Wir danken Dr. Dan Green für die Bereitstellung technischer Aufwand bei der Entwicklung dieser experimentellen Techniken. Diese Arbeit wurde vom NIH Grant R01-EY016849A und die Smith Family New Investigator Award unterstützt.

Teil I: Herstellung von Tungsten-in-Glas-Elektroden <ol><li> Ein Graphit-Ring wird in ein Becherglas mit einer konzentrierten Lösung von Natriumnitrat (0.71g/mL) und Kaliumhydroxid (0.34g/mL) in Wasser 1 gelöst gefüllten, und der Becher unter dem Näharm einer modifizierten Nähmaschine gelegt . </li><li> Tungsten Draht (Durchmesser 0,5 mm, 6 cm Länge) ist es, die Näharm, so dass es teilweise eingetaucht ist (1-2cm) in Lösung aufgezeichnet. </li><li> 2V sind über die Wolfram-Draht durch die Anbringung eines Pluspol an die Näh-Arm und ein Minuspol an die Graphit-Ring angewendet. </li><li> Die Nähmaschine ist eingeschaltet und der Wolfram-Draht wird wiederholt in die Lösung mit einer Rate von ~ 4Hz für 2 min, die elektrolytisch ätzt das Metall zu einer scharfen Spitze eingetaucht. </li><li> Die geätzten Draht wird auf eine manuelle Mikromanipulator und an der Stelle unter mikroskopischer Führung (40x Vergrößerung) mit der Welle eines Glaspipette (0,25 mm OD, 0.175mm ID) gezogen, um eine 1mm-Spitze mit einem Glas puller ausgerichtet ist. Um zu verhindern, Bewegung während Draht Einführen wird das Glas vorübergehend auf dem Mikroskoptisch mit Kitt befestigt. </li><li> Der Draht wird vorsichtig in den unpulled Ende des Glases fortgeschritten, in den Schacht, und durch die 1 &amp;mgr; Öffnung Ein kleines Stück Glas gesehen brechen Sie die Spitze in dem Video, was auf einen festen Sitz der Wolfram in das Glas. Der Draht sollte etwa 5-10mm über die Spitze für Ratten LWL-Aufnahmen zu erweitern. </li><li> Cyanacrylat ist es, die unpulled Ende des Glases aufgetragen und nach dem Aushärten die elektrische Impedanz wird gemessen, wo 1MΩ Elektroden in der Regel am besten funktionieren. </li></ol> Teil II: Stereotaktische Setup und Spike Zug Recordings <ol><li> Der Stimulus-Display-System ist in dem Video dargestellt, zusammen mit den stereotaktischen Apparat und Microdrive für die Positionierung und die Senkung der Elektrode in das Gehirn. </li><li> Zur Durchführung der Netzhaut spike Zug Aufnahmen der Ratte wird betäubt und später gelähmt. Standard-Verfahren (nicht dargestellt) für die chirurgische Insertion eines femoralis Kanüle für Drug-Delivery und eine tracheale (Y-Rohr) Kanüle zur mechanischen Beatmung während der Lähmung eingesetzt. Die Experimente sind Terminals für das Tier. </li><li> Nach vorbereitenden Verfahren wird das Tier auf der Heizdecke gelegt und der Kopf ist in stereotaktische Position fixiert, wie von Rattenhirn atlas 2 definiert, mit Ohr und Zahn Bars. </li><li> Die rektale Sonde eingesetzt wird, steuert die Heizdecke über eine homeothermic Steuergerät, das die Körpertemperatur hält bei 37 ° C. </li><li> Metall-Nadel verwendet werden, wie führt zu dem Elektrokardiogramm und überwachen die Herzfrequenz zu messen. </li><li> Die Haut ist auf der Oberseite des Schädels geöffnet und der Schnittpunkt der Schädel-Platten (Bregma) ausgesetzt ist. Ein speziell konstruiertes Gestell Querlatte anstelle gesetzt ist, wird ein Kreis auf dem Schädel um begma durch ein Loch in die Querlatte markiert, und die Latte ist vorübergehend entfernt. </li><li> Die stereotaktischen Systems wird durch die Positionierung der Führungsnadel über Bregma kalibriert. Ein 5-mm-Loch in den Schädel an der markierten Stelle gebohrt und der Knochen wird entfernt, so dass das Gehirn. Ein dünner Ring von Kitt ist rund um die Öffnung im Schädel platziert, um eine Dichtung um das Loch in der Latte, die zurückgesetzt wird in Stelle zu bilden. </li><li> Wenn das Tier auf einem stabilen Ebene der Narkose für eine Weile ist es mit Gelähmten injiziert, um Augenbewegungen während der Datenerfassung zu verhindern. Nach Atemstillstand das Tier mechanisch belüftet ist. Ein benutzerdefiniertes Programm Tracks Lüftungs-und physiologischen Parameter während des gesamten Experiments und informiert den Experimentator, wenn kompensatorische Maßnahmen sind erforderlich, sollten alle Parameter außerhalb der normalen Niveaus zu gehen. </li><li> Die Führungsnadel ist mit dem Wolfram-Elektrode Backloaded und senkte in das Gehirn. Nach Hirnpenetration die Querlatte Loch ist mit Agar (nicht dargestellt) gefüllt, und das Microdrive Montage ist die Latte für die mechanische Stabilität geklemmt. Die Wolfram-Elektrode wird dann langsam fortgeschritten (2μm/sec) die Führungsnadel, bis die Spitze ist ca. 8-9mm unterhalb der Schädelbasis, wo das Chiasma befindet. </li><li> Spike Züge gehören retinalen Ganglienzellen durch ihre Reaktion auf visuellen Input identifiziert. Nach Isolierung eines einzigen Lichtwellenleiter das rezeptive Feld der aufgenommenen Zelle ist in visuellen Raum kartiert und ihre Reaktion Eigenschaften sind mit treibenden Gitter oder andere visuelle Muster von Interesse geprägt. Die Stabilität des Systems ermöglicht eine Single-Unit-Aufnahmen von mehreren Stunden 3. </li></ol> Materialien Adult Brown-Norway Ratten (250-400g) wurden von einem kommerziellen Anbieter erworben und beherbergt unter einem geregelten (12/12) Hell / Dunkel-Zyklus. Die Narkose wurde mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin-Hydrochlorid und Xylazin (70 und 2 mg / kg bzw. Henry Schein Inc.) induziert und aufrecht erhalten für die Dauer des experiment mit einer intravenösen Infusion von Ketamin und Xylazin (30 und 1 mg / kg / h) mit Dextrose, Salz vermischt und gallamine triethiodide (40 mg / kg / h, Fischer Inc) durch einen Katheter (0,13 mm OD, Small Parts Inc ) in die rechte Vena femoralis. Gallamine wird in der Mischung, um Augenbewegungen zu lähmen enthalten. Die Infusion der Pumpe (WPI Inc) eingestellt wurde, wie notwendig, um eine stabile Ebene der Narkose zu halten, wie Herzfrequenz und Blutdruck Variabilität beurteilt. Nach Lähmung, war das Tier mechanisch beatmet (Harvard Apparatus, Model 683) durch eine Trachealkanüle bei 60-80 Atemzüge / min (2cc Volumen), wobei die Rate bei Bedarf angepasst werden, um zu halten endexspiratorischen CO 2 mit einem in-line gemessen Kapnometer (Novametrix Inc, Model 710Sp) bei 30%. Die Körpertemperatur wurde über eine homeothermic Decke Steuerung (Harvard Apparatus Inc) geregelt. Körpertemperatur, endexspiratorischen CO 2, Herzfrequenz und Blutdruck wurden kontinuierlich während des gesamten Versuchs von einem LabVIEW-Programm überwacht. Visuelle Reize wurden auf einem Sony Multiscan 17e CRT-Monitor (mittlere Leuchtdichte von 30 cd / m 2) mit 100 Hz mit einer Auflösung von 800x600 Pixel dargestellt. Datenerfassung und-Monitor-Ausgang wurden mit kundenspezifischer Software in Matlab und LabView in Verbindung mit einem Video-Bild-Prozessor (Cambridge Research Systems Inc, Bits + +) und die Psychophysik Toolbox 4 geschrieben wurde. Das Tier sah den Reiz Display (40,4 x 30,2 cm) in einem Abstand von 16,5 cm durch Kontaktlinsen (Ocular Instruments Inc) und Augentropfen wurde periodisch während des Experiments zu halten die Augen feucht angewendet. Das Gesichtsfeld zugänglich Stimulation wurde durch reverse Montage des Tieres in einem stereotaktischen Apparat (Stölting Co) erhöhten 14cm über der Oberfläche eines schwebenden Tisch (TMC Inc) und die Einstellung des Monitors auf einem speziell entwickelten Schlitten, auf dem Tisch entlang bewegt maximiert von ± 100 Grad Bogen um die Nase. Dies ergab ein repositionierbar Anzeigefeld, dass 60-Grad oberhalb und 35-Grad unterhalb der Augenhöhe und ± 42-Grad seitlich von der Mitte des Monitors erweitert. Tungsten electodes wurden mit Draht von Small Parts Inc und benutzerdefinierte Borosilikatglas von Friedrich und Dimmock Inc. Ein Standard micropippete Puller (Sutter Instruments, Modell P-97) erhalten wurde hergestellt wurde benutzt, um das Glas Tip Shape. Die Elektrodenimpedanz-Tester wurde von Bak-Electronics gekauft. Die Elektroden wurden mit einem motorisierten Microdrive-System (Newport Inc, StepperMike) fortgeschritten. Elektrokardiogramm und Sehnerv Signale wurden verstärkt und mit einer hohen Eingangsimpedanz Multielektroden Verstärker (FHC Inc, X-Cell 3x4) filtriert. Herzschläge wurden mit einem Fenster-Diskriminator (WPI Inc, Model 121) festgestellt. Nerve Aktionspotentiale wurden erkannt und mit einem Zeitstempel versehen mit 0,1 ms Auflösung von einer digitalen spike Diskriminator (FHC Inc., APM). Die Spike-Diskriminator wurde gated durch ein Trigger-Signal aus dem Video-Bildprozessor, so dass Spike mal auf den Stimulus wurden gesperrt.

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	<li>Levick, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Another+tungsten+microelectrode.">Another tungsten microelectrode.</a> Med Biol Eng. 10 (4), 510-515 (1972).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Freeman, D. K., Heine, W. F., Passaglia, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maintained+discharge+of+rat+retinal+ganglion+cells.">The maintained discharge of rat retinal ganglion cells.</a> Vis Neurosci. 25 (4), 535-548 (2008).</li><li>Brainard, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+psychophysics+toolbox.">The psychophysics toolbox.</a> Spat Vis. 10, 433-436 (1997).</li></ol>

Alle Experimente wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss an der Boston University zugelassen.

Glasfaser-Aufnahmen sind ein attraktiver Ansatz für die Bewältigung experimentellen Fragen zu retinalen Informationen Kodierung und Übertragung, die eine intakte Auge erfordern. Darüber hinaus kann die Signalisierung Eigenschaften beider Augen in nahezu der gleichen physiologischen Zustand untersucht werden, wenn die Elektrode in das Chiasma oder Trakt, wo die Aktivität von gekreuzten und ungekreuzten Sehnervenfasern mit einer einzigen Elektrode Eindringen aufgezeichnet werden kann positioniert ist. Glasfaser-Aufna...

single-unit in vivo recordings from the optic chiasm of rat

Informationen über die visuelle Welt ist, das Gehirn in Sequenzen von Aktionspotentialen in retinalen Ganglienzellen Axone, die den Sehnerv übertragen.<em&gt; In-vivo-</em&gt; Aufnahmen von Ganglienzellen spike Züge in verschiedenen Tiermodellen haben viel von dem, was darüber, wie die frühen visuellen System bekannten Verfahren offenbart und kodiert visueller Informationen. Allerdings haben solche Aufnahmen wurden in einem der am häufigsten Tiermodellen, die Ratte, möglicherweise wegen Schwierigkeiten bei der Erkennung Spikes von kleinem Durchmesser Axone abgefeuert selten. Die vielen Netzhauterkrankungen Modelle mit Ratten zu motivieren ein Bedürfnis für die Charakterisierung der funktionellen Eigenschaften von Ganglienzellen, ohne das Auge, wie bei intraokularen oder<em&gt; In-vitro-</em&gt; Aufnahmen. Hier zeigen wir eine Methode zur Aufzeichnung Ganglienzelle spike Züge aus dem Chiasma der narkotisierten Ratte. Wir zeigen zunächst, wie Wolfram-in-Glas-Elektroden, abholen elektrische Aktivität von einzelnen Ganglienzelle Axone von Ratten kann fabrizieren. Die Elektroden übertreffen alle kommerziellen dass wir versucht haben. Wir haben dann zeigen unsere maßgeschneiderten stereotaktischen Systems zur<em&gt; In vivo</em&gt; Visuellen Neurophysiologie Experimente und unsere Verfahren für tierische Vorbereitung und zuverlässige und stabile Platzierung der Elektroden in das Chiasma.

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Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinalen Ganglienzellen übertragen visuelle Informationen vom Auge an das Gehirn mit Sequenzen der Aktionspotentiale. Hier zeigen wir, wie man die Aktionspotentiale einzelner Ganglienzellen Rekord<em&gt; In vivo</em&gt; Von narkotisierten Ratten.

Single-Einheit In-vivo- Aufnahmen aus dem Chiasma der Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

11.6K Aufrufe.  Boston University. Retinalen Ganglienzellen übertragen visuelle Informationen vom Auge an das Gehirn mit Sequenzen der Aktionspotentiale. Hier zeigen wir, wie man die Aktionspotentiale einzelner Ganglienzellen Rekord In vivo Von narkotisierten Ratten.

Serie: Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograde Fluoreszenzmarkierung Ermöglicht Gezielte Extracellular Einzel-Einheit Aufnahme von identifizierten Neuronen<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Forschung

Neurowissenschaften

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Ein Verfahren für die Implantation von Mikrodrähte Organisierte Arrays für Einzel-Einheit Recordings in Awake, Behaving Tiere

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

Ein Leitfaden zur<em&gt; In vivo</em&gt; Single-Unit-Aufnahme von Optogenetically Identifizierte kortikalen inhibitorischen Inter

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

Bestimmung der Sehzellen Spektrale Empfindlichkeit in einem Insekt Modell aus<em&gt; In Vivo</em&gt; Intrazellulärer Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Untersuchung von Objekt-Vertretungen in den Makaken dorsalen Visual Stream mit Monoblock-Aufnahmen

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings

Multichannel electrode arrays offer insight into the working brain and serve to elucidate neural processes at the single-cell and circuit levels. Development of these tools is crucial for understanding complex behaviors and cognition and for advancing clinical applications. However, it remains a challenge to densely record from cell populations stably and continuously over long time periods. Many popular electrodes, such as tetrodes and silicon arrays, feature large cross-diameters that produce damage upon insertion and elicit chronic reactive tissue responses associated with neuronal death, hindering the recording of stable, continuous neural activity. In addition, most wire bundles exhibit broad spacing between channels, precluding simultaneous recording from a large number of cells clustered in a small area. The carbon fiber microelectrode arrays described in this protocol offer an accessible solution to these concerns. The study provides a detailed method for fabricating carbon fiber microelectrode arrays that can be used for both acute and chronic recordings in vivo. The physical properties of these electrodes make them ideal for stable and continuous long-term recordings at high cell densities, enabling the researcher to make robust, unambiguous recordings from single units across months.

Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings

This protocol describes a procedure for constructing carbon fiber microelectrode arrays for chronic and acute in vivo electrophysiological recordings in mouse (Mus musculus) and ferret (Mustela putorius furo) from multiple brain regions. Each step, following the purchase of raw carbon fibers to microelectrode array implantation, is described in detail, with emphasis on microelectrode array construction.

Konstruktion und Implementierung von Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays für chronische und akute In-vivo-Aufnahmen

Multichannel electrode arrays offer insight into the working brain and serve to elucidate neural processes at the single-cell and circuit levels. ...

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury are essential for translating novel therapeutic strategies from rodent models to clinical application due to their closer similarities to humans in size and anatomy. Here we describe some in vivo methods to evaluate the function and structure of the retinal ganglion cells (RGCs) and optic nerve (ON) in large animals, including visual evoked potential (VEP), pattern electroretinogram (PERG) and optical coherence tomography (OCT). Both goat and non-human primate were employed in this study. By presenting these in vivo methods step by step, we hope to increase experimental reproducibility among different labs and facilitate the usage of large animal models of optic neuropathies.

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Here we demostrate several in vivo tests (flash visual evoked potential, pattern electroretinogram and optic coherence tomography) in goat and rhesus macaque to understand the structure and function of the optic nerve and its neurons.

Im lebenden Organismus Methoden zur Beurteilung der Funktion und Struktur retinaler Ganglienzellen und Sehnerven bei Großtieren

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury ...