АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол описывает быстрый и эффективный метод выделения гладкомышечных клеток из базилярной артерии крысы и регистрации направленных внутрь токов калиевых каналов в этих клетках с использованием техники патч-зажима для целых клеток. Он предлагает новый подход для исследователей, изучающих базилярную артерию и ионные каналы.

Аннотация

Цереброваскулярные заболевания являются распространенным заболеванием среди пожилых людей, и их частота неуклонно растет. Базилярная артерия является важнейшим мозговым сосудом, который снабжает мост, мозжечок, задние отделы мозга и внутреннее ухо. Активность канала калия (К+) играет важную роль в определении тонуса сосудов путем регуляции потенциала клеточной мембраны. Активация направленных внутрь выпрямляющих K+ (Kir) каналов, как и других K+ каналов, приводит к гиперполяризации клеточных мембран и вазодилатации. В этом исследовании свежевыделенные гладкомышечные клетки базилярной артерии были использованы для регистрации токов Kir с помощью метода зажима целых клеток. Исследовано влияние 100 мкмоль/л BaCl2, ингибитора Kir-канала, и 10 мкмоль/л нитропруссида натрия (SNP), нитровазодилататора, на токи Kir-канала. Результаты показали, что BaCl2 ингибирует токи Kir-канала в гладкомышечных клетках базилярной артерии, в то время как SNP усиливает эти токи. Этот протокол представляет собой исчерпывающее руководство по подготовке свежевыделенных артериальных гладкомышечных клеток и регистрации токов канала Kir с использованием техники патч-зажима, предлагая ценный ресурс для исследователей, стремящихся овладеть этим методом.

Введение

Цереброваскулярные заболевания являются распространенным заболеванием у пожилых людей. С повышением уровня жизни, увеличением продолжительности жизни и старением населения заболеваемость цереброваскулярными заболеваниями неуклоннорастет1. Базилярная артерия, непарный сосуд, образованный слиянием двусторонних позвоночных артерий, проходит под мостом внутри черепа и разделяется на две задние мозговые артерии. Он снабжает мост, мозжечок, задние отделы мозга и внутреннее ухо. Недостаточное кровоснабжение базилярной артерии может привести к эпизодическому головокружению, часто сопровождающемуся тошнотой и рвотой. Пациенты также могут испытывать такие симптомы, как шум в ушах, потеря слуха и другие связанные с этим проблемы. Эти симптомы часто связаны с такими состояниями, как шейный спондилез, церебральный атеросклероз и аномальное кровяное давление. Цереброваскулярные заболевания, особенно распространенные среди людей среднего и пожилого возраста, часто связаны с этими основными заболеваниями 2,3,4.

Артерии сопротивления играют жизненно важную роль в сердечно-сосудистой функции и поддержании гомеостаза организма. Являясь основным местом сосудистого сопротивления, они регулируют кровяное давление и сердечный выброс, обеспечивая достаточный кровоток для удовлетворения метаболических и физиологических потребностей тканей и органов5. Базилярная артерия, классифицируемая как резистентная артерия, в первую очередь регулирует приток крови к стволу мозга6. Гладкомышечные клетки, которые формируют стенки артерий сопротивления, являются ключевыми медиаторами сосудистого сопротивления за счет регуляции стационарного сокращения или сосудистого напряжения. Эти клетки содержат многочисленные ионные каналы, в том числе K+-каналы,Ca-2+ каналы и Cl-каналы, которые имеют решающее значение для модуляции сосудистого тонуса 5,7.

К+ каналы имеют решающее значение в установлении мембранного потенциала и регуляции сократительного тонуса артериальных гладкомышечных клеток8. Существует четыре типа K+ каналов в гладкой мускулатуре артерий: потенциал-зависимый K+ (Kᴠ), Ca2+-зависимый K+ (KCa), АТФ-зависимый K+ (KATP) и внутренний выпрямитель K+ (Kir) каналы 9,10,11. Kir-каналы подразделяются на семь подтипов, где Kir2.x — это классические kir-каналы. Среди них наиболее актуальными в сосудистой системе являются подсемейства Kir2.x. Токи Kir демонстрируют внутреннее выпрямление при отрицательных напряжениях, что указывает на суммарный приток K+ в ячейку, в то время как при положительных напряжениях суммарныйток K+ минимальен или отсутствует вовсе5. В сердечно-сосудистой системе каналы Kir необходимы для стабилизации мембранного потенциала. Их активация индуцирует гиперполяризацию клеточных мембран и вазодилатацию 12,13,14.

