وأيد هذا العمل من خلال منحة يلكوم ترست ليرة لبنانية

1. المعدات والمواد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هذه التجارب استخدام الإعداد الكهربية القياسية تتألف من منشط ، وحدة العزلة التحفيز ، ومكبرات microelectrode اثنين ، نظام الحصول على البيانات وجهاز كمبيوتر مع برنامج المجموعة. معدات إضافية تشمل قفص فاراداي ، وهو stereomicroscope على الوقوف الازدهار ، جدول عزل الاهتزاز ، ومصدر الضوء ، ومنبرا التسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتستخدم خمسة micromanipulators. micromanipulators اثنين تحتاج إلى ضوابط دقيقة لتحديد المواقع الأقطاب تسجيل ، في حين أن الثلاثة الآخرين micromanipulators تتطلب سوى ضوابط الإجمالي للموقف أقطاب التحفيز الكهربائي اثنين والأرض. يوضع القطب الكهربائي micromanipulator للتسجيل DLM في نهاية الذيل من إعداد (يسار مجرب) ويتم وضع micromanipulator للتسجيل الكهربائي بين الايراد والمجرب جانب إعداد (إلى اليسار قليلا من مجرب). توضع micromanipulators اللذين سيعقدان الأقطاب محاكاة على رأس إعداد (حق مجرب). يوضع القطب الكهربائي لmicromanipulator الأرض في الجانب البعيد من إعداد </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب microelectrodes تسجيل الزجاج مع المقاومة من 40-60 MΩ وتخزينها في صحن مسطح تدعمها الشمع. لتحفيز ، تستخدم قطبين التنغستن الكهربائي (هيدروكسيد الصوديوم) شحذ. يستخدم سلك التنجستن ، أو القطب الكهربائي third ملفقة كسبب. مستعدون لأقطاب الأرض ، وحفز وتعلق على micromanipulators قبل بدء الدورة التجريبية وليس من الضروري أن يستعاض عن مدة الدورة. </li></ol> 2. إعداد د. melanogaster <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حالما يتم تعيين المعدات الخاصة بك ، حان الوقت لتحضير الذباب. تخدير الذباب عن طريق التبريد عليها الجليد أو باستخدام ثاني أكسيد الكربون 2. إذا تم استخدام CO 2 ، ثم السماح الوقت الكافي (حوالي 20mins) عن الآثار المترتبة على الغاز ليزول قبل بداية التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط لنقل الذباب بلطف من أرجلهم إلى صحن يحتوي على منصة من الشمع لينة منحدر بزاوية 45 درجة تقريبا. تتم الأربع المقبلة خطوات تحت مجهر تشريح بعيدا عن (ولكن على مقربة من) معدات تسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> والخطوة التالية هي لتأمين الطيران في الشمع. الجانب المشرق يطير أسفل بطني ، وصعودا الأمامية التي تواجه فيها على منحدر. باستخدام زوج من ملقط غرامة ، وتمديد الساقين إلى الخارج ، في أزواج ، ودفعهم إلى الشمع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تآلف مع المكان من العضلات التي سيتم تسجيلها من : العضلة الظهرية طولية ، أو DLM ، والعضلات tergotrochanteral ، أو الايراد. مواقع المرفق تحت البشرة من DLMs تتطابق مع المنطقة الواقعة بين خط الوسط الصدري الظهري الأمامي وشعيرات (أو setae). وتقع مواقع المرفق الايراد ظهريا من شعيرات فوق الجناحية الخلفي والأمامي. التأكد من أن الأجنحة وعدم عرقلة الوصول إلى الألياف DLM أو الايراد ، الاستمرار على الأجنحة والخارج &quot;اللحمة&quot; لهم الشمع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الملقط الزوج غرامة ، وسحب خرطوم بعناية في الخارج ، وضمان الحصول عليها عن طريق غمر عليه في الشمع. هذه هي الخطوة الحاسمة التي تتطلب بعض الممارسة منذ خرطوم لينة وغير منفصلة عن بقية بسهولة من الرأس. إذا حدث ذلك ، رفض الطيران والبدء من جديد. الفشل في تأمين الرأس بهذه الطريقة يؤدي إلى مشاكل عند إدراج الأقطاب من خلال تحفيز العينين. </li></ol> 3. وضع أقطاب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة ويرتكز على ذبابة على الشمع ، ونقل الطبق مع الذبابة المرفقة تحت stereomicroscope الموجود داخل قفص فاراداي. توجيه يطير جانبيا مع رئيس يطير إلى يمين المجرب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> والخطوة التالية هي لإدراج الأقطاب. يمكن إدراج الأرض وتحفيز كهربائي دون النظر من خلال المجهر. تسجيلات جيدة تعتمد على خوزقة دقيقة ، لذلك هو فكرة جيدة لممارسة التعامل مع micromanipulators. جلب الأقطاب على مقربة من مواقع الإدراج بمساعدة micromanipulators لتسهيل وضع اطارها الصحيح وتسجيلات لاحقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انخفاض القطب الأرض في نهاية الخلفي من البطن باستخدام عجلات التعديل على micromanipulator. وضع أقطاب كهربائية التنغستن شحذ تحفيز في الدماغ ، واستخدام micromanipulator لموقف طرف واحد من الأقطاب الكهربائية بحيث يلمس مجرد واحدة من عيون الذبابة. أن تفعل الشيء نفسه مع كل من الأقطاب الأخرى حتى يتم لمس للتو خارج من كل عين. ثم دفع الأقطاب ، بدوره ، من خلال كل عين حتى نصائح من الأقطاب الكهربائية تصل إلى المخ يقع في الجزء الخلفي من الكبسولة الرأس (حوالي 3mm - 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وسوف توضع الأقطاب بشكل صحيح تنشيط نظام الألياف العملاق. لاختبار التي يتم وضعها بشكل صحيح تحفيز الأقطاب ، وتطبيق قصيرة (0.03 مللي ثانية) التحفيز من 30-60V عبر تحفيز كهربائي ، ونتطلع لحركة الأجنحة وتشنجات في العضلات الطيران / الساق &#39; </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخطوة التالية هي العودة ملء microelectrodes الزجاج مع بوكل 3M هاملتون أو باستخدام حرارة سحبت حقنة بلاستيكية ، ووضعها في micromanipulators غرامة السيطرة. يمكن استخدامها بشكل صحيح لmicroelectrodes إدراج عدة جولات من التجارب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سيتم إدراج القطب التسجيل أولا في الألياف DLM. هناك نوعان من DLMs متماثل ثنائيا ؛ تتألف كل واحدة من ست ألياف العضلات الفردية. ويمكن القيام التسجيلات من أي من ألياف الستة ؛ ومع ذلك ، والأكثر شيوعا هي الألياف 45A DLM 45b ونظرا لسهولة عملها بشكل جيد من خلال الجانب الظهري للبشرة الصدر ، وحقيقة أن كل من ألياف معصب من قبل نفس motorneuron . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام micromanipulator على الجانب الأبعد من أنت ، اضافة الى وجود القطب تسجيل في DLM الألياف 45A أو (ب) المنحدر من منصة يسمح القطب DLM للدخول في إهاب الظهرية بزاوية ~ · 6-90 ، والذي يساعد الاختراق. استخدام البرنامج في وضع الذبذبات وإلقاء نظرة على شاشة الكمبيوتر أثناء إدخال أقطاب تسجيل في القفص الصدري. عندما دخلت الكهربائي في عضلة الأساس سوف تنخفض إلى الصفر تقريبا أو قيمة سالبة. اختبار مع التحفيز واحد لمعرفة ما إذا كان يمكنك مراقبة استجابة العضلات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج القطب تسجيل أخرى في الايراد الأقرب لك. يتم إدراج هذا القطب أفقيا ، وأمامك ، ويرجع ذلك إلى الموقع من عضلة موقع المرفق. نلاحظ مرة أخرى على القيام بذلك في حين رصد واختبار واحد مع التحفيز مرة واحدة تتبع يشير القطب هو في العضلات. </li></ol> 4. التحفيز وتسجيل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أنت الآن على استعداد لبدء حفز الدماغ والاستجابات التسجيل من الساق وعضلات الطيران. تطبيق قصيرة (0.03 مللي ثانية) التحفيز عبر الأقطاب تحفيز ابتداء من الساعة الخامسة وزيادة 30 الى 60 حتى الخامس لاحظت استجابة (أي شد العضلات ، وخلايا العضلات الاستقطاب كما لوحظ على شاشة الكمبيوتر). للفترة المتبقية من هذه التجربة ، تعيين الخامس 50-10 الجهد فوق عتبة الاستجابة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لقياس زمن الاستجابة ، وإعطاء ما لا يقل عن 5 المحفزات واحدة مع بقية فترة 5 ثانية بين كل التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد &quot;تواتر التالي&quot; من خلال تقديم محفزات للقطارات بمعدلات مختلفة. عادة تعطى 10 قطارا من 10 في مثيرات 100Hz (10ms بين كل التحفيز) ، 200Hz (5ms بين كل التحفيز) و 300Hz (3ms بين كل التحفيز). السماح لفترة راحة من 2 ثانية بين كل قطار من المحفزات. </li></ol> 5. النتائج : الاستجابة والإختفاء بعد تواتر في المسار الألياف العملاق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الكمون هو الوقت استجابة بين تحفيز الدماغ والاستقطاب من العضلات. هذا الرقم يقارن الإختفاء استجابة لDLM والايراد لحافز واحد. الإختفاء بين 0.7 و 1.2 مللي للمسار GF - الايراد وبين 1.3 و 1.7 مللي للمسار GF - DLM تشير إلى إعداد صحي وسليم تقنيات التسجيل. يمكن أن تختلف مع الإختفاء ، راثى درجة الحرارة ، والخلفية الوراثية والعمر. الشكل 1 (A و B). الممثل تظهر اثار ردود المسجلة من TTMs وDLMs التالية حافز واحد ينطبق على الدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما هو موضح هنا ، والتسجيلات من الايراد ابداء المزيد من التباين من حيث السعة والشكل من المحتمل بعد المشبكي (PSP) مقارنة بتلك التي من ألياف DLM كبيرة ، وهذا التباين المتزايد يرجع إلى صغر حجم الألياف العضلية الايراد. هذا التغير ، ومع ذلك ، لا يؤثر على قيم استتار استجابة لمسار الألياف إلى الايراد العملاق. &#39;الكمون رد فعل&quot; الرقم 1 (C و D). وعلاوة على ذلك آثار من 4 الذباب الفردية عن الايراد على حد سواء وDLM. علما الايراد تقلب يتتبع المعرض في شكل PSP لكن استتار الاستجابة تتأثر. لDLM هناك أقل من التباين في الشكل PSP. <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig1.jpg" alt="الشكل 1 A - D" /> </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقارنة بين &quot;تواتر التالية&quot; عند 100 هرتز ، 200 هرتز ، و300 هرتز من خلال حساب نسبة الاستجابات الناجحة (من أصل 10) على حد سواء ومسارات DLM الايراد في كل تردد التحفيز. عند 100 هرتز ، سواء الايراد وDLM اتبع 01:01 المحفزات. التحفيز على ترددات أعلى من 100 هرتز ، والاستجابات DLM بدء اظهار فشل لأن المشبك كيميائية وسيطة بين اثنين interneurons لا يملك وقتا كافيا لاسترداد بين المنبهات. ردود الايراد ، ومع ذلك ، لا تزال حتى 01:01 مع المحفزات وراء 300Hz. الشكل 2. آثار الممثل تبين &quot;بعد تردد&quot; التسجيلات. في 100Hz ، سواء TTMs DLMs والاستجابة لجميع المنبهات 10 (يسار). في 200Hz ، ردود DLM بدء فشل (النجمة). <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig2.jpg" alt="الشكل 2" /> </li></ol>6. ممثل النتائج البرية نوع الاستجابات قصيرة الكمون (توضع الأقطاب الإلكترونية المبرمجة في العيون ، وتجاوز المستقبلات الحسية والتسبب في الدائرة GF مباشرة) تعتمد على التركيب الوراثي ، الخلفية الوراثية ، ودرجة الحرارة والعمر ، وتتراوح بين 0.7 و 1.2 مللي للمسار GF - الايراد و 1،3 مللي and1.7 عن المسار GF - DLM (Tanouye وايمان ، 1980 ؛ توماس وايمان ، 1984 ؛ إنجل و وو ، 1992 ؛ وألين Murphey ، 2007 ؛ فيلان وآخرون ، 2008 ؛. أوغسطين وآخرون ، غير منشورة). . هذا الكمون الايراد قصيرة جدا ويرجع ذلك إلى قوة المشبك الكهروكيميائية GF - TTMn من المسار الأحادي المشبك والكمون يعد DLM يحدث بسبب طبيعة disynaptic من المسار ، فضلا عن وجود مادة كيميائية المشبك (PSI - DLMn). المتوسطة والطويلة الكمون الردود (&gt; 3 مللي ثانية) نتيجة تفعيل afferents GF وتحقيق إما باستخدام التحفيز أقل كثافة أو تقديم البصرية (&quot;ضوء قبالة&quot;) إشارة. في 100Hz يجب على الايراد وDLM اتبع المحفزات 1:1. أعلاه سوف 100Hz ردود DLM بدء اظهار فشل مثل المشبك الكيميائي بين المبادرة وDLMns وليس لديها ما يكفي من الوقت لاسترداد بين المحفزات أقل من 10ms إربا. ردود الايراد ، ومع ذلك ، سيبقى مع المثيرات 01:01 حتى بعد 300Hz (Tanouye وايمان ، 1980 ؛ إنجل و وو ، 1992 ؛. آلن وآخرون ، 2007 ؛. مارتينيز وآخرون ، 2007). الطفرات في الجينات shakB ، ترميز فجوة ذبابة الفاكهة تقاطع قناة (&quot;innexin&quot;) ، زيادة كبيرة في زمن الاستجابة للمسار GF - الايراد (~ 1،5 مللي ثانية) في حين أن فرع GF - DLM لا يستجيب (ألين وMurphey ، 2007 ؛ فيلان وآخرون ، 2008). يمكن استعادة استجابة طافرة من خلال تحفيز العقد الصدرية مباشرة ، مما يدل على أن تأثير تأخر ليس بسبب تعطل انتقال العصبية والعضلية. ويضعف أيضا القدرة على متابعة وتيرة عالية التحفيز في هذه المسوخ مقارنة نوع البرية الذباب حيث مسارات GF - DLM وGF - الايراد وعادة ما تكون قادرة على متابعة 10 منبهات مع نسبة 1:1 ما يصل الى 100 هرتز و 300 هرتز ، على التوالي. ومن المهم أن نلاحظ أن هذه الترددات هي أعلى بكثير الترددات التحفيز الطبيعي للعضلات التي تلقاها التعاقد خلال الرحلة مستمرة (3-10 هرتز) (Hummon وكوستيلو ، 1989). معلمة أخرى تستخدم لوصف الاستقرار في النواتج GFS هو &quot;فترة الحرارية&quot; ، أو الحد الأدنى من الوقت بين توأمين البقول التحفيز التي تنتج ما زال ردين من العضلات. الوقت الحرارية تتراوح ما بين 1-4 مللي لTTMs و7-15 مللي لDLMs. لفترة طويلة نسبيا لصهر DLMs يرجع إلى عطوب نسبيا المشابك الكيميائية في مفترق PSI - DLMn (Tanouye وايمان ، 1980 ؛ Gorczyca وقاعة ، 1984 ؛ إنجل و وو ، 1992 ؛ بانيرجي وآخرون ، 2004 ؛. ألين وGodenschwege ، 2010).

<ol>
	<li>Allen, M. J., Godenschwege, T., Zhang, B., Freeman, M. R., Wadde, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Recordings+from+the+Drosophila+Giant+Fiber+System.">Electrophysiological Recordings from the Drosophila Giant Fiber System.</a> Drosophila Neurobiology: A Laboratory Manual. , (2010).</li><li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+an+escape:+development+and+function+of+the+Drosophila+giant+fibre+system.">Making an escape: development and function of the Drosophila giant fibre system.</a> Semin Cell Dev Biol. 17, 31-41 (2006).</li><li>Allen, M. J., Murphey, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+chemical+component+of+the+mixed+GF-TTMn+synapse+in+Drosophila+melanogaster+uses+acetylcholine+as+its+neurotransmitter.">The chemical component of the mixed GF-TTMn synapse in Drosophila melanogaster uses acetylcholine as its neurotransmitter.</a> Eur J Neurosci. 26, 439-445 (2007).</li><li>Banerjee, S., Lee, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+flight+and+associated+neuronal+rhythmicity+in+inositol+1,4,5-trisphosphate+receptor+mutants+of+Drosophila.">Loss of flight and associated neuronal rhythmicity in inositol 1,4,5-trisphosphate receptor mutants of Drosophila.</a> J Neurosci. 24, 7869-7878 (2004).</li><li>Engel, J. E., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+of+membrane+excitability+mutations+affecting+potassium+and+sodium+currents+in+the+flight+and+giant+fiber+escape+systems+of+Drosophila.">Interactions of membrane excitability mutations affecting potassium and sodium currents in the flight and giant fiber escape systems of Drosophila.</a> J Comp Physiol A. 171, 93-104 (1992).</li><li>Gorczyca, M., Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cholinergic+synapse+in+the+giant+fiber+pathway+of+Drosophila+using+conditional+mutations+of+acetylcholine+synthesis.">Identification of a cholinergic synapse in the giant fiber pathway of Drosophila using conditional mutations of acetylcholine synthesis.</a> J Neurogenet. 1, 289-313 (1984).</li><li>Hummon, M. R., Costello, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Giant+fiber+activation+of+flight+muscles+in+Drosophila:+asynchrony+in+latency+of+wing+depressor+fibers.">Giant fiber activation of flight muscles in Drosophila: asynchrony in latency of wing depressor fibers.</a> J Neurobiol. 20, 593-602 (1989).</li><li>Jacobs, K., Todman, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptogenesis+in+the+giant-fibre+system+of+Drosophila:+interaction+of+the+giant+fibre+and+its+major+motorneuronal+target.">Synaptogenesis in the giant-fibre system of Drosophila: interaction of the giant fibre and its major motorneuronal target.</a> Development. 127, 5203-5212 (2000).</li><li>King, D. G., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+giant+fibre+pathway+in+Drosophila.+I.+Three+thoracic+components+of+the+pathway.">Anatomy of the giant fibre pathway in Drosophila. I. Three thoracic components of the pathway.</a> J Neurocytol. 9, 753-770 (1980).</li><li>Martinez, V. G., Javadi, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-related+changes+in+climbing+behavior+and+neural+circuit+physiology+in+Drosophila.">Age-related changes in climbing behavior and neural circuit physiology in Drosophila.</a> Dev Neurobiol. 67, 778-791 (2007).</li><li>Miller, A., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+anatomy+and+histology+of+the+imago+of+Drosophila+melanogaster.">The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster.</a> Biology of Drosophila. , 502-503 (1965).</li><li>Phelan, P., Goulding, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanism+of+rectification+at+identified+electrical+synapses+in+the+Drosophila+giant+fiber+system.">Molecular mechanism of rectification at identified electrical synapses in the Drosophila giant fiber system.</a> Curr Biol. 18, 1955-1960 (2008).</li><li>Power, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thoracico-abdominal+nervous+system+of+an+adult+insect,+Drosophila+melanogaster.">The thoracico-abdominal nervous system of an adult insect, Drosophila melanogaster.</a> J Comp Neurol. 88, 347-409 (1948).</li><li>Tanouye, M. A., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+outputs+of+giant+nerve+fiber+in+Drosophila.">Motor outputs of giant nerve fiber in Drosophila.</a> J Neurophysiol. 44, 405-421 (1980).</li><li>Thomas, J. B., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+altering+synaptic+connectivity+between+identified+neurons+in+Drosophila.">Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila.</a> J Neurosci. 4, 530-538 (1984).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

واحدة من أهم الأشياء التي يتعين على المرء أن الاهتمام عندما تحاول الحصول على التسجيلات ذات الجودة العالية هو التوجه السليم والصحي للإعداد. من الناحية المثالية ، ينبغي أن يكون لا يزال حيا يطير في نهاية الدورة تسجيل واستجابة لمحفزات كهربائية. للتسجيل في معظم أقطاب بكفاءة اختراق الهيكل الخارجي الصدري ، ينبغي لصقها على ذبابة على السطح في مثل هذه الطريقة لتشكيل زاوية قائمة مع الأقطاب ، وإذا لزم الأمر ، ويمكن تسهيل إدخال أقطاب كهربائية عن طريق إزالة جزء من إهاب الصدري الظهري مع التنغستن مشرط العضلات مما يعرض رحلة DLM (هذه الخطوة توفر ميزة إضافية لجعل من الصعب على نصائح من الأقطاب الكهربائية لكسر الزجاج). أيضا ، لا بد من اتخاذ الحيطة لتجنب دفع أقطاب من خلال DLMs يقع subcuticularly وTTMs. ينبغي أن يكون رئيس الطيران المضمون جيدا للسماح لتحفيز كهربائي لإدراجها بشكل صحيح في الدماغ ومنعها من أن انسحبت خلال جلسة تسجيل. نظرا لحجمها وشكلها موصوفة وصفا جيدا ، وGFS يمثل واحدا من المسارات العصبية التي يمكن الوصول إليها في ذبابة الفاكهة. نفاذية المشابك الكهربائية للمشاريع الصغيرة الأصباغ الجزيئية الوزن التتبع يسمح التصور من جانب الخلايا العصبية كهربائيا ، وعدة خطوط GAL4 المتاحة تجعل من الممكن التعامل مع مستويات التعبير الجيني في مجموعة فرعية من خلايا أو مجموعات خلايا (جاكوبس وآخرون ، 2000 ؛. ألين وآخرون ، 2006) وبالإضافة إلى المزايا المذكورة أعلاه ، وكلاهما وارد ومكونات الصدري من خصائص العرض الدوائر مثل الانتعاش ، والتعود عفوية وإزالة التعود ، مما يجعل من ذبابة الفاكهة GFS نظام نموذجي لدراسة ملاءمة اللدونة العصبية (إنجل وقال وو ، 1996).

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> NAME </td><td> شركة </td><td> اتفاقية مناهضة التعذيب. # </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td> S48 ساحة نبض محفز </td><td> العشب آلات </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> وحدة التحفيز </td><td> العشب آلات </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> SIU5 عزل المحولات اللاسلكية وحدة </td><td> العشب آلات </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> 5A ثنائي القناة مكبر للصوت داخل الخلايا Microelectrode </td><td> الحصول على صكوك </td><td></td><td> http://www.gettinginstruments.com/ </td></tr><tr><td> Digidata نظام الحصول على البيانات 1440A </td><td> الأجهزة الجزيئية </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> التناظرية الرقمية Digidata 1320 وAxoscope البرمجيات 9.0 </td><td> الأجهزة الجزيئية </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> منصة تسجيل مع دليل micromanipulators </td><td> Narishige ، سوتر الوظائف. العالمي الوظائف دقيقة. </td><td></td><td> http://narishige-group.com/ http://www.sutter.com/index.html http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> مصدر الضوء </td><td> Fostec </td><td></td><td> http://www.nuhsbaum.com/FOSTEC.htm </td></tr><tr><td> M5 البرية stereomicroscope </td><td> Heerbrugg البرية </td><td></td><td> http://www.wild-heerbrugg.com/ </td></tr><tr><td> الاهتزاز العزلة الجدول </td><td> TMC </td><td></td><td> http://www.techmfg.com/ </td></tr><tr><td> البورسليكات أنابيب لmicroelectrodes </td><td> سوتر الصك </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> P - 95 Micropipette مجتذب </td><td> سوتر الصك </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> Microfil قياس 34 و 67 ملم (حشو مسرى) </td><td> العالم آلات دقيقة </td><td> MF34G - 5 </td><td> http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> أدوات Microdissection (ملقط ،...) </td><td> أدوات العلوم غرامة </td><td></td><td> www.finescience.com </td></tr><tr><td> تشريح (ستيريو) المجهر </td><td> لايكا </td><td></td><td> http://www.leica-microsystems.com/ </td></tr><tr><td> قفص فاراداي </td><td> مجهولة الصانع </td><td></td><td></td></tr></tbody></table> الأخرى : المحاقن البلاستيكية وأسلاك التنجستين الأرض وهيدروكسيد الصوديوم ، شحذ أقطاب التنغستن ، بوكل ، ومنصة الشمع ، وجهاز كمبيوتر مع جهاز...

electrophysiological recordings from the giant fiber pathway of d. melanogaster

عندما فاجأ الكبار D. melanogaster تتفاعل من خلال القفز في الهواء وتطير بعيدا. في العديد من أنواع اللافقاريات ، بما في ذلك د. وتوسطت melanogaster ، و &quot;الهروب&quot; (أو &quot;فزع&quot;) استجابة أثناء مرحلة الكبار بحلول الدائرة المتعددة العناصر العصبية يسمى نظام الألياف العملاق (GFS). حجم نسبية كبيرة من الخلايا العصبية ، مورفولوجيا المتميزة والربط بسيطة تجعل GFS نظام نموذجا جذابا لدراسة الدوائر العصبية. ويتكون السبيل من اثنين من GFS interneurons العملاق متناظرة ثنائية (GF) والالياف التي تنحدر من محاور عصبية في الدماغ على طول خط الوسط في العقدة الصدرية الضام عبر عنق الرحم. في neuromere mesothoracic (T2) من العقد البطنية على شكل GFS الكهربائية والكيميائية مع المشابك 1) تغصن وسطي كبير من motorneuron المماثل (TTMn) الذي يحرك العضلات tergotrochanteral (الايراد) ، والباسطة الرئيسي للفخذ mesothoracic / الساق ، و 2) في المقابل عصبون التشابك محيطيا (PSI) والذي بدوره في أشكال كيميائية (الكوليني) المشابك مع motorneurons (DLMns) من العضلات الطولية الظهرية (DLMs) ، وأدوات خفض الجناح. مسار الخلايا العصبية (ق) إلى عضلات dorsovental (DVMs) ، والمصاعد الجناح ، لم يتم بعد التوصل إليه (من المعروف أن DLMs والعضلات كما DVMs معا رحلة غير مباشرة -- لا يعلق مباشرة إلى الأجنحة ، ولكن نقل بالأحرى الأجنحة بشكل غير مباشر عن طريق بشرة القريبة تشوه الصدري) (الملك وايمان ، 1980 ؛. آلن وآخرون ، 2006). تفعيل دي متشابك من DLMs (عبر PSI) يؤدي إلى تأخير صغيرة ولكنها مهمة في توقيت تقلص هذه العضلات النسبية لتفعيل الأحادي المشبك من الايراد (~ 0،5 مللي ثانية) السماح للتمديد TTMs أولا عظم الفخذ ودفع يطير بعيدا عن الارض. في وقت واحد تمتد TTMs تفعيل DLMs الذي بدوره متبادل تمتد تفعيل DVMs طوال مدة الرحلة. ويمكن تنشيط المسار GF إما بشكل غير مباشر عن طريق تطبيق (على سبيل المثال &quot;نفخة الهواء&quot; أو &quot;أضواء حالا&quot;) التحفيز الحسي ، أو مباشرة من قبل حافزا فوق عتبة الكهربائية للدماغ (الموصوفة هنا). في كلتا الحالتين ، على إمكانية اتخاذ إجراءات تصل إلى TTMs وDLMs فقط عبر GFS ، PSIS ، والعصبونات الحركية الايراد / DLM ، وعلى الرغم من أن TTMns DLMns ديك الأخرى ، ومجهولة الهوية حتى الآن ، والمدخلات الحسية. قياس &quot;ردا الكمون&quot; (الوقت بين التحفيز والاستقطاب العضلات) و &quot;التالية لتنشيط وتيرة عالية&quot; (عدد الاستجابات الناجحة لعدد معين من المنبهات عالية التردد) يوفر وسيلة لبتكاثر كمي وتقييم الوضع الوظيفي من المكونات GFS ، بما في ذلك نقاط الاشتباك العصبي المركزي (GF - TTMn ، GF - PSI ، PSI - DLMn) والكيماوية (glutamatergic) الاعصاب تقاطعات (TTMn - الايراد وDLMn DLM). وقد تم استخدامها لتحديد الجينات المسؤولة عن تشكيل المشبك المركزية لتقييم وظيفة الجهاز العصبي المركزي.

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster at JoVE.com

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

نظام الألياف العملاق هو الدائرة العصبية بسيطة من البالغين<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; الخلايا العصبية التي تحتوي على أكبر في الطيران. نحن تصف البروتوكول لرصد انتقال متشابك من خلال هذا المسار من خلال تسجيل امكانات آخر متشابك في الطولية الظهرية (DLM) والعضلات tergotrochanteral (الايراد) بعد التحفيز المباشر للinterneurons الألياف العملاق.

تسجيلات الكهربية من الألياف المسار عملاق د. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

electrophysiological-recordings-from-giant-fiber-pathway-d

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

14.4K Views.  University College London - UCL. نظام الألياف العملاق هو الدائرة العصبية بسيطة من البالغين ذبابة الفاكهة السوداء البطن الخلايا العصبية التي تحتوي على أكبر في الطيران. نحن تصف البروتوكول لرصد انتقال متشابك من خلال هذا المسار من خلال تسجيل امكانات آخر متشابك في الطولية الظهرية (DLM) والعض...

Video: Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

كله من جبل إعداد الكبار ذبابة الفاكهة الحبل الاعصاب الاماميه للحقن صبغ الألياف العملاق

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

تقرن Nanoinjection والفحص الكهربية للكشف عن النشاط الحيوي للمركبات باستخدام ذبابة الفاكهة السوداء البطن نظام الألياف العملاق

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

تسجيلات الكهربية المزدوجة للSynaptically-استجابات Astroglial والخلايا العصبية في الحصين شرائح الحاد

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

تسجيل الكهربية في الدماغ سليمة من اسماك الزرد الكبار

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

تصميم وتصنيع وخفيفة الوزن، قابل للتعديل تحقيقات متعددة القطب للتسجيلات الكهربية في الفئران

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

تحديد مبصرة خلية الحساسية الطيفية في نموذج الحشرات من<em&gt; في فيفو</em&gt; بين الخلايا تسجيلات

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using &#039;SpikeSorter&#039;

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

دليل مرئي لفرز تسجيلات الكهربية عن طريق &quot;SpikeSorter&quot;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

كامل خلية التصحيح المشبك تسجيلات لتحديد الكهربية من أيون الانتقائية في تشانلرودوبسينز

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

الزرد<em&gt; في الموقع</em&gt; الحبل الشوكي التحضير للتسجيلات الكهربية من العمود الفقري الحسية والحركية العصبية

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...