אנו מודים ד&quot;ר דן גרין עבור מתן הזנה טכניים במהלך הפיתוח של אלה ניסיוני בטכניקות. עבודה זו נתמכה על ידי NIH גרנט R01-EY016849A ואת המשפחה החדשה סמית בפרס החוקר.

אני חלק: המצאה של טונגסטן ב-Glass אלקטרודות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טבעת גרפיט ממוקם כוס מלא עם פתרון מרוכזת של נתרן חנקתי (0.71g/mL) ו אשלגן הידרוקסיד (0.34g/mL) מומס במים 1, ואת כוס ממוקמת מתחת לזרוע התפירה של מכונת תפירה שונה . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תיל טונגסטן (0.5mm קוטר, אורך 6cm) הוא מודבק הזרוע תפירה כך הוא שקוע חלקית (1-2cm) בתמיסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 2V מוחלים מעבר לגדר טונגסטן על ידי הצמדת להוביל חיובית הזרוע תפירה להוביל שלילי לזירה גרפיט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכונת התפירה מופעל חוט טונגסטן הוא טבל שוב ושוב בקצב של ~ 4Hz במשך 2 דקות, אשר אלקטרוליטים etches המתכת לנקודה חדה לתוך פתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החוט חרוט מושם על micromanipulator מדריך ונקודת מיושר תחת הדרכתו מיקרוסקופיים (בהגדלה 40X) עם פיר של פיפטה זכוכית (0.25mm OD, 0.175mm ID) משכו אל קצה 1mm עם חולץ זכוכית. כדי למנוע תנועה במהלך החדרת תיל, זכוכית מאובטח זמנית על הבמה מיקרוסקופ עם מרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חוט הוא מתקדם בזהירות לתוך סוף unpulled של הזכוכית, דרך פיר, וכן דרך הפתח 1μm פיסה קטנה של זכוכית נראית לנתק את קצה של וידאו, מה שמעיד על התאמה הדוקה של הטונגסטן בכוס. החוט צריך להאריך סביב 5-10mm מעבר לקצה עבור הקלטות עכברוש סיבים אופטיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Cyanoacrylate מוחל סוף unpulled של הזכוכית לאחר התקשות עכבה חשמלית נמדדת, שם אלקטרודות 1MΩ בדרך כלל את העבודה הטובה ביותר. </li></ol> חלק שני: הגדרת Stereotaxic והקלטות ספייק רכבת <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערכת התצוגה גירוי מומחש וידאו, יחד עם המנגנון Microdrive stereotaxic ועל מיצוב והורדת אלקטרודה למוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבצע רשתית הקלטות ספייק הרכבת עכברוש הוא מורדם ומשותק מאוחר יותר. נהלים רגילה (לא מצויר) משמשים הכניסה כירורגית של צינורית עורק הירך עבור משלוח הסמים ואת צינורית לקנה הנשימה (Y-tube) אוורור מכני במהלך שיתוק. הניסויים הם מסוף החיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר תהליך הכנה, החיה מושם על השמיכה חימום הראש מקובע למקומו stereotaxic, כפי שהוגדר על ידי מוח החולדה אטלס 2, עם אוזן וברים השן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדיקה רקטלית מוכנס, אשר שולטת על שמיכה חימום באמצעות יחידת בקרת homeothermic המקיימת את טמפרטורת הגוף על 37 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחט מתכת משמשים מוביל למדוד את קצב הלב ואת רל לפקח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העור הוא פתח על גבי הגולגולת לצומת לוחות הגולגולת (גבחת) חשוף. מסגרת אישית מעוצבת למשקוף מוגדר במקום, עיגול מסומן על הגולגולת מסביב begma דרך חור למשקוף, ואת המוט הוסר באופן זמני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המערכת stereotaxic הוא מכויל על ידי מיקום המחט מדריך על גבחת. חור 5 מ&quot;מ הוא קדח לתוך הגולגולת במקום המסומן לבין עצם מוסר, לחשוף את המוח. טבעת דקה של מרק ממוקם סביב הפתח בגולגולת כדי ליצור חותם סביב החור למשקוף, המהווה לאפס למקומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם החיה כבר בשעה מטוס יציבה של הרדמה במשך זמן מה, הוא מוזרק עם שיתוק על מנת למנוע תנועות עיניים במהלך איסוף הנתונים. לאחר נשימה עוצר את החיה מאוורר מכאני. תוכנית אישית מסלולים פרמטרים פיזיולוגיים אוורור לאורך כל הניסוי מודיע הנסיין אם הפיצוי פעולה נדרשת כל הפרמטרים צריכים לצאת החוצה רמות נורמליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחט המדריך הוא backloaded עם אלקטרודת טונגסטן והוריד לתוך המוח. לאחר החדירה למוח החור למשקוף מלא אגר (לא מוצג), ואת הרכבה Microdrive הוא הידק את המוט על יציבות מכנית. אלקטרודה טונגסטן ואז הוא מתקדם לאט לאט (2μm/sec) את המחט עד קצה מדריך הוא כ 8-9 מ&quot;מ מתחת לגולגולת, שבה התצלובת האופטית ממוקם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רכבות ספייק השייכים לתאי הגנגליון ברשתית מזוהים תגובתם קלט חזותי. עם בידוד של סיבים אופטיים יחיד בשטח פתוח של התא רשמה ממופה במרחב החזותי ומאפיינים בתשובתה מאופיינים עם gratings נסחף או דפוסים חזותיים אחרים בעלי עניין. יציבות המערכת מאפשרת יחיד יחידת הקלטות של כמה שעות 3. </li></ol> חומרים למבוגרים בראון, נורבגיה חולדות (250, 400) נרכשו מהספק מסחרי שוכנו תחת מחזור מוסדר אור / חושך (12/12). הרדמה הושרה עם זריקה intraperitoneal של hydrochloride קטמין ו xylazine (70 ו - 2 מ&quot;ג / ק&quot;ג, בהתאמה, הנרי שיין Inc) ומתוחזק למשך experiment עם עירוי תוך ורידי של קטמין ו xylazine (30 ו - 1 מ&quot;ג / ק&quot;ג / שעה) מעורבב עם דקסטרוז, מלוחים, ו triethiodide gallamine (40 מ&quot;ג / ק&quot;ג / שעה, פישר Inc) באמצעות קטטר (0.13mm OD, חלקים קטנים Inc ) בעורק הירך הימני. Gallamine נכלל התערובת לשתק את תנועות עיניים. קצב עירוי של המשאבה (WPI Inc) הותאם לפי הצורך כדי לשמור על מטוס יציבה של הרדמה כפי שהוערכו על ידי קצב הלב ואת לחץ הדם השונות. לאחר שיתוק, החיה היה מאוורר מכאני (הרווארד Apparatus, דגם 683) דרך צינורית לקנה הנשימה על 60-80 נשימות / דקה (2cc נפח), עם שיעור מותאם לפי הצורך כדי לשמור על הקצה גאות CO 2 נמדד עם קו- capnometer (Novametrix Inc, דגם 710Sp) על 30%. טמפרטורת הגוף היה מוסדר באמצעות מערכת בקרה homeothermic שמיכה (הרווארד Apparatus Inc). טמפרטורת הגוף, סוף הגאות CO 2, קצב הלב, לחץ דם נוטרו באופן רציף לאורך כל הניסוי באמצעות תוכנת LabVIEW. גירויים חזותיים הוצגו על Multiscan סוני 17e צג CRT (ממוצע בהיקות של 30 cd / m 2) פועל ב 100 הרץ עם רזולוציה של 800x600 פיקסלים. רכישת נתונים פלט לפקח נשלטו עם תוכנות מותאמות אישית נכתב Matlab ו LabVIEW בשילוב עם מעבד תמונה ווידאו (Cambridge Research Systems Inc, Bits + +) ואת ארגז הכלים Psychophysics 4. בעלי חיים הנצפים התצוגה גירוי (40.4 x 30.2 ס&quot;מ) במרחק של 16.5cm דרך עדשות מגע (Ocular מכשירים Inc), והפתרון עיניים יושמה במהלך הניסוי מעת לעת כדי לשמור על עיניים לחות. שדה הראייה נגיש גירוי היה מוגדל על ידי הרכבה להפוך את החיה במנגנון stereotaxic (Stoelting Co) 14cm מוגבה מעל פני השולחן צף (TMC Inc) ואת הגדרת לפקח על מזחלת אישית מעוצבת שזז על השולחן יחד ± 100 מעלות קשת על האף. זה בתנאי שדה להציג repositionable שנמשכה 60 מעלות מעל 35 מעלות מתחת לגובה העיניים ± 42 מעלות רוחבית ממרכז המסך. Electodes טונגסטן היו מפוברקות עם חוט המתקבל חלקים קטנים Inc אישית זכוכית בורוסיליקט המתקבל פרידריך דימוק בע&quot;מ micropippete תקן חולץ (סאטר מכשירים, דגם P-97) שימש לעצב את קצה של כוס. הבוחן עכבה אלקטרודה נרכש מ-Bak אלקטרוניקה. אלקטרודות היו מתקדמים עם Microdrive ממונע המערכת (Newport Inc, StepperMike). רל אותות עצב הראייה היו מוגבר מסונן עם מגבר multielectrode גבוה עכבה (fhc Inc, X-Cell 3x4). פעימות הלב התגלו עם מאבחן חלון (WPI Inc, דגם 121). פעולה פוטנציאלים עצב התגלו זמן חותמת עם רזולוציה 0.1ms על ידי עלייה דיגיטלי מאבחן (fhc Inc, APM). מאבחן ספייק היתה מגודרת על ידי אות ההדק מהמעבד וידאו התמונה כך פעמים ספייק ננעלו לגירוי.

<ol>
	<li>Levick, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Another+tungsten+microelectrode.">Another tungsten microelectrode.</a> Med Biol Eng. 10 (4), 510-515 (1972).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Freeman, D. K., Heine, W. F., Passaglia, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maintained+discharge+of+rat+retinal+ganglion+cells.">The maintained discharge of rat retinal ganglion cells.</a> Vis Neurosci. 25 (4), 535-548 (2008).</li><li>Brainard, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+psychophysics+toolbox.">The psychophysics toolbox.</a> Spat Vis. 10, 433-436 (1997).</li></ol>

כל הליכי הניסוי אושרו על ידי טיפול בבעלי חיים מוסדיים ועדת השתמש באוניברסיטת בוסטון.

הקלטות סיבים אופטיים הם גישה אטרקטיבית לטיפול ניסיוני שאלות על קידוד מידע הילוכים הרשתית המצריכים עין כנן. יתר על כן, תכונות האיתות של שתי העיניים ניתן ללמוד במצב פיזיולוגי כמעט זהה אם את האלקטרודה ממוקמת ב התצלובת הראייה או מערכת שבה הפעילות של ושילבה שוב ושוב את סיבי עצב הראייה יכול להיות מוקלט עם חדירת אלקטרודה בודדת. הקלטות סיבים אופטיים נפוצים חתול אך לא פופולרי חיות מודלים אחרים המשמשים במחקר חזון, כגון מכרסמים, אולי בזכות גודלם הקטן. ניסינו מגוון של אלקטרודות המסחרי של עכבה חומר דומה, שאף אחד מהם לא היו מצליחים להרים פעילות סיב יחיד חולדה, שלא לדבר על הקלטה זה במשך כמה שעות כמו שלנו יכול אלקטרודות. משמעות הדבר היא כי הגיאומטריה מסוים של האלקטרודות שלנו, אשר יש קצה ארוכה, חדה לעומת קצה קהה רחב של מטרות מסחריות טיפוסי, חשוב בידוד אמין ויציב של תא גנגליון רכבות האקסון ספייק. בנוסף מראה כיצד לפברק אלקטרודות אלה, אנו ממחישים מערכת אישית מעוצבת שלנו stereotaxic עבור במחקר vivo neurophysiological חזותית. המערכת בנויה על מנת להגן על microelectrode עכבה גבוהה מן רטט סביבתיים מרעש אלקטרומגנטית. זה קריטי עבור הקלטה הפוטנציאלים פעולה קטן המיוצר על ידי אקסונים (לעומת גופי התא) לתקופה ממושכת של זמן, במיוחד עם צג המחשב בעמדה הסמוכה. היא עושה זאת עם יציבות יוצאת דופן אות לרעש יחס, עם זמני הקלטה אופייני שעה או יותר ורמות רעש בסדר גודל של עשרות מיקרוולטים. תכונות אלו הופכות את ההתקנה שימושית במיוחד עבור החוקרים חזון במטרה להקליט in vivo של סיבי עצב של הרשתית או אזורים אחרים במוח.

single-unit in vivo recordings from the optic chiasm of rat

מידע על עולם חזותי מועבר למוח ברצפים של פוטנציאל פעולה הרשתית האקסונים תא גנגליון היוצרים את עצב הראייה.<em&gt; ב-vivo</em&gt; הקלטות של תא גנגליון רכבות ספייק במודלים של בעלי חיים שונים חשפו הרבה מה ידוע על כמה תהליכים בתחילת מערכת הראייה מקודד מידע חזותי. עם זאת, הקלטות כאלה היו נדירים אחד המודלים הנפוצים ביותר בבעלי חיים, העכברוש, ואולי בשל הקושי באיתור קוצים שנורו על ידי אקסונים בקוטר קטן. דגמים רבים מחלת רשתית מעורבים החולדות להניע צורך לאפיין את המאפיינים תפקודית של תאים הגנגליון מבלי להפריע את העין, כמו התוך עיני או<em&gt; במבחנה</em&gt; הקלטות. הנה, אנחנו מדגימים שיטה הגנגליון הקלטה רכבות תא ספייק מ התצלובת הראייה של החולדה בהרדמה. אנחנו הראשונים להראות כיצד לפברק טונגסטן ב-זכוכית אלקטרודות יכול להרים הפעילות החשמלית של תא יחיד אקסונים הגנגליון של עכברוש. האלקטרודות להכות כל אלה מסחריים ניסינו. לאחר מכן, אנו ממחישים מערכת אישית מעוצבת שלנו stereotaxic עבור<em&gt; In vivo</em&gt; חזותית ניסויים הנוירופיזיולוגיה ונהלים שלנו להכנת בעלי חיים מיקום האלקטרודה אמין ויציב התצלובת הראייה.

Watch this Scientific Journal Video about Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat at JoVE.com

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

בתאי הגנגליון ברשתית מעבירים מידע חזותי מן העין אל המוח עם רצפים של פוטנציאל פעולה. כאן, אנו מדגימים כיצד להקליט את פוטנציאל הפעולה של תאים גנגליון יחיד<em&gt; In vivo</em&gt; מן החולדות בהרדמה.

יחידה יחידה ב-vivo הקלטות של התצלובת הראייה של עכברוש

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

single-unit-in-vivo-recordings-from-the-optic-chiasm-of-rat

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

11.6K Views.  Boston University. בתאי הגנגליון ברשתית מעבירים מידע חזותי מן העין אל המוח עם רצפים של פוטנציאל פעולה. כאן, אנו מדגימים כיצד להקליט את פוטנציאל הפעולה של תאים גנגליון יחיד In vivo מן החולדות בהרדמה.

Video: Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

תיוג של פלורסנט מדרדר מאפשר להקלטה ממוקדת חד תאית מיחידת נוירונים שזוהו<em&gt; בvivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

הליך השתלת מערכים מאורגנים של Microwires להקלטות יחידה אחת בAwake, מתנהגת בעלי חיים

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and postsynaptic projections to the visual cortex. Based on its distinct anatomical structure and convenient accessibility, it has become the favored structure for studies on neuronal survival, axonal regeneration, and synaptic plasticity. Recent advancements in MR imaging have enabled the in vivo visualization of the retino-tectal part of this projection using manganese mediated contrast enhancement (MEMRI). Here, we present a MEMRI protocol for illustration of the visual projection in mice, by which resolutions of (200 &#181;m)3 can be achieved using common 3 Tesla scanners. We demonstrate how intravitreal injection of a single dosage of 15 nmol MnCl2 leads to a saturated enhancement of the intact projection within 24 hr. With exception of the retina, changes in signal intensity are independent of coincided visual stimulation or physiological aging. We further apply this technique to longitudinally monitor axonal degeneration in response to acute optic nerve injury, a paradigm by which Mn2+ transport completely arrests at the lesion site. Conversely, active Mn2+ transport is quantitatively proportionate to the viability, number, and electrical activity of axon fibers. For such an analysis, we exemplify Mn2+ transport kinetics along the visual path in a transgenic mouse model (NF-&#954;B p50KO) displaying spontaneous atrophy of sensory, including visual, projections. In these mice, MEMRI indicates reduced but not delayed Mn2+ transport as compared to wild type mice, thus revealing signs of structural and/or functional impairments by NF-&#954;B mutations.
In summary, MEMRI conveniently bridges in vivo assays and post mortem histology for the characterization of nerve fiber integrity and activity. It is highly useful for longitudinal studies on axonal degeneration and regeneration, and investigations of mutant mice for genuine or inducible phenotypes.

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

This video illustrates a method, using a clinical 3 T scanner, for contrast-enhanced MR imaging of the na&#239;ve mouse visual projection and for repetitive and longitudinal in vivo studies of optic nerve degeneration associated with acute optic nerve crush injury and chronic optic nerve degeneration in knock-out mice (p50KO).

בהדמית vivo של יושרה סיבי עצב הראייה על ידי contrast-enhanced MRI בעכברים

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

מדריך ל<em&gt; בשנת vivo</em&gt; הקלטה חד-יחידה מקליפת המוח המעכבת interneurons המזוהות Optogenetically

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central nervous system in a minimally-invasive surgery without bone removal. This technique describes an approach to visualization and direct injection of the optic nerve following minor fascial dissection from the orbital ridge, using a conjunctival traction suture to gently pull the eye down and out. Representative examples of an injected optic nerve show successful injection of dyed beads.

Direct injection into the rat optic nerve is useful for regenerative research. We demonstrate a minimally-invasive technique for direct injection into a rat optic nerve that does not involve opening the skull. Using this method, surgical complications are minimized and recovery is more rapid.

טכניקה זעיר-פולשני להזרקה לתוך עצב העכברוש אופטי

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

הקלטת פוטנציאל עוררה חזותית במודל עכברוש של demyelination עצב אופטי הניסויי

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

קביעת תא קולטת אור הרגישות ספקטרלית במודל חרקים מן<em&gt; In vivo</em&lt;הקלטות תאיות

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

חַד<em&gt; בויבו</em&gt; הקלטות אלקטרו של הפוטנציאל שדה מקומי פעילות מרובת יחידות מן מסלול Hyperdirect ב חולדות הרדמה

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

הקלטות סימולטני של פוטנציאל קורטיקלית שדה מקומי, רל, Electromyogram נושם קצב מעכברוש נעה בחופשיות

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

חוקרים ייצוגי האובייקט בזרם Visual הגבי מקוק באמצעות הקלטות יחיד-יחידה

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...