Эксперименты с наложением пластыря на свежевыделенных гладкомышечных клетках были проведены в различных артериях, включая коронарные, церебральные, почечные и брыжеечные артерии15,16. В то время как некоторые методы используют один и тот же тип коллагеназы для выделения клеток, точные процедуры различаются. В немногих исследованиях были всесторонне обобщены методы выделения гладкомышечных клеток сосудов. Таким образом, данное исследование сосредоточено на свежей изоляции первичных сосудистых гладкомышечных клеток из базилярной артерии крысы и регистрации токов канала Kir в этих клетках с использованием техники цельноклеточного зажима, что обеспечивает подробный и полный протокол для исследователей в смежных областях.

протокол

Протокол для животных был одобрен Комитетом по этике благополучия лабораторных животных Университета традиционной китайской медицины в Чэнду (запись No 2024035). В данном исследовании использовались самцы крыс породы Спрэг-Доули (SD) массой тела 260-300 г и возрастом 8-10 недель. Животных кормили водой и пищей (SPF экспериментального корма для животных) в неограниченном количестве. Подробная информация о реагентах и оборудовании, использованных в данном исследовании, приведена в Таблице материалов.

1. Диссекция базилярной артерии крысы

  1. Приготовление раствора
    1. Приготовьте растворы, как описано в таблице 1.
  2. Обезболить крысу путем ингаляции 2% изофлурана. Подтвердите глубокую анестезию с помощью щипки пальца ноги. При необходимости введите дополнительные анестетики. Немедленно приступайте к вскрытию черепа и обнажите мозг на портативном операционном столе.
  3. Быстро перенесите мозг в чашку Петри, содержащую ПСС, насыщенный 95%О2 и 5%СО2 при 4 °С. Убедитесь, что pH раствора составляет 7,40.
  4. Расположите мозг вентрально вверх в чашке Петри и закрепите ее иглами. Под световым микроскопом найдите базилярную артерию и осторожно удалите окружающие ткани с помощью автоклавного пинцета и ножниц (см. рисунок 1A).
  5. Вставьте проволоку длиной 2 см и диаметром 25 мкм в изолированную базилярную артерию. Аккуратно потрите внутреннюю стенку проволокой, чтобы эффективно удалить эндотелий сосудов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Базилярная артерия у крыс расположена в базальной борозде ствола мозга у основания мозга и образована слиянием левой и правой позвоночных артерий. Во время процесса изоляции обращайтесь с артерией осторожно, чтобы избежать чрезмерного растяжения или сжатия, которые могут привести к повреждению.

2. Выделение гладкомышечных клеток

  1. Предварительно нагрейте 1 мл раствора для разделения клеток, 1 мл ферментативного гидролизата I и 1 мл ферментативного гидролизата II до 37 °C в пробирках 1, 2 и 3 соответственно (см. рисунок 1B).
  2. Перенесите изолированную базилярную артерию в пробирку 2. Непрерывно вводите в пробирку смесь 95%O2 и 5%CO2 и поддерживайте ферментативную обработку в течение 30 минут (см. рисунок 1C).
  3. Перенесите базилярную артерию из пробирки 2 в пробирку 3. Продолжайте вводить в трубку 95%O2 и 5%CO2 и поддерживайте ферментативную обработку в течение 5 минут (см. рисунок 1D).
  4. Добавьте 1 мл раствора для разделения клеток при температуре 37 °C из пробирки 1 в пробирку 3. Продолжайте вводить 95%O2 и 5%CO2 , сохраняя ферментативную обработку в течение 3 минут. Растирайте препарат базилярной артерии для высвобождения клеток (см. рисунок 1E).
  5. Добавьте разделительный раствор 4 °C в пробирку 3, чтобы завершить ферментативный процесс (см. рисунок 1F). Центрифугируйте смесь при 59 × г в течение 6 мин. Выбросьте надосадочную жидкость с помощью пипетки, снова добавьте раствор для разделения при температуре 4 °C (см. рисунок 1G) и дважды повторите центрифугирование для удаления остаточных ферментов.
  6. Удалите надосадочную жидкость с помощью пипетки и храните 1 мл клеточной суспензии при температуре 4 °C до 6-8 ч.
  7. Возьмите 100 мкл клеточной суспензии и поместите ее в ванну (см. рисунок 1H). Добавьте в ванну 1 мл внеклеточной жидкости и дайте клеткам отстояться в течение 40 минут, чтобы прикрепиться ко дну (см. рисунок 2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для клеток в группе обработки (например, BaCl2 или нитропруссид натрия) предварительно инкубируйте с соответствующими веществами при комнатной температуре (22-26°C) в течение 40 минут в течение периода прикрепления.

3. Регистрация тока Kir с помощью цельноклеточного патч-клеммы

  1. Изготовление микропипеток
    1. Включите съемник микропипетки (см. Таблицу материалов).
    2. Поместите стеклянную трубку (внешний диаметр: 1,5 мм, внутренний диаметр: 1,10 мм, длина: 10 см) в съемник. Выберите Программу 1, нажмите Enter и откройте Программу 1. Проведите испытание на рампу, нажав кнопку «Рампа» на панели управления, чтобы измерить теплоту стеклянной трубки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Отредактируйте программу 1 со следующими параметрами: Нагрев: Нарастание, Натяжение: 0, Скорость: 25, Задержка: 1, Давление: 500, Режим: Задержка, Безопасный нагрев включен. Испытание на рампу необходимо проводить при смене филаментов или типов стеклянных пипеток. Микропипетки должны иметь диаметр наконечника ~1-2 мкм и длину конуса примерно 5 мм. Меньший диаметр наконечников и более длинные конусы приводят к более высокому сопротивлению пипетки.
    3. Вставьте новую стеклянную трубку и выберите Программа 1. Нажмите Enter , чтобы изготовить микропипетку.
  2. Запись Kir Current
    1. Последовательно включайте аппаратные устройства: цифро-аналоговый преобразователь, усилитель сигнала, микроманипулятор, микроскоп, камеру и компьютер.
    2. Запустите программное обеспечение в следующем порядке: камера, усилитель сигнала и программное обеспечение для сбора данных.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если микроскоп не оснащен камерой, то необходимо активировать только программное обеспечение прибора. Убедитесь, что программное обеспечение открыто после инициализации оборудования, чтобы обеспечить надлежащую функциональность.
    3. В программном обеспечении для сбора данных выберите «Файл» > «Задать имена файлов данных », чтобы установить путь к хранению данных.
    4. Отредактируйте протокол записи токов Kir следующим образом:
      1. Интерфейс осциллограммы: Эпоха A и D: Тип = шаг; Первый уровень = −60 мВ; Уровень дельты = 0 мВ; Первая продолжительность = 100 мс; Длительность дельты = 0 мс. Эпоха B: Тип = шаг; Первый уровень = −160 мВ; Уровень дельты = 0 мВ; Первая длительность = 1 мс; Длительность дельты = 0 мс. Эпоха C: Тип = рампа; Первый уровень = 40 мВ; Дельта напряжения = 20 мВ; Первая длительность = 500 мс; Длительность дельты = 0 мс.
      2. Интерфейс Mode/Rate: Пробная задержка = 0 с; Пробежки = 1; Развертки = 1; Продолжительность развертки = 0,8 с.
      3. Интерфейс выходов: Канал #0; Уровень удержания = −60 мВ. Сохраните и назовите протокол как "Kir protocol".
        ПРИМЕЧАНИЕ: Настройка протокола адаптирована для конкретных текущих записей и может быть повторно использована после сохранения. Убедитесь, что выходной интерфейс совпадает с проводкой прибора (например, канал #0).
    5. Включите функцию Membrane Test в меню Tools программного обеспечения для сбора данных.
    6. Расположите ячейку для измерения в центре обзора камеры микроскопа.
    7. Погрузите наконечник контрольного провода в раствор для ванны. Заполните 20% микропипетки (изготовленной на шаге 3.1) внутриклеточным раствором и закрепите его на держателе записывающего электрода.
      1. Приложите положительное давление с помощью шприца, переместите наконечник пипетки в раствор для ванны и отрегулируйте смещение пипетки в программном обеспечении усилителя сигнала, чтобы установить базовую линию тока на 0 пА (см. рис. 3A).
        ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте опорные провода Ag/AgCl. Сопротивление пипетки должно составлять 4-6 МОм.
    8. Аккуратно прижмите пипетку к клеточной мембране. Наблюдайте увеличение сопротивления уплотнения (Rt) по меньшей мере до 1 МОм (рис. 3B). Снимите положительное давление и приложите отрицательное давление для создания высокого сопротивления с Rt ≥ 1 ГОм (Рисунок 3C).
      1. Установите удерживающее напряжение на −60 мВ и компенсируйте емкость электродов с помощью Cp Fast и Cp Slow (Рисунок 3D).
        ПРИМЕЧАНИЕ: Если Rt остается выше 1 ГОм, перейдите к следующему шагу; В противном случае замените элемент или пипетку и повторите шаги 3.2.6-3.2.8.
    9. Приложите кратковременное отрицательное давление, чтобы разорвать клеточную мембрану, образуя цельную клеточную конфигурацию (Рисунок 3E). Выберите Whole Cell в программном обеспечении усилителя сигнала, нажмите Auto для компенсации емкости мембраны (рис. 3F), загрузите протокол Kir и начните запись данных. Повторите шаги 3.2.6-3.2.9 для обработанных клеток.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если последовательное сопротивление (Ra) составляет >30 МОм, выберите новую ячейку. Если 30 МОм > Ra > 10 МОм, примените компенсацию последовательного сопротивления перед записью. Для этого протокола требуется Ra < 10 МОм.
  3. Анализ данных
    1. Откройте программу для анализа данных и загрузите записанные данные. Используйте курсоры для анализа текущих кривых и экспорта данных для построения кривых ВАХ.
    2. Создайте сигнал формы сигнала стимула, выбрав «Правка» > «Создать сигнал формы сигнала стимула », и подтвердите.
    3. Экспортируйте трассировку протокола Kir, выбрав Edit > Transfer Traces, указав полную область трассировки и сигнал (A0 #0) и скопировав данные для дальнейшего анализа.
    4. Экспортируйте репрезентативные текущие трассы Kir, выбрав Edit > Transfer Traces, указав полную область трассировки и сигнал (IN 0) и скопировав данные для создания текущих графиков трассировки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Нормализация данных тока с использованием плотности тока (пА/пФ) для точного сравнения между ячейками различных размеров. Убедитесь, что емкость мембраны (Cm) регистрируется во время эксперимента17.

Результаты

Выделение артериальных гладкомышечных клеток
В первом разделе процедуры подробно описан процесс выделения гладкомышечных клеток из базилярной артерии головного мозга крысы. Этот процесс проиллюстрирован на рисунке 1. Процедура включает ?...

Обсуждение

Запись целых клеток с использованием свежевыделенных клеток восходит к началу 1980-хгодов18, а запись токов каналов от базилярных гладкомышечных клеток грызунов стала широко практиковаться в 1990-хгодах19. С развитием технологий исследователи в?...

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

Эта работа была поддержана Специальной программой талантов Университета традиционной китайской медицины Чэнду в рамках «Плана содействия исследованиям ученых и талантов в области дисциплины Синлинь» (33002324) и Ключевым проектом исследований и разработок для представления научных и технологических талантов высокого уровня в городе Лулян (2022RC28).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Bovine serum albuminSigma, USAB2064
Barium chlorideMacklin Biochemical Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaB861682
CaCl2Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA501330
CameraHamamatsu, JapanC11440
Camera softwareImage J, USAMicro-manager 2.0.0-gammal
Collagenase FSigma, USAC7926
Collagenase HSigma, USAC8051
ComputerLenovo, China~
Data acquisition softwareMolecular Devices, USAClampex 10.4
Data analysis softwareAxon, USAclampfit 10.4
D-glucoseSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA610219
Digital-analog converterMolecular Devices, USAAxon digidata 1550B
DithiothreitolSigma, USAD0632
Drawing softwareSan Diego, California, USAGraphPad 
EGTASangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600077
Glass tubeDL Naturegene Life Sciences.USAB150-86-10
HEPESXiya Reagent Co., Ltd., Shandong, ChinaS3872
KClSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100395
KH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100781
MgCl2·6H2OSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100288
Micromanipulatorsutter, USAMP285A
Micropipette pullersutter, USAP1000
MicroscopeOlympus, JapanIX73
Na2-ATPSigma, USAA26209
Na2HPO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA610404
NaClSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100241
NaH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600878
NaHCO3Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100865
NaOHSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100173
PapainSigma, USAP4762
Potassium-D-gluconateSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA507810
Signal amplifierMolecular Devices, USAAxon MutiClamp 700B
Signal amplifier softwareMolecular Devices, USAMultiClamp Commander software
Sodium nitroprussideSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600867
Statistical analysis softwareSan Diego, California, USAGraphPad 

Ссылки

  1. Goins, R. T., et al. Lower body functioning and correlates among older american indians: The cerebrovascular disease and its consequences in american indians study. BMC Geriatrics. 18 (1), 1-9 (2018).
  2. Mattle, H. P., Arnold, M., Lindsberg, P. J., Schonewille, W. J., Schroth, G. Basilar artery occlusion. Lancet Neurol. 10 (11), 1002-1014 (2011).
  3. Morales, A., Parry, P. V., Jadhav, A., Jovin, T. A novel route of revascularization in basilar artery occlusion and review of the literature. BMJ Case Reports. , 1-6 (2015).
  4. Ghantous, C. M., Azrak, Z., Rahman, F. A., Itani, H. A., Zeidan, A. Assessment of basilar artery reactivity in stroke and subarachnoid hemorrhage using wire myograph. Methods Mol Biol. 34, 625-643 (2016).
  5. Tykocki, N. R., Boerman, E. M., Jackson, W. F. Smooth muscle ion channels and regulation of vascular tone in resistance arteries and arterioles. Compr Physiol. 7 (2), 485-581 (2017).
  6. Wu, B. -. N., et al. Hyposmotic challenge inhibits inward rectifying K+ channels in cerebral arterial smooth muscle cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (2), H1085-H1094 (2007).
  7. Jackson, W. F. Ion channels and vascular. Hypertension. 35 (2), 173-178 (2000).
  8. Jackson, W. F. Potassium channels in the peripheral microcirculation. Microcirculation. 12 (1), 113-127 (2005).
  9. Dogan, M. F., Yildiz, O., Arslan, S. O., Ulusoy, K. G. Potassium channels in vascular smooth muscle: A pathophysiological and pharmacological perspective. Fundam Clin Pharmacol. 33 (5), 504-523 (2019).
  10. Daghbouche-Rubio, N., López-López, J. R., Pérez-García, M. T., Cidad, P. Vascular smooth muscle ion channels in essential hypertension. Front Physiol. 13, 1-9 (2022).
  11. Sahranavard, T., et al. The role of potassium in atherosclerosis. Eur J Clin Invest. 51 (3), 1-19 (2020).
  12. Crecelius, A. R., Dinenno, F. A. Vascular regulation via kir channels and Na+/K+-ATPase. Channels. 9 (4), 171-172 (2015).
  13. Liu, Y., et al. Prostanoids contribute to regulation of inwardly rectifying K+ channels in intrarenal arterial smooth muscle cells. Life Sci. 250, 1-9 (2020).
  14. Li, W., et al. Luteolin-induced coronary arterial relaxation involves activation of the myocyte voltage-gated K+ channels and inward rectifier K+ channels. Life Sci. 221, 233-240 (2019).
  15. Guo, P., et al. Coronary hypercontractility to acidosis owes to the greater activity of tmem16a/ano1 in the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 139, 1-14 (2021).
  16. Jing, Y., et al. Apigenin relaxes rat intrarenal arteries, depresses Ca2+-activated Cl− currents and augments voltage-dependent K+ currents of the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 115, 1-9 (2019).
  17. Manz, K. M., Siemann, J. K., Mcmahon, D. G., Grueter, B. A. Patch-clamp and multi-electrode array electrophysiological analysis in acute mouse brain slices. STAR Protocols. 2 (2), 1-30 (2021).
  18. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  19. Langton, P. D., Standen, N. B. Calcium currents elicited by voltage steps and steady voltages in myocytes isolated from the rat basilar artery. J Physiol. 469, 535-548 (1993).
  20. Kittiwoot, T. -. O., et al. Isolation of intrapulmonary artery and smooth muscle cells to investigate vascular responses. J Vis Exp. (184), e63686 (2022).
  21. Trask, A. J., Lucchesi, P. A., Mccallinhart, P. E., Zhang, X., Husarek, K. E. Isolation of murine coronary vascular smooth muscle cells. J Vis Exp. 111, e53983 (2016).
  22. Ribeiro, M. P., Relvas, R., Chiquita, S., Correia, I. J. Isolation of human umbilical arterial smooth muscle cells (HUASMC). J Vis Exp. (41), e1940 (2010).
  23. Kim, H. J., et al. Increased inward rectifier K+ current of coronary artery smooth muscle cells in spontaneously hypertensive rats; partial compensation of the attenuated endothelium-dependent relaxation via Ca2+-activated K+ channels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 47 (1), 38-48 (2019).
  24. Qiao, Y., et al. Kir2.1 regulates rat smooth muscle cell proliferation, migration, and post-injury carotid neointimal formation. Biochem Biophys Res Commun. 477 (4), 774-780 (2016).
  25. Tykocki, N. R., Bonev, A. D., Longden, T. A., Heppner, T. J., Nelson, M. T. Inhibition of vascular smooth muscle inward-rectifier K+channels restores myogenic tone in mouse urinary bladder arterioles. Am J Physiol Renal Physiol. 312 (5), F836-F847 (2017).
  26. Ko, E. A., Han, J., Jung, I. D., Park, W. S. Physiological roles of K+ channels in vascular smooth muscle cells. Smooth Muscle Res. 44 (2), 65-81 (2008).
  27. Standen, N. B., Quayle, J. M. K+ channel modulation in arterial smooth muscle. Acta Physiol Scand. 164, 549-557 (1998).
  28. Smith, P. D., et al. Kir channels function as electrical amplifiers in rat vascular smooth muscle. J Physiol. 586 (4), 1147-1160 (2008).
  29. Kanda, H., Tonomura, S., Dai, Y., Gu, J. G. Protocol for pressure-clamped patch-clamp recording at the node of Ranvier of rat myelinated nerves. STAR Protocols. 2 (1), 1-12 (2021).
  30. Witchel, H. J., Milnes, J. T., Mitcheson, J. S., Hancox, J. C. Troubleshooting problems with in vitro screening of drugs for qt interval prolongation using HERG K+ channels expressed in mammalian cell lines and Xenopus oocytes. J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (2), 65-80 (2002).
  31. Kodandaramaiah, S. B., Franzesi, G. T., Chow, B. Y., Boyden, E. S., Forest, C. R. Automated whole-cell patch-clamp electrophysiology of neurons in vivo. Nat Methods. 9 (6), 585-587 (2012).
  32. Park, W. S., Han, J., Earm, Y. E. Physiological role of inward rectifier K+ channels in vascular smooth muscle cells. Pflugers Arch. 457 (1), 137-147 (2008).
  33. Thomas, C., Svehla, L., Moffett, B. S. Sodium nitroprusside induced cyanide toxicity in pediatric patients. Expert Opin Drug Saf. 8 (5), 599-602 (2009).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

BaCl2KirSNPKir

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены