Int. 2013, 428726 (2013).
  19. Reinisch, A., Strunk, D. Isolation and animal serum free expansion of human umbilical cord derived mesenchymal stromal cells (MSCs) and endothelial colony forming progenitor cells (CFCs). J Vis Exp. (32), e1525 (2009).
  20. Beeravolu, N., et al. Isolation and characterization of mesenchymal stromal cells from human umbilical cord and fetal placenta. J Vis Exp. (122), e55224 (2017).
  21. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  22. Samsonraj, R. M., et al. Concise review: Multifaceted characterization of human mesenchymal stem cells for use in regenerative medicine. Stem Cells Transl Med. 6 (12), 2173-2185 (2017).
  23. Sypecka, M., Bzinkowska, A., Sulejczak, D., Dabrowski, F., Sarnowska, A. Evaluation of the optimal manufacturing protocols and therapeutic properties of mesenchymal stem/stromal cells derived from Wharton's jelly. Int J Mol Sci. 24 (1), 652 (2022).
  24. Binato, R., et al. Stability of human mesenchymal stem cells during in vitro culture: Considerations for cell therapy. Cell Prolif. 46 (1), 10-22 (2012).
  25. Mushahary, D., Spittler, A., Kasper, C., Weber, V., Charwat, V. Isolation, cultivation, and characterization of human mesenchymal stem cells. Cytometry A. 93 (1), 19-31 (2018).
  26. Hendijani, F. Explant culture: An advantageous method for isolation of mesenchymal stem cells from human tissues. Cell Prolif. 50 (2), 12334 (2017).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

209

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved