نشكر الدكتور دان الخضراء لتوفير مدخلات تقنية من خلال تطوير هذه التقنيات التجريبية. وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة المنحة R01 - EY016849A والأسرة سميث جائزة الباحث جديد.

الجزء الأول : تلفيق التنغستن في زجاج كهربائي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم وضع خاتم الجرافيت في كوب مليئة محلول نترات الصوديوم (0.71g/mL) وهيدروكسيد البوتاسيوم (0.34g/mL) الذائب في الماء 1 ، ويوضع الدورق تحت الذراع الخياطة آلة الخياطة تعديل . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غير مسجلة سلك التنغستن (0.5mm قطرها ، وطول 6cm) إلى ذراع الخياطة بحيث يتم مغمورة جزئيا (1 - 2cm) في الحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم تطبيق 2V عبر السلك التنغستن عن طريق ربط قيادة إيجابية لذراع الخياطة ويؤدي الى حلقة سلبية الجرافيت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتحولت ماكينة الخياطة على وانخفض سلك التنغستن متكررة الى حل بمعدل ~ 4Hz لمدة 2 دقيقة ، والذي يحفر المعدن الكهربائي إلى نقطة حادة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم وضع سلك محفورا على micromanipulator دليل ونقطة محاذاة بتوجيه المجهرية (التكبير 40X) مع رمح ماصة الزجاج (OD 0.25mm ، 0.175mm ID) انسحبت إلى الطرف 1MM مجتذب مع الزجاج. لمنع الحركة خلال الإدراج الأسلاك ، ويتم تأمين مؤقتا الزجاج إلى مرحلة المجهر مع المعجون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> متقدمة بعناية السلك في نهاية unpulled من الزجاج ، وأسفل العمود ، ومن خلال افتتاح 1μm يعتبر قطعة صغيرة من الزجاج الى قطع رأس في شريط الفيديو ، مما يدل على أن تناسب ضيق من التنغستن في الزجاج. وينبغي أن تمتد حول السلك 10MM - 5 بعد تلميح للحصول على تسجيلات الفئران الألياف البصرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم تطبيق Cyanoacrylate إلى نهاية unpulled من الزجاج وبعد تصلب يتم قياس المعاوقة الكهربائية ، حيث الأقطاب 1MΩ العمل عموما أفضل. </li></ol> الجزء الثاني : إعداد التجسيمي وتسجيلات قطار سبايك <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويتضح من نظام عرض الحوافز في شريط الفيديو ، جنبا إلى جنب مع الأجهزة والتجسيمي microdrive لتحديد المواقع وخفض الكهربائي في الدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لأداء الشبكية التسجيلات قطار ارتفاع الفأر هو تخدير ومشلولا في وقت لاحق. وتستخدم الإجراءات الموحدة (غير موضح) عن الإدراج الجراحية للقنية الوريد الفخذي لتسليم المخدرات والقصبة الهوائية (Y - أنبوب) قنية للتهوية الميكانيكية خلال الشلل. التجارب هي محطة للحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الإجراءات التحضيرية ، يتم وضع الحيوان على بطانية والتدفئة هو ثابت في موقف رئيس التجسيمي ، حسب تعريف الدماغ الفئران الأطلس 2 ، مع الأذن والحانات الأسنان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم إدراج التحقيق المستقيم ، الذي يسيطر على بطانية التدفئة عن طريق وحدة تحكم homeothermic التي تحافظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إبرة معدنية تستخدم كما يؤدي إلى قياس ورصد الكهربائي معدل ضربات القلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم فتح الجلد في أعلى الجمجمة وتقاطع لوحات الجمجمة (bregma) التي تعرضت هي. ومن المقرر أن الإطار العارضة مصمم خصيصا في المكان ، وضعت دائرة على الجمجمة حول بلغم من خلال ثقب في العارضة ، وتتم إزالة مؤقتا العارضة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ومعايرة نظام التجسيمي عن طريق وضع إبرة دليل على bregma. ومن حفر حفرة 5 ملم في الجمجمة في مكان ملحوظ ، وإزالة العظام ، وتعريض الدماغ. يتم وضع خاتم رقيقة من المعجون حول فتحة في الجمجمة على شكل خاتم حول الثقب في العارضة ، والتي تتم إعادة تعيين في مكانها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كان هذا الحيوان كان في الطائرة مستقرة للتخدير لحظة ، ويتم حقن مع مشلول من أجل منع حركات العين أثناء جمع البيانات. بعد توقف التنفس والتهوية ميكانيكيا الحيوان. برنامج مخصص مسارات التهوية والفسيولوجية المعلمات في كافة مراحل التجربة ويبلغ المجرب إذا لا بد من العمل التعويضي ينبغي لأي المعلمات إلى خارج المستويات العادية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هو دليل backloaded الإبرة مع التنغستن القطب وخفضت الى الدماغ. بعد اختراق الدماغ هو ملء الحفرة العارضة مع آغار (لا يظهر) ، وفرضت الجمعية microdrive الى العارضة لتحقيق الاستقرار الميكانيكية. التنغستن القطب ومن ثم المتقدمة ببطء (2μm/sec) من الإبرة حتى دليل غيض حوالي 9MM - 8 أسفل الجمجمة ، حيث يقع chiasm البصرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويتم تحديد ارتفاع القطارات المنتمين إلى خلايا الشبكية العقدة التي استجابتها للمدخلات البصرية. على العزلة من الألياف البصرية واحد هو تعيين الحقل تقبلا للخلية سجلت في الفضاء البصري وتتميز خصائص ردها الانجراف مع حواجز شبكية بصرية أو أنماط أخرى من الفائدة. استقرار النظام يسمح لاحد وحدة تسجيلات لعدة ساعات 3. </li></ol> المواد تم شراؤها الكبار براون النرويج الفئران (250 400g) من بائع التجارية ويضم تحت دائرة الضوء تنظيم / الظلام (12/12). وكان المستحث مع حقنة تخدير داخل الصفاق من هيدروكلوريد الكيتامين وزيلازين (70 و 2 ملغم / كغم ، على التوالي ، هنري شين المؤتمر الوطني العراقي) ويحتفظ به لمدة experiment مع التسريب في الوريد من الكيتامين وزيلازين (30 و 1 ملغم / كغم / ساعة) مختلطة مع سكر العنب ، المالحة ، وغالامين triethiodide (40 مغ / كغ / ساعة ، شركة فيشر) عن طريق قسطرة (0.13mm OD ، قطع غيار شركة الصغيرة ) في الوريد الفخذي الأيمن. يتم تضمين غالامين في الخليط إلى شل حركة العين. وتم تعديل معدل ضخ المضخة (WPI المؤتمر الوطني العراقي) حسب الحاجة للحفاظ على استقرار الطائرة التخدير النحو الذي تقدره معدل ضربات القلب وضغط الدم تقلب. بعد الشلل ، والتهوية ميكانيكيا الحيوانية (جهاز هارفارد ، الموديل 683) من خلال القصبة الهوائية قنية في الأنفاس 60-80 / دقيقة (2cc الحجم) ، مع معدل تعديلها عند الضرورة للحفاظ على نهاية المد CO 2 مع قياس خط داخل capnometer (Novametrix المؤتمر الوطني العراقي ، 710Sp النموذجي) ب 30 ٪. وينظم درجة حرارة الجسم عن طريق نظام مراقبة شامل homeothermic (هارفارد جهاز المؤتمر الوطني العراقي). وتم رصد مستمر درجة حرارة الجسم ، في نهاية المد معدل ضربات القلب CO 2 ، وارتفاع ضغط الدم في كافة مراحل التجربة من قبل برنامج LABVIEW. وقدمت محفزات بصرية على شاشة CRT Multiscan سوني 17e (يعني الإنارة من 30 شمعة / م 2) على التوالي في 100 هرتز مع قرار من 800x600 بكسل. وكانت تسيطر عليها الحصول على البيانات ومراقبة الانتاج مع برامج مخصصة مكتوبة في Matlab LABVIEW وبالتزامن مع الفيديو معالج الصور (كامبريدج لأبحاث سيستمز ، بتات + +) وأدوات علم النفس البدني 4. ينظر الحيوان عرض الحوافز (40.4 X 30.2 سم) على مسافة 16.5cm من خلال العدسات اللاصقة (العين الآلات المؤتمر الوطني العراقي) ، وطبق حل العيون بشكل دوري خلال التجربة أن يبقي عينيه رطبة. وكان مكبر المجال البصري للوصول إلى التحفيز عن طريق عكس تركيب الحيوان في جهاز التجسيمي (Stoelting المشارك) 14cm مرتفعة فوق سطح طاولة عائمة (TMC المؤتمر الوطني العراقي) ، ووضع مراقبة على زلاجات مخصص التصميم التي تحركت على طول الطاولة Â ± القوس حوالي 100 درجة الأنف. قدم هذا العرض حقل repositionable التي امتدت 60 درجة وفوق 35 درجة تحت مستوى العين و± 42 درجة أفقيا من مركز مراقبة. ملفقة electodes التنغستن بالأسلاك الحصول على قطع غيار من شركة صغيرة والعرف البورسليكات الزجاج تم الحصول عليها من شركة فريدريش وDimmock A micropippete القياسية مجتذب (سوتر الآلات ، الموديل P - 97) كانت تستخدم لتشكيل طرف زجاج. تم شراؤها من اختبار مقاومة القطب باك للإلكترونيات. كانت متقدمة مع أقطاب النظام microdrive بمحركات (نيوبورت المؤتمر الوطني العراقي ، StepperMike). وتضخمت الكهربائي وإشارات العصب البصري وتصفيتها مع مكبر للصوت مدخلات عالية multielectrode مقاومة (FHC المؤتمر الوطني العراقي ، X - خلية 3x4). تم الكشف عن دقات القلب مع الممي النافذة (WPI المؤتمر الوطني العراقي ، الموديل 121). تم الكشف عن إمكانات عمل العصب وختمها الوقت مع قرار 0.1ms بواسطة الممي الارتفاع الرقمي (FHC المؤتمر الوطني العراقي ، APM). كان ارتفاع الممي بوابات بواسطة إشارة الزناد من الفيديو صورة المعالج بحيث تم تأمين أوقات تصاعد إلى التحفيز.

<ol>
	<li>Levick, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Another+tungsten+microelectrode.">Another tungsten microelectrode.</a> Med Biol Eng. 10 (4), 510-515 (1972).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Freeman, D. K., Heine, W. F., Passaglia, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maintained+discharge+of+rat+retinal+ganglion+cells.">The maintained discharge of rat retinal ganglion cells.</a> Vis Neurosci. 25 (4), 535-548 (2008).</li><li>Brainard, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+psychophysics+toolbox.">The psychophysics toolbox.</a> Spat Vis. 10, 433-436 (1997).</li></ol>

وقد وافق جميع الإجراءات التجريبية من رعاية الحيوان واللجنة المؤسسية استخدم في جامعة بوسطن.

تسجيلات الألياف البصرية هي مقاربة جذابة لمعالجة مسائل تجريبية حول ترميز المعلومات الشبكية ، والتي تتطلب انتقال العين سليمة. وعلاوة على ذلك ، يمكن دراسة خصائص الإشارات من كلتا العينين في حالة فسيولوجية تقريبا نفس إذا تم وضع قطب كهربائي في chiasm البصرية أو المسالك التي ...

single-unit in vivo recordings from the optic chiasm of rat

تبث المعلومات حول العالم البصرية إلى الدماغ في متواليات من إمكانات العمل في محاور الخلايا الشبكية العقدة التي تشكل العصب البصري.<em&gt; في الجسم الحي</emوقد كشفت&gt; تسجيلات لخلية العقدة القطارات ارتفاعا في العديد من النماذج الحيوانية الكثير مما هو معروف عن كيفية العمليات النظام البصري في وقت مبكر وبترميز المعلومات البصرية. ومع ذلك ، فقد كانت هذه التسجيلات النادرة في واحدة من النماذج الحيوانية الأكثر شيوعا ، والفئران ، وذلك بسبب ربما لصعوبة في الكشف عن طفرات اطلقها المحاور القطر الصغير. العديد من النماذج التي تنطوي على الفئران مرض الشبكية تحفيز حاجة لوصف الخصائص الوظيفية للخلايا العقدة من دون إزعاج للعين ، كما هو الحال مع العين أو<em&gt; في المختبر</em&gt; التسجيلات. هنا ، علينا أن نظهر وسيلة لتسجيل خلية العقدة القطارات من ارتفاع chiasm البصرية للتخدير الفئران. نعرض أولا كيف لتلفيق التنغستن في الزجاج الأقطاب التي يمكن أن تلتقط واحدة من النشاط الكهربائي المحاوير خلية العقدة في الفئران. الأقطاب يتفوق كل منها التجارية التي حاولنا. ثم نحن لدينا تصور مصمم خصيصا لنظام التجسيمي<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; البصرية التجارب الفسيولوجيا العصبية ، وإجراءاتنا لإعداد الحيوانية وموثوقة ومستقرة في موضع القطب chiasm البصرية.

Watch this Scientific Journal Video about Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat at JoVE.com

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

خلايا الشبكية العقدة نقل المعلومات البصرية من العين إلى الدماغ مع سلاسل من إمكانات العمل. هنا ، ونحن لشرح كيفية تسجيل إمكانات عمل خلايا العقدة واحد<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; من الفئران تخدير.

وحدة واحدة في الجسم الحي تسجيلات من chiasm البصرية من الجرذ

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

single-unit-in-vivo-recordings-from-the-optic-chiasm-of-rat

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

11.6K Views.  Boston University. خلايا الشبكية العقدة نقل المعلومات البصرية من العين إلى الدماغ مع سلاسل من إمكانات العمل. هنا ، ونحن لشرح كيفية تسجيل إمكانات عمل خلايا العقدة واحد في الجسم الحي من الفئران تخدير.

Video: Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

الفلورسنت وصفها الوراء يسمح لخارج الخلية المستهدفة واحدة وحدة التسجيل من الخلايا العصبية التي تم تحديدها<em&gt; في الجسم الحي</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

إجراء لغرس صالحة المنظمة من Microwires للتسجيلات واحدة وحدة في استيقظ، تتصرف الحيوانات

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

دليل ل<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; تسجيل وحدة واحدة من التي تم تحديدها Optogenetically القشرية التثبيطي Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

البصري مستدعى تسجيل المحتملين في نموذج الفئران التجريبية العصب البصري إزالة الميالين

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

تحديد مبصرة خلية الحساسية الطيفية في نموذج الحشرات من<em&gt; في فيفو</em&gt; بين الخلايا تسجيلات

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

حاد<em&gt; في فيفو</em&gt; تسجيلات الكهربية للميكانيات الميدانية المحلية والنشاط متعدد الوحدات من مسار هيبيرديركت في الفئران تخدير

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

التسجيلات المتزامنة الإمكانات الميدانية المحلية القشرية، ورسم القلب، اليكتروميوجرام وإيقاع من الفئران تتحرك بحرية في التنفس

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

التحقيق تمثيلات الكائن في مجرى Visual الظهرية المكاك استخدام التسجيلات وحدة واحدة

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings

Multichannel electrode arrays offer insight into the working brain and serve to elucidate neural processes at the single-cell and circuit levels. Development of these tools is crucial for understanding complex behaviors and cognition and for advancing clinical applications. However, it remains a challenge to densely record from cell populations stably and continuously over long time periods. Many popular electrodes, such as tetrodes and silicon arrays, feature large cross-diameters that produce damage upon insertion and elicit chronic reactive tissue responses associated with neuronal death, hindering the recording of stable, continuous neural activity. In addition, most wire bundles exhibit broad spacing between channels, precluding simultaneous recording from a large number of cells clustered in a small area. The carbon fiber microelectrode arrays described in this protocol offer an accessible solution to these concerns. The study provides a detailed method for fabricating carbon fiber microelectrode arrays that can be used for both acute and chronic recordings in vivo. The physical properties of these electrodes make them ideal for stable and continuous long-term recordings at high cell densities, enabling the researcher to make robust, unambiguous recordings from single units across months.

Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings

This protocol describes a procedure for constructing carbon fiber microelectrode arrays for chronic and acute in vivo electrophysiological recordings in mouse (Mus musculus) and ferret (Mustela putorius furo) from multiple brain regions. Each step, following the purchase of raw carbon fibers to microelectrode array implantation, is described in detail, with emphasis on microelectrode array construction.

بناء وتنفيذ صفائف الألياف الكربونية Microelectrode للتسجيلات المزمنة والحادة في فيفو

Multichannel electrode arrays offer insight into the working brain and serve to elucidate neural processes at the single-cell and circuit levels. ...

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury are essential for translating novel therapeutic strategies from rodent models to clinical application due to their closer similarities to humans in size and anatomy. Here we describe some in vivo methods to evaluate the function and structure of the retinal ganglion cells (RGCs) and optic nerve (ON) in large animals, including visual evoked potential (VEP), pattern electroretinogram (PERG) and optical coherence tomography (OCT). Both goat and non-human primate were employed in this study. By presenting these in vivo methods step by step, we hope to increase experimental reproducibility among different labs and facilitate the usage of large animal models of optic neuropathies.

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Here we demostrate several in vivo tests (flash visual evoked potential, pattern electroretinogram and optic coherence tomography) in goat and rhesus macaque to understand the structure and function of the optic nerve and its neurons.

في فيفو طرق لتقييم خلية العقدة الشبكية ووظيفة العصب البصري وهيكل في الحيوانات الكبيرة

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury ...