Ringraziamo il dottor Dan Green per la fornitura di input tecnici durante lo sviluppo di queste tecniche sperimentali. Questo lavoro è stato sostenuto da NIH di Grant R01-EY016849A e la famiglia Smith New Investigator Award.

Parte I: Fabbricazione di tungsteno-in-vetro Elettrodi <ol><li> Un anello di grafite è posto in un bicchiere riempito con una soluzione concentrata di nitrato di sodio (0.71g/mL) e idrossido di potassio (0.34g/mL) disciolto in acqua 1 e la coppa è posta sotto il braccio di cucitura di una macchina da cucire modificato . </li><li> Filo di tungsteno (0,5 mm di diametro, lunghezza 6cm) è registrato al braccio di cucitura in modo che sia parzialmente immersa (1-2cm) in soluzione. </li><li> 2V vengono applicati attraverso il filo di tungsteno collegando un cavo positivo al braccio da cucire e un conduttore negativo al anello in grafite. </li><li> La macchina da cucire è accesa e il filo di tungsteno viene immerso ripetutamente in soluzione ad una velocità di circa 4 Hz per 2 minuti, che incide elettroliticamente il metallo a una punta acuminata. </li><li> Il filo inciso è posto su un micromanipolatore manuale e il punto allineati sotto la guida microscopica (ingrandimento 40x) con l&#39;albero di una pipetta di vetro (0,25 mm OD, ID 0,175 millimetri) tirato a una punta 1mm con un estrattore di vetro. Per evitare qualsiasi movimento durante l&#39;inserimento del filo, il vetro è temporaneamente fissata al palco microscopio con stucco. </li><li> Il filo è attentamente avanzate nel fine unpulled del vetro, giù l&#39;albero, e attraverso l&#39;apertura 1μm Un piccolo pezzo di vetro è visto di troncare la punta nel video, che indica una perfetta aderenza del tungsteno nel bicchiere. Il filo dovrebbe estendere a circa 5-10mm oltre la punta per le registrazioni in fibra ottica di ratto. </li><li> Cianoacrilato è applicato alla fine unpulled del vetro e dopo l&#39;indurimento l&#39;impedenza elettrica è misurata, in cui elettrodi 1M in genere funzionano meglio. </li></ol> Parte II: installazione e Stereotassica Recordings Train Spike <ol><li> Il sistema di visualizzazione stimolo è illustrato nel video, insieme con l&#39;apparato stereotassico e microdrive per il posizionamento e abbassare l&#39;elettrodo nel cervello. </li><li> Per eseguire le registrazioni della retina treno punta il topo è anestetizzato e poi paralizzato. Procedure standard (non illustrato) sono utilizzati per l&#39;inserimento di una cannula chirurgica vena femorale per la consegna della droga e un tracheale (Y-tube) cannula per la ventilazione meccanica durante la paralisi. Gli esperimenti sono terminali per l&#39;animale. </li><li> Dopo le procedure preliminari, l&#39;animale viene posto sulla coperta di riscaldamento e la testa è fissata in posizione stereotassica, come definito dal cervello di ratto atlante 2, con l&#39;orecchio e bar dente. </li><li> La sonda rettale è inserito, che controlla la coperta di riscaldamento tramite una unità di controllo homeothermic che mantiene la temperatura corporea a 37 ° C. </li><li> Aghi di metallo vengono utilizzate come porta per misurare l&#39;elettrocardiogramma e cardiofrequenzimetro. </li><li> La pelle è aperto sulla parte superiore del cranio e l&#39;intersezione di lastre del cranio (bregma) è esposto. Una cornice personalizzata traversa si trova in posto, un cerchio è segnato sul cranio intorno begma attraverso un foro nella traversa, e la traversa viene temporaneamente rimosso. </li><li> Il sistema stereotassico è calibrato con il posizionamento dell&#39;ago guida nel bregma. A 5 mm foro è perforato il cranio nella posizione indicata e l&#39;osso è rimossa, esponendo il cervello. Un anello sottile di stucco è posizionato intorno all&#39;apertura nel cranio per formare un sigillo attorno al foro della traversa, che viene riportato in posizione. </li><li> Se l&#39;animale è stato in un piano stabile di anestesia per un po &#39;, viene iniettato con paralitico al fine di prevenire i movimenti oculari durante la raccolta dei dati. Dopo respiro si ferma l&#39;animale è a ventilazione meccanica. Un programma personalizzato tracce parametri di ventilazione e fisiologica per tutto l&#39;esperimento e informa lo sperimentatore se l&#39;azione di compensazione è necessario alcun parametro dovrebbe uscire livelli normali. </li><li> L&#39;ago guida è backloaded con l&#39;elettrodo di tungsteno e chino nel cervello. Dopo la penetrazione cervello traversa il foro è pieno di agar (non mostrato), e l&#39;assemblea microdrive è bloccato per la traversa per la stabilità meccanica. L&#39;elettrodo di tungsteno è poi lentamente avanzato (2μm/sec) l&#39;ago guida fino a quando la punta è di circa 8-9mm sotto il cranio, dove si trova il chiasma ottico. </li><li> Treni di impulsi appartenenti a cellule gangliari della retina sono identificati dal loro risposta a un input visivo. Su isolamento di una singola fibra ottica del campo recettivo della cellula registrato è mappato nello spazio visivo e le sue proprietà di risposta sono caratterizzate da grate fisse o altri modelli visivi di interesse. La stabilità del sistema permette di singole unità registrazioni di alcune ore 3. </li></ol> Materiale Adulti Brown-Norvegia ratti (250-400g) sono stati acquistati da un fornitore commerciale e alloggiati sotto un mercato regolamentato (12/12) ciclo luce / buio. L&#39;anestesia è stata indotta con una iniezione intraperitoneale di cloridrato di ketamina e xilazina (70 e 2 mg / kg, rispettivamente, Henry Schein Inc) e mantenuta per la durata della compeanche provare una infusione endovenosa di ketamina e xilazina (30 e 1 mg / kg / ora) miscelato con destrosio, soluzione salina, e triethiodide gallamine (40 mg / kg / ora, Fischer Inc) attraverso un catetere (0,13 mm OD, parti piccole Inc ) nella vena femorale destra. Gallamine è incluso nella miscela per paralizzare i movimenti degli occhi. La velocità di infusione della pompa (WPI Inc) è stato regolato secondo necessità per mantenere un aereo stabile di anestesia valutata mediante la frequenza cardiaca e della pressione arteriosa variabilità. Dopo la paralisi, l&#39;animale era in ventilazione meccanica (Harvard Apparatus, Modello 683) attraverso una cannula tracheale a 60-80 atti / min (2 cc di volume), con un tasso aggiustato in modo da mantenere la end-tidal CO 2 misurata con un filtro in linea capnometro (Novametrix Inc, Modello 710Sp) al 30%. La temperatura corporea è regolata tramite un sistema di controllo homeothermic coperta (Harvard Apparatus Inc). Temperatura corporea, end-tidal cuore CO 2, il tasso, e la pressione sanguigna sono stati continuamente monitorati per tutta l&#39;esperimento con un programma LabVIEW. Stimoli visivi sono stati presentati in una Multiscan Sony 17e monitor CRT (media luminanza di 30 cd / m 2) in esecuzione a 100 Hz con una risoluzione di 800x600 pixel. Acquisizione dati e di un&#39;uscita monitor sono stati controllati con il software personalizzato scritto in Matlab e LabView in combinazione con un processore di immagini video (Cambridge Research Systems Inc, Bits + +) e la Psicofisica Toolbox 4. L&#39;animale visto il display stimolo (40,4 x 30,2 cm) a una distanza di 16,5 centimetri attraverso lenti a contatto (Ocular Instruments Inc), e la soluzione oftalmica è stata applicata periodicamente durante l&#39;esperimento di tenere gli occhi umidi. Il campo visivo accessibile alla stimolazione è stato massimizzato il montaggio invertire l&#39;animale in un apparato stereotassico (Stoelting Co) 14 centimetri elevata sopra la superficie di una tavola galleggiante (TMC Inc) e impostare il monitor su un design personalizzato slitta che si muoveva sul tavolo lungo arco di ± 100 gradi circa il naso. Questo ha fornito un campo riposizionabile schermo che si estendeva per 60 ° sopra e 35 gradi sotto il livello degli occhi e ± 42 gradi lateralmente dal centro del monitor. Electodes tungsteno sono stati fabbricati con fili ottenuti da piccole parti Inc e personalizzate in vetro borosilicato ottenuti da Friedrich e Dimmock Inc. Uno standard micropippete estrattore (Sutter Instruments, modello P-97) è stato utilizzato per modellare la punta di vetro. Il tester impedenza elettrodo è stato acquistato da Bak-Electronics. Elettrodi sono stati avanzati con un microdrive motorizzato (Newport Inc, StepperMike). Elettrocardiogramma ed i segnali del nervo ottico sono stati amplificati e filtrati con un amplificatore ad alta impedenza di ingresso multielectrode (FHC Inc, X-Cell 3x4). Battiti cardiaci sono stati rilevati con un discriminatore finestra (WPI Inc, Modello 121). Potenziali d&#39;azione del nervo sono stati rilevati e marcati temporalmente con risoluzione 0,1 ms da un picco digitale discriminatore (FHC Inc, APM). Il discriminatore mediati dal picco è stato un segnale di trigger dal processore di immagini video in modo che i tempi di picco sono stati bloccati allo stimolo.

<ol>
	<li>Levick, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Another+tungsten+microelectrode.">Another tungsten microelectrode.</a> Med Biol Eng. 10 (4), 510-515 (1972).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Freeman, D. K., Heine, W. F., Passaglia, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maintained+discharge+of+rat+retinal+ganglion+cells.">The maintained discharge of rat retinal ganglion cells.</a> Vis Neurosci. 25 (4), 535-548 (2008).</li><li>Brainard, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+psychophysics+toolbox.">The psychophysics toolbox.</a> Spat Vis. 10, 433-436 (1997).</li></ol>

Tutte le procedure sperimentali sono state approvate dalla cura degli animali e del Comitato Istituzionale Usa presso la Boston University.

Registrazioni in fibra ottica sono un approccio interessante per affrontare questioni sperimentali sulla codifica le informazioni della retina e la trasmissione che richiedono un occhio intatto. Inoltre, le proprietà di segnalazione di entrambi gli occhi possono essere studiati in praticamente nello stesso stato fisiologico se l&#39;elettrodo è posizionato nel chiasma ottico o delle vie dove l&#39;attività di incrociati e non incrociati fibre del nervo ottico possono essere registrati con una penetrazione del singolo...

single-unit in vivo recordings from the optic chiasm of rat

Informazioni sul mondo visivo viene trasmesso al cervello in sequenze di potenziali d&#39;azione negli assoni delle cellule gangliari retiniche che formano il nervo ottico.<em&gt; In vivo</em&gt; Le registrazioni dei treni delle cellule gangliari picco in diversi modelli animali hanno rivelato molto di ciò che si sa su come i primi processi sistema visivo e codifica le informazioni visive. Tuttavia, tali registrazioni sono stati rari in uno dei modelli animali più comuni, il ratto, probabilmente a causa di difficoltà nel rilevare picchi sparati da assoni di piccolo diametro. I molti modelli delle malattie della retina coinvolgono ratti motivare la necessità di caratterizzare le proprietà funzionali delle cellule gangliari senza disturbare l&#39;occhio, come con intraoculare o<em&gt; In vitro</em&gt; Registrazioni. Qui, dimostrare un metodo per i treni delle cellule gangliari registrazione picco dal chiasma ottico del ratto anestetizzato. Per prima cosa mostreremo come fabbricare tungsteno-in-vetro elettrodi in grado di raccogliere l&#39;attività elettrica di singoli assoni delle cellule gangliari nel ratto. Gli elettrodi superare tutti quelli commerciali che abbiamo provato. Abbiamo poi illustrare il nostro progettato su misura del sistema stereotassico per<em&gt; In vivo</em&gt; Visivo esperimenti neurofisiologia e le nostre procedure per la preparazione degli animali e il posizionamento dell&#39;elettrodo affidabile e stabile nel chiasma ottico.

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Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Cellule gangliari della retina trasmettere informazioni visive dall&#39;occhio al cervello con sequenze di potenziali d&#39;azione. Qui, dimostriamo come registrare le potenziali d&#39;azione delle cellule gangliari singolo<em&gt; In vivo</em&gt; Da topi anestetizzati.

Singola unità In vivo Registrazioni dal chiasma ottico di Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

11.6K Views.  Boston University. Cellule gangliari della retina trasmettere informazioni visive dall'occhio al cervello con sequenze di potenziali d'azione. Qui, dimostriamo come registrare le potenziali d'azione delle cellule gangliari singolo In vivo Da topi anestetizzati.

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Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Le registrazioni elettrofisiologiche dal Percorso di Fiber Gigante D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Ricerca

Neuroscienze

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograda Etichettatura fluorescente Consente mirata extracellulare singola unità di registrazione da parte dei neuroni identificati<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Una procedura per l&#39;impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

Una guida per<em&gt; In vivo</em&gt; Singola unità di registrazione da Optogenetically Identificato corticale inibitorio interneuroni

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central nervous system in a minimally-invasive surgery without bone removal. This technique describes an approach to visualization and direct injection of the optic nerve following minor fascial dissection from the orbital ridge, using a conjunctival traction suture to gently pull the eye down and out. Representative examples of an injected optic nerve show successful injection of dyed beads.

Direct injection into the rat optic nerve is useful for regenerative research. We demonstrate a minimally-invasive technique for direct injection into a rat optic nerve that does not involve opening the skull. Using this method, surgical complications are minimized and recovery is more rapid.

Tecnica mini-invasiva per iniezione in Rat nervo ottico

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Registrazione potenziale evocato visivo in un modello murino di sperimentale del nervo ottico demielinizzazione

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

Determinazione del fotorecettore cellulare Sensibilità spettrale in un modello da insetti<em&gt; In Vivo</em&gt; registrazioni intracellulari

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

acuto<em&gt; In Vivo</em&gt; Registrazioni elettrofisiologiche dei potenziali del campo locale e dell&#39;attività multi-unità dal percorso iperdirezionale nei ratti anestetizzati

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Indagando su rappresentazioni di oggetti nel macaco dorsale Visual flusso utilizzando registrazioni unitario

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Singola unità In vivo Registrazioni dal chiasma ottico di Rat

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Le registrazioni elettrofisiologiche dal Percorso di Fiber Gigante D. melanogaster

Retrograda Etichettatura fluorescente Consente mirata extracellulare singola unità di registrazione da parte dei neuroni identificati

Una procedura per l'impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

Una guida per

Tecnica mini-invasiva per iniezione in Rat nervo ottico

Registrazione potenziale evocato visivo in un modello murino di sperimentale del nervo ottico demielinizzazione

Determinazione del fotorecettore cellulare Sensibilità spettrale in un modello da insetti

acuto

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