Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول طريقة سريعة وفعالة لعزل خلايا العضلات الملساء من الشريان القاعدي للفئران وتسجيل تيارات قناة البوتاسيوم المصححة للداخل في هذه الخلايا باستخدام تقنية مشبك التصحيح للخلية بأكملها. يقدم نهجا جديدا للباحثين الذين يدرسون الشريان القاعدي والقنوات الأيونية.

Abstract

أمراض الأوعية الدموية الدماغية هي حالة منتشرة بين كبار السن ، مع ارتفاع معدل حدوثها بشكل مطرد. الشريان القاعدي هو وعاء دماغي حرج يغذي الجسور والمخيخ ومناطق الدماغ الخلفية والأذن الداخلية. يلعب نشاط قناة البوتاسيوم (K +) دورا مهما في تحديد قوة الأوعية الدموية من خلال تنظيم إمكانات غشاء الخلية. يؤدي تنشيط قنوات التصحيح الداخلي K + (Kir) ، مثل قنوات K + الأخرى ، إلى فرط استقطاب غشاء الخلية وتوسع الأوعية. في هذه الدراسة ، تم استخدام خلايا العضلات الملساء المعزولة حديثا من الشريان القاعدي لتسجيل تيارات Kir عبر تقنية مشبك التصحيح للخلية بأكملها. تم التحقيق في تأثيرات 100 ميكرولتر / لتر باكلوريد2 ، وهو مثبط قناة Kir ، و 10 ميكرولتر / لتر نيتروبروسايد الصوديوم (SNP) ، وهو موسع للأوعية الدموية نيترو ، على تيارات قناة Kir. أظهرت النتائج أن باكلوريد2 يثبط تيارات قناة Kir في خلايا العضلات الملساء للشريان القاعدي ، بينما عزز SNP هذه التيارات. يوفر هذا البروتوكول دليلا شاملا لإعداد خلايا العضلات الملساء الشريانية المعزولة حديثا وتسجيل تيارات قناة Kir باستخدام تقنية مشبك التصحيح ، مما يوفر موردا قيما للباحثين الذين يسعون إلى إتقان هذه الطريقة.

Introduction

أمراض الأوعية الدموية الدماغية هي حالة منتشرة بين كبار السن. مع التحسن في مستويات المعيشة ، وزيادة متوسط العمر المتوقع ، وشيخوخة السكان ، يرتفع معدل الإصابة بأمراض الأوعية الدموية الدماغية بشكل مطرد1. يمتد الشريان القاعدي ، وهو وعاء غير متزاوج يتكون من اندماج الشرايين الفقرية الثنائية ، تحت الجسر داخل الجمجمة وينقسم إلى شريانين دماغيين خلفيين. يزود الجسور والمخيخ والمناطق الخلفية من الدماغ والأذن الداخلية. يمكن أن يؤدي عدم كفاية إمداد الدم إلى الشريان القاعدي إلى الدوار العرضي ، وغالبا ما يكون مصحوبا بالغثيان والقيء. قد يعاني المرضى أيضا من أعراض مثل طنين الأذن وفقدان السمع ومشاكل أخرى ذات صلة. غالبا ما ترتبط هذه الأعراض بحالات مثل داء الفقار العنقي وتصلب الشرايين الدماغية وضغط الدم غير الطبيعي. غالبا ما يرتبط مرض الأوعية الدموية الدماغية ، المنتشر بشكل خاص بين الأفراد في منتصف العمر وكبار السن ، بهذه الحالات الأساسية2،3،4.

تلعب الشرايين المقاومة دورا حيويا في وظيفة القلب والأوعية الدموية والحفاظ على التوازن الجسدي. باعتبارها الموقع الأساسي لمقاومة الأوعية الدموية ، فإنها تنظم ضغط الدم والإنتاج القلبي ، مما يضمن تدفق الدم الكافي لتلبية متطلبات التمثيل الغذائي والفسيولوجي للأنسجة والأعضاء5. ينظم الشريان القاعدي ، المصنف على أنه شريان مقاومة ، تدفق الدم إلى جذع الدماغ بشكل أساسي6. خلايا العضلات الملساء ، التي تشكل جدران شرايين المقاومة ، هي الوسطاء الرئيسيين لمقاومة الأوعية الدموية من خلال تنظيم تقلص الحالة المستقرة أو توتر الأوعية الدموية. تحتوي هذه الخلايا على العديد من القنوات الأيونية ، بما في ذلك قنوات K + وقنوات Ca2+ وقنوات Cl ، والتي تعتبر ضرورية لتعديل نغمة الأوعية الدموية5،7.

تعتبر قنوات K + ضرورية في إنشاء إمكانات الغشاء وتنظيم النغمة الانقباضية لخلايا العضلات الملساءالشريانية 8. هناك أربعة أنواع من قنوات K + في العضلات الملاءة الشريانية: K + (Kᴠ) المعتمد على الجهد ، و Ca2 + المعتمد على K + (KCa) ، و K + المعتمد على ATP (KATP) ، والمعدل الداخلي K + (Kir) القنوات9،10،11. يتم تصنيف قنوات Kir إلى سبعة أنواع فرعية ، مع كون Kir2.x قنوات Kir كلاسيكية. من بين هذه العائلات الفرعية Kir2.x هي الأكثر صلة بالأوعية الدموية. تظهر تيارات Kir تصحيحا داخليا عند الفولتية السالبة ، مما يشير إلى صافي تدفق K + إلى الخلية ، بينما عند الفولتية الموجبة ، يوجد حد أدنى من تدفق تيار K + صافي5. في نظام القلب والأوعية الدموية ، تعتبر قنوات Kir ضرورية لتحقيق الاستقرار في إمكانات الغشاء. يؤدي تنشيطها إلى فرط استقطاب غشاء الخلية وتوسع الأوعية12،13،14.

تم إجراء تجارب المشبك على خلايا العضلات الملساء المعزولة حديثا في الشرايين المختلفة ، بما في ذلك الشرايين التاجية والدماغية والكلى والمساريقية15،16. في حين أن بعض الطرق تستخدم نفس النوع من الكولاجيناز لعزل الخلايا ، فإن الإجراءات الدقيقة تختلف. لخصت دراسات قليلة بشكل شامل طرق عزل خلايا العضلات الملساء الوعائية. لذلك ، تركز هذه الدراسة على العزل الجديد لخلايا العضلات الملساء الوعائية الأولية من الشريان القاعدي للفئران وتسجيل تيارات قناة Kir في هذه الخلايا باستخدام تقنية مشبك التصحيح للخلية الكاملة ، مما يوفر بروتوكولا مفصلا وكاملا للباحثين في المجالات ذات الصلة.

Protocol

تمت الموافقة على بروتوكول من قبل لجنة أخلاقيات رعاية في مختبر الطب الصيني التقليدي بجامعة تشنغدو (السجل رقم 2024035). تم استخدام ذكور Sprague-Dawley (SD) الفئران ، التي تزن 260-300 جم وتتراوح أعمارها بين 8 و 10 أسابيع ، في هذه الدراسة. تم تزويد بالماء والغذاء (علف التجريبية SPF) بشكل خاص. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. تشريح الشريان القاعدي للفئران

  1. تحضير الحل
    1. قم بإعداد الحلول كما هو موضح في الجدول 1.
  2. تخدير الفئران عن طريق استنشاق 2٪ إيزوفلوران. تأكد من التخدير العميق باستخدام قرصة إصبع القدم. إذا لزم الأمر، قم بإعطاء مخدر إضافي. انتقل على الفور إلى فتح الجمجمة وفضح الدماغ على طاولة العمليات المحمولة.
  3. انقل الدماغ بسرعة إلى طبق بتري يحتوي على PSS مشبع بنسبة 95٪ O2 و 5٪ CO2 عند 4 درجات مئوية. تأكد من أن المحلول يحتوي على درجة حموضة 7.40.
  4. ضع الدماغ بطنيا لأعلى في طبق بتري وثبته بالإبر. تحت المجهر الضوئي ، حدد موقع الشريان القاعدي وقم بإزالة الأنسجة المحيطة بعناية باستخدام ملاقط ومقص معقم (انظر الشكل 1 أ).
  5. أدخل سلكا بطول 2 سم بقطر 25 ميكرومتر في الشريان القاعدي المعزول. افركي الجدار الداخلي برفق بالسلك لإزالة بطانة الأوعية الدموية بشكل فعال.
    ملاحظة: يقع الشريان القاعدي في الفئران داخل التلم القاعدي لجذع الدماغ عند قاعدة الدماغ ويتكون من التقاء الشرايين الفقرية اليمنىواليسرى 2. أثناء عملية العزل ، تعامل مع الشريان بعناية لتجنب التمدد المفرط أو الضغط الذي قد يؤدي إلى تلف.

2. عزل خلايا العضلات الملساء

  1. سخن 1 مل من محلول فصل الخلايا ، و 1 مل من التحلل المائي الأنزيمي الأول ، و 1 مل من التحلل المائي الأنزيمي II إلى 37 درجة مئوية في أنابيب الاختبار 1 و 2 و 3 ، على التوالي (انظر الشكل 1 ب).
  2. نقل الشريان القاعدي المعزول إلى أنبوب الاختبار 2. قم بحقن خليط من 95٪ O2 و 5٪ CO2 في الأنبوب باستمرار ، وحافظ على المعالجة الأنزيمية لمدة 30 دقيقة (انظر الشكل 1C).
  3. نقل الشريان القاعدي من أنبوب الاختبار 2 إلى أنبوب الاختبار 3. استمر في حقن 95٪ O2 و 5٪ CO2 في الأنبوب ، وحافظ على المعالجة الأنزيمية لمدة 5 دقائق (انظر الشكل 1 د).
  4. أضف 1 مل من محلول فصل الخلايا 37 درجة مئوية من أنبوب الاختبار 1 إلى أنبوب الاختبار 3. استمر في حقن 95٪ O2 و 5٪ CO2 مع الحفاظ على العلاج الأنزيمي لمدة 3 دقائق. ثلاثي تحضير الشريان القاعدي لإطلاق الخلايا (انظر الشكل 1E).
  5. أضف محلول فصل 4 درجات مئوية إلى أنبوب الاختبار 3 لإنهاء العملية الأنزيمية (انظر الشكل 1F). الطرد المركزي الخليط على حرارة 59 × جم لمدة 6 دقائق. تخلص من المادة الطافية باستخدام ماصة ، وأضف محلول فصل 4 درجات مئوية مرة أخرى (انظر الشكل 1G) ، وكرر الطرد المركزي مرتين لإزالة الإنزيمات المتبقية.
  6. قم بإزالة المادة الطافية باستخدام ماصة ، وقم بتخزين 1 مل من تعليق الخلية عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 6-8 ساعات.
  7. خذ 100 ميكرولتر من معلق الخلية وضعه في الحمام (انظر الشكل 1H). أضف 1 مل من السائل خارج الخلية إلى الحمام واترك الخلايا تستقر لمدة 40 دقيقة لتلتصق بالقاع (انظر الشكل 2).
    ملاحظة: بالنسبة للخلايا في مجموعة العلاج (على سبيل المثال ، باكلوريد2 أو نيتروبروسايد الصوديوم) ، قم باحتضانها مسبقا مع المواد المعنية في درجة حرارة الغرفة (22-26 درجة مئوية) لمدة 40 دقيقة خلال فترة التعلق.

3. تسجيل تيار Kir باستخدام مشبك التصحيح للخلية الكاملة

  1. تصنيع الماصات الدقيقة
    1. قم بتشغيل مجتذب الماصة الدقيقة (راجع جدول المواد).
    2. ضع أنبوبا زجاجيا (القطر الخارجي: 1.5 مم ، القطر الداخلي: 1.10 مم ، الطول: 10 سم) في المجتذب. حدد البرنامج 1 ، وانقر فوق Enter ، وقم بالوصول إلى البرنامج 1. قم بإجراء اختبار منحدر بالنقر فوق المنحدر على لوحة التحكم لقياس القيمة الحرارية للأنبوب الزجاجي.
      ملاحظة: قم بتحرير البرنامج 1 باستخدام المعلمات التالية: الحرارة: المنحدر، السحب: 0، السرعة: 25، التأخير: 1، الضغط: 500، الوضع: تأخير، تمكين الحرارة الآمنة. يجب إجراء اختبار المنحدر عند تغيير الخيوط أو أنواع الماصات الزجاجية. يجب أن يكون قطر طرف الماصات الدقيقة ~ 1-2 ميكرومتر وطول مخروطي يبلغ حوالي 5 مم. تؤدي أقطار الأطراف الأصغر والأقماع الأطول إلى مقاومة أعلى للماصة.
    3. أدخل أنبوبا زجاجيا جديدا وحدد البرنامج 1. انقر فوق Enter لتصنيع الماصة الدقيقة.
  2. تسجيل Kir الحالي
    1. قم بتشغيل الأجهزة بالتتابع: المحول الرقمي إلى التناظري ، ومضخم الإشارة ، ومعالج الدقيق ، والمجهر ، والكاميرا ، والكمبيوتر.
    2. قم بتشغيل البرنامج بالترتيب التالي: الكاميرا ومكبر للصوت وبرنامج الحصول على البيانات.
      ملاحظة: إذا لم يكن المجهر مزودا بكاميرا، فإن برنامج الجهاز فقط يحتاج إلى التنشيط. تأكد من فتح البرنامج بعد تهيئة الأجهزة لتمكين الوظائف المناسبة.
    3. في برنامج الحصول على البيانات، حدد ملف > تعيين أسماء ملفات البيانات لإنشاء مسار تخزين البيانات.
    4. قم بتحرير البروتوكول لتسجيل تيارات Kir على النحو التالي:
      1. واجهة شكل الموجة: العصر A & D: النوع = الخطوة ؛ المستوى الأول = −60 مللي فولت ؛ مستوى دلتا = 0 مللي فولت ؛ المدة الأولى = 100 مللي ثانية. مدة دلتا = 0 مللي ثانية. العصر ب: النوع = الخطوة ؛ المستوى الأول = −160 مللي فولت ؛ مستوى دلتا = 0 مللي فولت ؛ المدة الأولى = 1 مللي ثانية. مدة دلتا = 0 مللي ثانية. العصر C: النوع = المنحدر. المستوى الأول = 40 مللي فولت ؛ مستوى دلتا = 20 مللي فولت ؛ المدة الأولى = 500 مللي ثانية؛ مدة دلتا = 0 مللي ثانية.
      2. واجهة الوضع/المعدل: تأخير الإصدار التجريبي = 0 ثانية؛ يدير = 1 ؛ عمليات المسح = 1 ؛ مدة المسح = 0.8 ثانية.
      3. واجهة المخرجات: القناة # 0 ؛ مستوى التثبيت = −60 مللي فولت. احفظ البروتوكول وقم بتسميته باسم "بروتوكول Kir".
        ملاحظة: تم تصميم إعداد البروتوكول لتسجيلات حالية محددة ويمكن إعادة استخدامه بعد الحفظ. تأكد من أن واجهة الإخراج تتطابق مع أسلاك الجهاز (على سبيل المثال ، القناة # 0).
    5. قم بتمكين وظيفة اختبار الغشاء في قائمة الأدوات الخاصة ببرنامج الحصول على البيانات.
    6. ضع الخلية للقياس في وسط عرض الكاميرا بالمجهر.
    7. اغمر طرف السلك المرجعي في محلول الحمام. املأ 20٪ من الماصة الدقيقة (المصنعة في الخطوة 3.1) بالمحلول داخل الخلايا وثبته على حامل قطب التسجيل.
      1. استخدم ضغطا موجبا باستخدام حقنة، وحرك طرف الماصة إلى محلول الحمام، واضبط إزاحة الماصة على برنامج مضخم الإشارة لضبط خط الأساس الحالي على 0 باسباسكال (انظر الشكل 3 أ).
        ملاحظة: استخدم الأسلاك المرجعية Ag / AgCl. يجب أن تكون مقاومة الماصة 4-6 MΩ.
    8. اضغط برفق على الماصة على غشاء الخلية. لاحظ زيادة في مقاومة الختم (Rt) إلى 1 MΩ على الأقل (الشكل 3 ب). قم بإزالة الضغط الإيجابي وتطبيق الضغط السلبي لإنشاء مقاومة عالية مع Rt ≥ 1 GΩ (الشكل 3C).
      1. اضبط جهد التثبيت على -60 مللي فولت وقم بتعويض سعة القطب الكهربائي باستخدام Cp Fast و Cp Slow (الشكل 3D).
        ملاحظة: إذا ظل Rt أعلى من 1 GΩ ، فانتقل إلى الخطوة التالية ؛ وإلا، استبدل الخلية أو الماصة وكرر الخطوات 3.2.6-3.2.8.
    9. قم بتطبيق ضغط سلبي قصير لتمزيق غشاء الخلية ، وتشكيل تكوين خلية كاملة (الشكل 3E). حدد خلية كاملة في برنامج مضخم الإشارة ، وانقر فوق تلقائي لتعويض سعة الغشاء (الشكل 3F) ، وقم بتحميل بروتوكول Kir ، وابدأ تسجيل البيانات. كرر الخطوات 3.2.6-3.2.9 للخلايا المعالجة.
      ملاحظة: إذا كانت مقاومة السلسلة (Ra) >30 MΩ، فحدد خلية جديدة. إذا كان 30 MΩ > Ra > 10 MΩ ، فقم بتطبيق تعويض مقاومة السلسلة قبل التسجيل. يتطلب هذا البروتوكول Ra < 10 MΩ.
  3. تحليل البيانات
    1. افتح برنامج تحليل البيانات وقم بتحميل البيانات المسجلة. استخدم المؤشرات لتحليل التتبعات الحالية وتصدير البيانات لرسم منحنى IV.
    2. قم بإنشاء إشارة شكل موجة محفزة عن طريق تحديد تحرير > إنشاء إشارة شكل موجة التحفيز والتأكيد.
    3. قم بتصدير تتبع بروتوكول Kir عن طريق تحديد تحرير > تتبع النقل، وتحديد منطقة التتبع الكاملة والإشارة (A0 #0)، ونسخ البيانات لمزيد من التحليل.
    4. قم بتصدير التتبعات الحالية للممثل Kir عن طريق تحديد تحرير > تتبع النقل، وتحديد منطقة التتبع الكاملة والإشارة (IN 0)، ونسخ البيانات لإنشاء مخططات التتبع الحالية.
      ملاحظة: تطبيع البيانات الحالية باستخدام كثافة التيار (pA/pF) لإجراء مقارنة دقيقة بين الخلايا ذات الأحجام المختلفة. تأكد من تسجيل السعة الغشائية (سم) أثناء التجربة17.

النتائج

عزل خلايا العضلات الملساء الشريانية
يوضح القسم الأول من الإجراء تفاصيل عملية عزل خلايا العضلات الملساء من الشريان القاعدي الدماغي للفئران. هذه العملية موضحة في الشكل 1. يتضمن الإجراء خطوات الهضم الأنزيمي وفصل الخلايا لتحرير خلايا العضلات الم...

Discussion

يعود تسجيل الخلية الكاملة باستخدام الخلايا المعزولة حديثا إلى أوائل الثمانينيات18 ، وأصبح تسجيل تيارات القناة من خلايا العضلات الملساء القاعدية للقوارض يمارس على نطاق واسع في التسعينيات19. مع التقدم التكنولوجي ، يركز الباحثون بشكل متزايد على ا...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل برنامج المواهب الخاصة بجامعة تشنغدو للطب الصيني التقليدي ل "خطة تعزيز أبحاث علماء Xinglin والمواهب الانضباطية" (33002324) ومشروع البحث والتطوير الرئيسي لإدخال المواهب العلمية والتكنولوجية عالية المستوى في مدينة Luliang (2022RC28).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Bovine serum albuminSigma, USAB2064
Barium chlorideMacklin Biochemical Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaB861682
CaCl2Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA501330
CameraHamamatsu, JapanC11440
Camera softwareImage J, USAMicro-manager 2.0.0-gammal
Collagenase FSigma, USAC7926
Collagenase HSigma, USAC8051
ComputerLenovo, China~
Data acquisition softwareMolecular Devices, USAClampex 10.4
Data analysis softwareAxon, USAclampfit 10.4
D-glucoseSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA610219
Digital-analog converterMolecular Devices, USAAxon digidata 1550B
DithiothreitolSigma, USAD0632
Drawing softwareSan Diego, California, USAGraphPad 
EGTASangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600077
Glass tubeDL Naturegene Life Sciences.USAB150-86-10
HEPESXiya Reagent Co., Ltd., Shandong, ChinaS3872
KClSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100395
KH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100781
MgCl2·6H2OSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100288
Micromanipulatorsutter, USAMP285A
Micropipette pullersutter, USAP1000
MicroscopeOlympus, JapanIX73
Na2-ATPSigma, USAA26209
Na2HPO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA610404
NaClSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100241
NaH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600878
NaHCO3Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100865
NaOHSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100173
PapainSigma, USAP4762
Potassium-D-gluconateSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA507810
Signal amplifierMolecular Devices, USAAxon MutiClamp 700B
Signal amplifier softwareMolecular Devices, USAMultiClamp Commander software
Sodium nitroprussideSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600867
Statistical analysis softwareSan Diego, California, USAGraphPad 

References

  1. Goins, R. T., et al. Lower body functioning and correlates among older american indians: The cerebrovascular disease and its consequences in american indians study. BMC Geriatrics. 18 (1), 1-9 (2018).
  2. Mattle, H. P., Arnold, M., Lindsberg, P. J., Schonewille, W. J., Schroth, G. Basilar artery occlusion. Lancet Neurol. 10 (11), 1002-1014 (2011).
  3. Morales, A., Parry, P. V., Jadhav, A., Jovin, T. A novel route of revascularization in basilar artery occlusion and review of the literature. BMJ Case Reports. , 1-6 (2015).
  4. Ghantous, C. M., Azrak, Z., Rahman, F. A., Itani, H. A., Zeidan, A. Assessment of basilar artery reactivity in stroke and subarachnoid hemorrhage using wire myograph. Methods Mol Biol. 34, 625-643 (2016).
  5. Tykocki, N. R., Boerman, E. M., Jackson, W. F. Smooth muscle ion channels and regulation of vascular tone in resistance arteries and arterioles. Compr Physiol. 7 (2), 485-581 (2017).
  6. Wu, B. -. N., et al. Hyposmotic challenge inhibits inward rectifying K+ channels in cerebral arterial smooth muscle cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (2), H1085-H1094 (2007).
  7. Jackson, W. F. Ion channels and vascular. Hypertension. 35 (2), 173-178 (2000).
  8. Jackson, W. F. Potassium channels in the peripheral microcirculation. Microcirculation. 12 (1), 113-127 (2005).
  9. Dogan, M. F., Yildiz, O., Arslan, S. O., Ulusoy, K. G. Potassium channels in vascular smooth muscle: A pathophysiological and pharmacological perspective. Fundam Clin Pharmacol. 33 (5), 504-523 (2019).
  10. Daghbouche-Rubio, N., López-López, J. R., Pérez-García, M. T., Cidad, P. Vascular smooth muscle ion channels in essential hypertension. Front Physiol. 13, 1-9 (2022).
  11. Sahranavard, T., et al. The role of potassium in atherosclerosis. Eur J Clin Invest. 51 (3), 1-19 (2020).
  12. Crecelius, A. R., Dinenno, F. A. Vascular regulation via kir channels and Na+/K+-ATPase. Channels. 9 (4), 171-172 (2015).
  13. Liu, Y., et al. Prostanoids contribute to regulation of inwardly rectifying K+ channels in intrarenal arterial smooth muscle cells. Life Sci. 250, 1-9 (2020).
  14. Li, W., et al. Luteolin-induced coronary arterial relaxation involves activation of the myocyte voltage-gated K+ channels and inward rectifier K+ channels. Life Sci. 221, 233-240 (2019).
  15. Guo, P., et al. Coronary hypercontractility to acidosis owes to the greater activity of tmem16a/ano1 in the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 139, 1-14 (2021).
  16. Jing, Y., et al. Apigenin relaxes rat intrarenal arteries, depresses Ca2+-activated Cl− currents and augments voltage-dependent K+ currents of the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 115, 1-9 (2019).
  17. Manz, K. M., Siemann, J. K., Mcmahon, D. G., Grueter, B. A. Patch-clamp and multi-electrode array electrophysiological analysis in acute mouse brain slices. STAR Protocols. 2 (2), 1-30 (2021).
  18. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  19. Langton, P. D., Standen, N. B. Calcium currents elicited by voltage steps and steady voltages in myocytes isolated from the rat basilar artery. J Physiol. 469, 535-548 (1993).
  20. Kittiwoot, T. -. O., et al. Isolation of intrapulmonary artery and smooth muscle cells to investigate vascular responses. J Vis Exp. (184), e63686 (2022).
  21. Trask, A. J., Lucchesi, P. A., Mccallinhart, P. E., Zhang, X., Husarek, K. E. Isolation of murine coronary vascular smooth muscle cells. J Vis Exp. 111, e53983 (2016).
  22. Ribeiro, M. P., Relvas, R., Chiquita, S., Correia, I. J. Isolation of human umbilical arterial smooth muscle cells (HUASMC). J Vis Exp. (41), e1940 (2010).
  23. Kim, H. J., et al. Increased inward rectifier K+ current of coronary artery smooth muscle cells in spontaneously hypertensive rats; partial compensation of the attenuated endothelium-dependent relaxation via Ca2+-activated K+ channels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 47 (1), 38-48 (2019).
  24. Qiao, Y., et al. Kir2.1 regulates rat smooth muscle cell proliferation, migration, and post-injury carotid neointimal formation. Biochem Biophys Res Commun. 477 (4), 774-780 (2016).
  25. Tykocki, N. R., Bonev, A. D., Longden, T. A., Heppner, T. J., Nelson, M. T. Inhibition of vascular smooth muscle inward-rectifier K+channels restores myogenic tone in mouse urinary bladder arterioles. Am J Physiol Renal Physiol. 312 (5), F836-F847 (2017).
  26. Ko, E. A., Han, J., Jung, I. D., Park, W. S. Physiological roles of K+ channels in vascular smooth muscle cells. Smooth Muscle Res. 44 (2), 65-81 (2008).
  27. Standen, N. B., Quayle, J. M. K+ channel modulation in arterial smooth muscle. Acta Physiol Scand. 164, 549-557 (1998).
  28. Smith, P. D., et al. Kir channels function as electrical amplifiers in rat vascular smooth muscle. J Physiol. 586 (4), 1147-1160 (2008).
  29. Kanda, H., Tonomura, S., Dai, Y., Gu, J. G. Protocol for pressure-clamped patch-clamp recording at the node of Ranvier of rat myelinated nerves. STAR Protocols. 2 (1), 1-12 (2021).
  30. Witchel, H. J., Milnes, J. T., Mitcheson, J. S., Hancox, J. C. Troubleshooting problems with in vitro screening of drugs for qt interval prolongation using HERG K+ channels expressed in mammalian cell lines and Xenopus oocytes. J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (2), 65-80 (2002).
  31. Kodandaramaiah, S. B., Franzesi, G. T., Chow, B. Y., Boyden, E. S., Forest, C. R. Automated whole-cell patch-clamp electrophysiology of neurons in vivo. Nat Methods. 9 (6), 585-587 (2012).
  32. Park, W. S., Han, J., Earm, Y. E. Physiological role of inward rectifier K+ channels in vascular smooth muscle cells. Pflugers Arch. 457 (1), 137-147 (2008).
  33. Thomas, C., Svehla, L., Moffett, B. S. Sodium nitroprusside induced cyanide toxicity in pediatric patients. Expert Opin Drug Saf. 8 (5), 599-602 (2009).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

K BaCl2 Kir SNP Kir

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved