Bu çalışma, Wellcome Trust hibe LP tarafından desteklenen

1. Ekipman ve Malzeme <ol><li> Bu deneyler, bir uyarıcıdır bir uyarıcı izolasyon ünitesi, iki mikroelektrot amplifikatörler, bir veri toplama sistemi ve toplama bir bilgisayar yazılımı ile oluşan bir standart elektrofizyoloji kurulum kullanın. Ek donanım, Faraday kafesi, bir patlama standında bir stereomikroskopta, bir titreşim izolasyonu tablo, bir ışık kaynağı ve bir kayıt platformu içerir. </li><li> Beş mikromanipülatörler kullanılır. İki mikromanipülatörler, diğer üç mikromanipülatörler sadece iki uyarımı elektrot ve toprak elektrot yerleştirmek için brüt kontrolleri gerektirir kayıt elektrotları konumlandırma için ince kontrolleri gerektirir. DLM kayıt elektrodu için mikromanipülatör hazırlık sonunda kuyruk yerleştirilir (deneyci sol) ve TTM kayıt elektrodu için mikromanipülatör hazırlık deneyci ve yan (biraz deneyci sol) arasına yerleştirilir. Simülasyon elektrotlar yapacak iki mikromanipülatörler hazırlık başkanı (sağ deneyci) yerleştirilir. Toprak elektrot için mikromanipülatör hazırlık uzak tarafında yer alır </li><li> M 40-60 dirençler cam kayıt Mikroelektronlar çekin ve balmumu tarafından desteklenen bir tabak içinde düz olarak saklayın. Stimülasyonu için, elektrolitik (NaOH) bilenmiş iki tungsten elektrot kullanılır. Bir tungsten tel, ya da üçüncü bir elektrolitik fabrikasyon elektrot bir zemin olarak kullanılır. Uyarıcı ve toprak elektrotları ve mikromanipülatörler bağlı hazırlanan deneysel oturumu başlamadan önce oturumun süresi için değiştirilmesi gerekmez. </li></ol> 2. D. Hazırlama melanogaster <ol><li> Donatım ayarlandıktan sonra, sineklerin hazırlamak için zaman. Buz soğutma veya CO 2 ile sinek anestezisi. CO 2 kullanılması durumunda, daha sonra gaz etkilerini deney başlamadan önce eskitmek için yeterli zaman (20mins hakkında) izin. </li><li> Forseps, yaklaşık 45 ° açıyla eğimli yumuşak balmumu bir platform içeren bir çanak bacaklarını hafifçe sineklerin aktarmak için kullanın. (Ama yakın) kayıt cihazları önümüzdeki dört adım uzakta bir diseksiyon mikroskop altında yapılır. </li><li> Bir sonraki adım, balmumu sinek güvence altına alınmasıdır. Yamacında ön bakan yukarı aşağı Orient sinek ventral tarafında. Bir çift güzel forseps kullanarak, çift, bacaklar dışa doğru genişletmek ve balmumu içine itmek. </li><li> Dorsal longitudinal kas, ya da DLM, ve tergotrochanteral kas, veya TTM: kaydedilecek kaslar yer hakkında bilgi edinin. DLMS subkütiküler eki siteleri göğüs orta hat ve anterior dorsal kıllar (ya da setanın) arasındaki bölge ile karşılık gelir. TTM ek siteler arka ve ön supra-alar kıllar dorsal bulunmaktadır. Kanatları, DSB veya TTM lifleri erişim engel kanatları dışa doğru tutun ve &#39;yapıştırıcı&#39; balmumu olmaz ki emin olun. </li><li> Güzel bir çift forseps kullanarak, burnumun dışa dikkatle çekin ve güvenli balmumu içine çeker. Bu, probosis yumuşak ve kolay baş geri kalanından kopuk olduğundan biraz pratik gerektiren bir kritik bir adımdır. Eğer bu gerçekleşirse, sinek atmak ve baştan başlayın. Gözüyle uyarıcı elektrotlar takarken bu şekilde baş güvenli takdirde sorunlara yol açar. </li></ol> 3. Elektrotlar yerleştirilmesi <ol><li> Sinek balmumu demirlemiş sonra, Faraday kafesi içinde bulunan stereomikroskop altında ekli sinek çanak aktarın. Orient yana uçan sinek deneyci sağ kafa ile. </li><li> Bir sonraki adım, elektrotlar eklemek için. Zemin ve uyarıcı elektrotlar mikroskop ile bakmadan eklenebilir. İyi kayıtları kesin Impalement güveniyor, mikromanipülatörler işleme uygulamaya iyi bir fikirdir. Elektrotlar yardımı ile uygun yerleştirilmesi ve sonraki kayıtları kolaylaştırmak için mikromanipülatörler ekleme siteleri yakın getirin. </li><li> Mikromanipülatör ayar çarkları kullanarak karın arka ucunu toprak elektrot indirin. Beyindeki bilenmiş tungsten uyarıcı elektrotlar yerleştirmek için, sadece bir sineğin gözleri dokunur, böylece bir elektrot ucu konumuna mikromanipülatör kullanın. Diğer iki elektrot sadece her bir gözün dış dokunmadan bu nedenle de aynı işlemi yapın. Sonra elektrotlar itmek, sırayla, her bir göz ile baş kapsülü (yaklaşık 2-3mm) arkasında yer alan elektrot uçları beyne ulaşmasına. </li><li> Doğru yerleştirilen elektrotlar Dev Fiber sistemi aktive eder. Uyarıcı elektrotlar doğru yerleştirildiğinden olduğunu test etmek için, 30-60 (0.03 ms) kısa bir uyarıcıyı uygulamayaV uyarıcı elektrotlar, kanat ve uçuş / bacak kas seyirmesi hareketi göz arasında &#39; </li><li> Bir sonraki adım, Hamilton veya ısı çekti plastik şırınga kullanarak 3M KCl ile cam Mikroelektronlar geri dolgu ve ince kontrol mikromanipülatörler içine yerleştirin. Düzgün yerleştirildiğini Mikroelektronlar deneyler birkaç tur için kullanılabilir. </li><li> Ilk kayıt elektrodu DLM lif eklenecektir. Bilateral simetrik iki DLMS vardır; her biri altı ayrı kas lifleri oluşmaktadır. Altı lifleri herhangi kayıtları yapılır, ancak en sık kullanılan DLM lifleri torasik manikür dorsal tarafında yoluyla iyi erişilebilirlik nedeniyle 45a ve 45b ve aynı motorneuron hem lifleri innerve olduğu gerçeği . </li><li> En uzak tarafında mikromanipülatör kullanarak, DLM fiber 45a veya b. bir kayıt elektrodu eklemek Platformunun eğimi DLM elektrot penetrasyon yardımcıları ~ 60-90 ° açı, dorsal manikür girmek için izin verir. Osiloskop modunda yazılımı kullanın ve göğüs kafesi içine kayıt elektrotları eklerken bilgisayar monitörü bakmak. Temel elektrot bir kas girdiğinde yakın sıfır veya negatif bir değere düşecektir. Kas yanıtı gözlemlemek olmadığını görmek için tek bir uyaran ile test. </li><li> Size en yakın TTM diğer kayıt elektrodu takın. Bu elektrot, önünüzde kas eki sitenin konumu nedeniyle, yanal eklenir. Yine monitör izleme elektrot kas olduğunu gösterir bu kez tek bir uyarıcı ve test yaparken gözlemliyoruz. </li></ol> 4. Uyarılma ve Kayıt <ol><li> Artık beyin ve kayıt yanıtları bacak ve uçuş kasları uyarıcı başlamak için hazırız. (Bilgisayar monitörü görüldüğü gibi, yani bir kas seğirme ve kas hücre depolarizasyon) bir yanıt gözlemlemek kadar 30 V ve 60 V artan uyarıcı elektrotlar arasında kısa bir uyaran (0.03 ms) uygulayın. Deney kalanı için, yanıt eşiğinin üzerinde gerilim 5-10 V ayarlayın. </li><li> Cevap gecikmesi ölçmek için, her bir uyaran arasında 5 saniyelik bir dinlenme süresi en az 5 tek uyaranlara verir. </li><li> Farklı hızlarda uyaranların trenler &quot;aşağıdaki frekans&quot; belirleyin. Genellikle 10 trenler 10 uyaranlara 200Hz (her uyaran arasındaki 5ms) ve 300Hz (3ms arasında her uyaran) 100Hz (her uyaran arasındaki 10ms) verilmiştir. Uyaranların her tren arasında 2 saniyelik bir dinlenme süresi izin verin. </li></ol> 5. Sonuçlar: Dev Fiber Pathway ardından Tepkisi Gecikme ve Frekans <ol><li> Yanıt gecikme beyin uyarımı ve kas depolarizasyon arasındaki zaman. Bu rakam tek bir uyarana yanıt latans DLM ve TTM karşılaştırır. Gecikme, 0.7 ve 1.2 ms GF-TTM yolun ve GF-DLM yol için 1.3 ve 1.7 ms arasında arasında sağlıklı bir hazırlık ve uygun kayıt tekniği göstermektedir. Gecikmeleri genotip, genetik arka plan, sıcaklık ve yaşa göre değişir. Şekil 1 (A ve B). Temsilcisi beyne uygulanan tek bir uyarıcı TTMs ve DLMS kaydedilen tepkiler gösteren izler. </li><li> Burada gösterildiği gibi, TTM kayıtları genlik ve büyük DLM liflerinden göre postsinaptik potansiyel (PSP) şekil açısından daha fazla değişkenlik göstermektedir; bu artan değişkenlik TTM kas lifleri küçük boyutu nedeniyle. Ancak, bu değişkenliği, Dev Fiber-to-TTM yolun yanıt latans değerleri etkiler değildir. Şekil 1 (C ve D) daha fazla &#39;tepki gecikme&#39; TTM ve DLM hem de 4 ayrı sinekler izler. Not PSP şeklinde TTM izleri sergi değişkenlik ama cevap gecikmesi etkilenmez. DLM için PSP şekli daha az değişkenlik yoktur. <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig1.jpg" alt="Şekil 1 A-D" /> </li><li> Her stimülasyon frekansta DLM ve TTM yollar hem de başarılı yanıtlar (10) oranı hesaplanarak, 100 Hz, 200 Hz ve 300 Hz &quot;aşağıdaki frekans&quot; karşılaştırın. 100 Hz, hem TTM ve DLM uyaranlara 01:01 izleyin. Iki internöronlar arasında aracılık kimyasal sinaps uyaranlar arasında kurtarmak için yeterli zaman olmadığı için, yukarıda stimülasyon frekansları 100 Hz DLM yanıtları hataları göstermeye başlar. TTM tepkiler, ancak, 1:1 300Hz ötesinde bile uyaranlara kalır. Şekil 2 &quot;aşağıdaki frekans&quot; kayıtları gösteren Temsilcisi izleri. 100Hz, her iki TTMs ve DLMS Tüm 10 (solda) uyaranlara yanıt verir. 200Hz, DLM yanıtlar (yıldız) başarısız başlar. <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> </li></ol>6. Temsilcisi Sonuçlar Vahşi tip kısa gecikmeli yanıtlar (uyarılan elektrotlar duyu reseptörleri atlayarak doğrudan GF devre tetikleme, gözler yerleştirilir) GF-TTM yol için 0.7 ve 1.2 ms arasında genotip, genetik arka plan, sıcaklık ve yaş ve aralık bağlıdır and1.7 GF-DLM yolak 1.3 ms (Tanouye ve Wyman, 1980; Thomas ve Wyman, 1984; Engel ve Wu, 1992; Allen ve Murphey, 2007; Phelan ve ark, 2008; Augustin ve ark, yayınlanmamış.) . Bu çok kısa TTM gecikme monosinaptik yol ve uzun DLM gecikme sağlam GF-TTMN elektrokimyasal sinaps nedeniyle yolun disynaptic doğanın yanı sıra bir kimyasal sinaps (PSI DLMn) varlığı nedeniyle oluşur. Orta ve uzun gecikmeli tepkiler GF afferentlerin aktivasyonu ve daha düşük bir yoğunluğu stimülasyon kullanarak ya da görsel (&quot;ışık-off&quot;) sinyal sağlayarak elde edilir (&gt; 3 ms) sonucu. 100Hz TTM ve DLM uyaranlara 01:01 takip etmelidir. 100Hz şeyden DLM yanıtları PSI ve DLMns arasındaki kimyasal sinaps dışında 10ms az uyaranlara arasında kurtarmak için yeterli zamana sahip değildir hatalarını göstermeye başlayacaktır. Ancak, TTM tepkiler bile 300Hz (Engel ve Wu, 1992; Allen ve ark, 2007; Martinez ve ark, 2007 Tanouye ve Wyman, 1980) ötesinde uyaranlara 1:1 kalacaktır. GF-DLM şube tepkisiz bir Drosophila gap junction kanal kodlama (&quot;innexin&quot;) shakB genindeki mutasyonlar, GF-TTM yolak (~ 1.5 ms) tepki gecikme önemli ölçüde artış (Allen ve Murphey, 2007; Phelan ve ark, 2008). Mutant yanıt kesintiye nöromüsküler iletim nedeniyle gecikmeli etkisi olduğunu gösteren, torasik ganglionlar doğrudan uyararak restore edilebilir. Yüksek frekanslı stimülasyon takip yeteneği de vahşi tip GF-DLM ve GF-TTM yollar genellikle sırasıyla 100 Hz ve 300 Hz, 1:1 oranına sahip 10 uyaranlara takip edebiliyoruz uçar göre bu mutant bozulur. Bu frekansları sözleşme kasları sürekli uçuş (3-10 Hz) (Hummon ve Costello, 1989) sırasında alınan normal stimülasyon frekansları oldukça üstünde olduğunu not etmek önemlidir. GFS çıkışları istikrarı tanımlamak için kullanılan bir başka parametre &quot;refrakter dönem&quot;, ya da hala kas iki cevap üretir ikiz uyaran bakliyat arasındaki minimum süre. Refrakter TTMs ve DLMS için 7-15 ms ms 1-4 arasında değişir. DLMS için nispeten uzun bir refrakter dönem nispeten PSI DLMn kavşağı (Tanouye ve Wyman, 1980 kimyasal sinaps labil nedeniyle; Gorczyca ve Hall, 1984; Engel ve Wu, 1992; Banerjee ve ark, 2004; Allen ve Godenschwege 2010).

<ol>
	<li>Allen, M. J., Godenschwege, T., Zhang, B., Freeman, M. R., Wadde, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Recordings+from+the+Drosophila+Giant+Fiber+System.">Electrophysiological Recordings from the Drosophila Giant Fiber System.</a> Drosophila Neurobiology: A Laboratory Manual. , (2010).</li><li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+an+escape:+development+and+function+of+the+Drosophila+giant+fibre+system.">Making an escape: development and function of the Drosophila giant fibre system.</a> Semin Cell Dev Biol. 17, 31-41 (2006).</li><li>Allen, M. J., Murphey, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+chemical+component+of+the+mixed+GF-TTMn+synapse+in+Drosophila+melanogaster+uses+acetylcholine+as+its+neurotransmitter.">The chemical component of the mixed GF-TTMn synapse in Drosophila melanogaster uses acetylcholine as its neurotransmitter.</a> Eur J Neurosci. 26, 439-445 (2007).</li><li>Banerjee, S., Lee, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+flight+and+associated+neuronal+rhythmicity+in+inositol+1,4,5-trisphosphate+receptor+mutants+of+Drosophila.">Loss of flight and associated neuronal rhythmicity in inositol 1,4,5-trisphosphate receptor mutants of Drosophila.</a> J Neurosci. 24, 7869-7878 (2004).</li><li>Engel, J. E., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+of+membrane+excitability+mutations+affecting+potassium+and+sodium+currents+in+the+flight+and+giant+fiber+escape+systems+of+Drosophila.">Interactions of membrane excitability mutations affecting potassium and sodium currents in the flight and giant fiber escape systems of Drosophila.</a> J Comp Physiol A. 171, 93-104 (1992).</li><li>Gorczyca, M., Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cholinergic+synapse+in+the+giant+fiber+pathway+of+Drosophila+using+conditional+mutations+of+acetylcholine+synthesis.">Identification of a cholinergic synapse in the giant fiber pathway of Drosophila using conditional mutations of acetylcholine synthesis.</a> J Neurogenet. 1, 289-313 (1984).</li><li>Hummon, M. R., Costello, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Giant+fiber+activation+of+flight+muscles+in+Drosophila:+asynchrony+in+latency+of+wing+depressor+fibers.">Giant fiber activation of flight muscles in Drosophila: asynchrony in latency of wing depressor fibers.</a> J Neurobiol. 20, 593-602 (1989).</li><li>Jacobs, K., Todman, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptogenesis+in+the+giant-fibre+system+of+Drosophila:+interaction+of+the+giant+fibre+and+its+major+motorneuronal+target.">Synaptogenesis in the giant-fibre system of Drosophila: interaction of the giant fibre and its major motorneuronal target.</a> Development. 127, 5203-5212 (2000).</li><li>King, D. G., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+giant+fibre+pathway+in+Drosophila.+I.+Three+thoracic+components+of+the+pathway.">Anatomy of the giant fibre pathway in Drosophila. I. Three thoracic components of the pathway.</a> J Neurocytol. 9, 753-770 (1980).</li><li>Martinez, V. G., Javadi, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-related+changes+in+climbing+behavior+and+neural+circuit+physiology+in+Drosophila.">Age-related changes in climbing behavior and neural circuit physiology in Drosophila.</a> Dev Neurobiol. 67, 778-791 (2007).</li><li>Miller, A., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+anatomy+and+histology+of+the+imago+of+Drosophila+melanogaster.">The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster.</a> Biology of Drosophila. , 502-503 (1965).</li><li>Phelan, P., Goulding, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanism+of+rectification+at+identified+electrical+synapses+in+the+Drosophila+giant+fiber+system.">Molecular mechanism of rectification at identified electrical synapses in the Drosophila giant fiber system.</a> Curr Biol. 18, 1955-1960 (2008).</li><li>Power, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thoracico-abdominal+nervous+system+of+an+adult+insect,+Drosophila+melanogaster.">The thoracico-abdominal nervous system of an adult insect, Drosophila melanogaster.</a> J Comp Neurol. 88, 347-409 (1948).</li><li>Tanouye, M. A., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+outputs+of+giant+nerve+fiber+in+Drosophila.">Motor outputs of giant nerve fiber in Drosophila.</a> J Neurophysiol. 44, 405-421 (1980).</li><li>Thomas, J. B., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+altering+synaptic+connectivity+between+identified+neurons+in+Drosophila.">Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila.</a> J Neurosci. 4, 530-538 (1984).</li></ol>

Biri yüksek kaliteli kayıtlar elde etmek için çalışırken dikkat etmek en önemli şeylerden biri hazırlanması doğru yönelim ve sağlık. İdeal olarak, sinek hala elektrik uyaranlara duyarlı kayıt oturumunun sonunda hayatta olması gerekir. Kayıt elektrotları en verimli şekilde torasik Exoskeleton nüfuz elektrotlar ile dik açı oluşturacak şekilde, sinek şekilde yüzeye yapıştırılmış olmalı, gerekirse, elektrot yerleştirme, bir kısmını kaldırarak kolaylaştırılabilir tungsten neşter ile birlikte dorsal torasik manikür böylece açığa DLM uçuş kası (bu adım cam elektrot uçları kırmak için zor karar ek bir avantaj sunuyor). Ayrıca, bakım subcuticularly bulunan DLMS ve TTMs aracılığıyla elektrotlar iterek önlemek için alınmalıdır. Sineğin baş ve beyin düzgün eklenecek uyarıcı elektrotlar için izin vermek ve onları kayıt oturumu sırasında çıkardı önlemek için güvence altına alınmalıdır. Büyüklüğü ve iyi tanımlanmış morfolojisi nedeniyle, GFS Drosophila en kolay nöronal yolların birini temsil eder. Nöronların elektriksel birleştiğinde görünüm için küçük bir molekül ağırlığı tracer boyalar elektrik sinaps geçirgenliği sağlar ve birçok kullanılabilir GAL4 hatları mümkün gen ekspresyon düzeyleri, hücre ya da hücre grupları (Jacobs ve ark, 2000 bir alt kümesi işlemek için; . Allen ve ark, 2006) Drosophila GDS nöronal plastisite eğitim için uygun bir model sistem (Engel ve Wu yukarıda belirtilen avantajları, hem afferent ve torasik bileşenler, alışkanlık, spontan iyileşme ve dishabituation olarak devre görüntü özellikleri, ek olarak, 1996).

<table border="1"><tbody><tr><td> ADI </td><td> ŞİRKET </td><td> CAT. # </td><td> YORUMLAR </td></tr><tr><td> S48 Meydanı Darbe Stimülatör </td><td> Çim Aletleri </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> Uyarım birim </td><td> Çim Aletleri </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> SIU5 RF Trafo İzolasyon Birimi </td><td> Çim Aletleri </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> 5A iki kanallı intrasellüler Mikroelektrod Amplifikatör </td><td> Araçların Başlarken </td><td></td><td> http://www.gettinginstruments.com/ </td></tr><tr><td> Digidata 1440A veri toplama sistemi </td><td> Moleküler Cihazlar </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> Analog-Dijital Digidata 1320 ve Axoscope 9.0 yazılımı </td><td> Moleküler Cihazlar </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> Manuel mikromanipülatörler kayıt platformu </td><td> Narishige, Sutter Ins, Dünya Hassas Ins. </td><td></td><td> http://narishige-group.com/ http://www.sutter.com/index.html http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Işık kaynağı </td><td> Fostec </td><td></td><td> http://www.nuhsbaum.com/FOSTEC.htm </td></tr><tr><td> Vahşi M5 stereomikroskopta </td><td> Wild Heerbrugg </td><td></td><td> http://www.wild-heerbrugg.com/ </td></tr><tr><td> Titreşim izolasyonu tablosu </td><td> TMC </td><td></td><td> http://www.techmfg.com/ </td></tr><tr><td> Mikroelektronlar için borosilikat tüp </td><td> Sutter Enstrüman </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> P-95 Mikropipet çektirmesi </td><td> Sutter Enstrüman </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> Microfil 34 gauge, 67 mm (elektrot dolgu) </td><td> Dünya Hassas Aletler </td><td> MF34G-5 </td><td> http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Mikrodisseksiyon araçları (forseps, ...) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td></td><td> www.finescience.com </td></tr><tr><td> Diseksiyon (stereo) mikroskop </td><td> Leica </td><td></td><td> http://www.leica-microsystems.com/ </td></tr><tr><td> Faraday kafesi </td><td> Bilinmeyen üretici </td><td></td><td></td></tr></tbody></table> Diğer: plastik şırıngalar, tungsten toprak teli ve NaOH bilenmiş tungsten elektrotlar, KCl, mum platform, bir PC monitörü ile ...

electrophysiological recordings from the giant fiber pathway of d. melanogaster

Yetişkin ürküyor zaman D. melanogaster atlama ve havaya uçup tepki. D. de dahil olmak üzere pek çok omurgasız türleri , melanogaster yetişkin aşamasında, &quot;kaçış&quot; (veya &quot;irkilme&quot;) yanıt çok bileşenli nöronal devre Dev Fiber Sistemi (GDS) olarak adlandırılan aracılık eder . Nöronlar, kendi ayırt edici morfolojisi ve basit bağlantı karşılaştırmalı büyük boy GFS nöronal devre eğitimi için cazip bir model sistem olun. GFS yolu aksonlar servikal bağ üzerinden torasik ganglion içine orta hat boyunca beyin soyundan olan bilateral simetrik iki Giant Fiber (GF) internöronlar oluşmaktadır. Mesothoracic neuromere ventral ganglionlar 1) ipsilateral motorneuron tergotrochanteral kas sürücüler büyük medial dendrit (TTMN) (TTM), ana mesothoracic femur / bacak ekstansör GF&#39;lerin formu elektro-kimyasal sinaps (T2) , ve 2) kontralateral periferik synapsing interneuron (PSI) dönüş formları dorsal longitudinal kasları (DLMS) motorneurons (DLMns), kanat depressors kimyasal (kolinerjik) sinapsların. Kanatları doğrudan bağlı değil, hareket değildir dorsovental kasları (DVMs) nöronal yolağı (ler), kanat asansör, henüz (DLMS ve DVMs dolaylı uçuş kaslarının ortaklaşa bilinen çalışmış değil dolaylı olarak yakındaki torasik manikür bozan kanat) (King ve Wyman, 1980, Allen ve ark, 2006). DLMS di-sinaptik aktivasyon TTMs ilk femur genişletmek ve itmek için izin TTM monosinaptik aktivasyonu (~ 0.5 ms) göre, bu kasların kasılma zamanlaması (PSI yoluyla) küçük ama önemli bir gecikmeye neden olur yerden uçarlar. Aynı anda da karşılıklı uçuş süresi DVMs streç etkinleştirmek DLMS streç etkinleştirmek TTMs. GF yolu duyusal (örneğin &quot;air-puf&quot; ya da &quot;yanar-off&quot;) uyaran uygulanarak ya da dolaylı olarak aktif ya da doğrudan beyin burada açıklanan üstü bir eşik elektriksel uyaran olabilir. TTMns ve DLMns, henüz tanımlanmamış, diğer duyusal girdilerin var ancak her iki durumda da, bir aksiyon potansiyeli, sadece GF&#39;lerin, PSIs ve TTM / DLM motor nöronlar aracılığıyla TTMs ve DLMS ulaşır. &quot;Gecikme tepkisi&quot; (uyarımı ve kas depolarizasyon arasındaki zaman) ve Ölçme &quot;yüksek frekanslı stimülasyon için aşağıdaki&quot; (yüksek frekanslı uyaranlar belli bir sayıda başarılı yanıtlarının sayısı), tekrarlanabilir ve kantitatif fonksiyonel durumu değerlendirmek için bir yol sağlar GFS bileşenleri, hem merkezi sinaps (GF-TTMN, GF-PSI, PSI DLMn) ve kimyasal (glutamaterjik) nöromüsküler kavşaklar (TTMN-TTM ve DLMn-DLM) de dahil olmak üzere. Bu, merkezi sinaps oluşumu ilgili genler tespit ve merkezi sinir sistemi fonksiyonunu değerlendirmek için kullanılır olmuştur.

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster at JoVE.com

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Dev Fiber Sistemi yetişkin basit bir nöronal devre<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Sinek en büyük nöron içeren. Biz bu yolun Dev Fiber internöronlar doğrudan uyarılmasını takiben dorsal longitudinal (DLM) ve tergotrochanteral (TTM) kaslar post sinaptik potansiyeller kayıt yoluyla sinaptik iletim izlemek için protokol açıklar.

Dev Fiber Pathway Elektrofizyolojik Kayıtlar D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

electrophysiological-recordings-from-giant-fiber-pathway-d

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

14.5K Görüntüleme.  University College London - UCL. Dev Fiber Sistemi yetişkin basit bir nöronal devre Drosophila melanogaster Sinek en büyük nöron içeren. Biz bu yolun Dev Fiber internöronlar doğrudan uyarılmasını takiben dorsal longitudinal (DLM) ve tergotrochanteral (TTM) kaslar post sinaptik potansiyeller kayıt yoluyla sinaptik iletim izlemek için protokol açıklar.

Video: Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Yetişkin Tüm Dağı Hazırlık Drosophila Dev Fiber Boya Enjeksiyon Ventral Sinir Kablosu

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Nörobilim

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Kullanarak Bileşiklerin Biyoaktivite için eşli Nanoinjection ve Ekran için Elektrofizyoloji Testi Drosophila melanogaster Dev Elyaf Sistemi

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. The larval neuromuscular system is a model synapse for the study of synaptic physiology and neurotransmission, and is a valuable research tool that has defined genetics and is accessible to experimental manipulation. Larvae can be dissected to expose the body wall musculature, central nervous system, and peripheral nerves. The muscles of Drosophila and their innervation pattern are well characterized and muscles are easy to access for intracellular recording. Individual muscles can be identified by their location and orientation within the 8 abdominal segments, each with 30 muscles arranged in a pattern that is repeated in segments A2 - A7. Dissected drosophila larvae are thin and individual muscles and bundles of motor neuron axons can be visualized by transillumination1. Transgenic constructs can be used to label target cells for visual identification or for manipulating gene products in specific tissues. In larvae, excitatory junction potentials (EJP&#8217;s) are generated in response to vesicular release of glutamate from the motoneurons at the synapse. In dissected larvae, the EJP can be recorded in the muscle with an intracellular electrode. Action potentials can be artificially evoked in motor neurons that have been cut posterior to the ventral ganglion, drawn into a glass pipette by gentle suction and stimulated with an electrode. These motor neurons have distinct firing thresholds when stimulated, and when they fire simultaneously, they generate a response in the muscle. Signals transmitted across the NMJ synapse can be recorded in the muscles that the motor neurons innervate. The EJP&#8217;s and minature excitatory junction potentials (mEJP&#8217;s) are seen as changes in membrane potential. Electrophysiological responses are recorded at room temperature in modified minimal hemolymph-like solution2 (HL3) that contains 5 mM Mg2+ and 1.5 mM Ca2+. Changes in the amplitude of evoked EJP&#8217;s can indicate differences in synaptic function and structure. Digitized recordings are analyzed for EJP amplitude, mEJP frequency and amplitude, and quantal content.

Here we describe electrophysiological methods for measuring synaptic transmission at the neuromuscular junction of Drosophila larva. Evoked release is initiated artificially by stimulating the motor neuron axons, and transmission through the NMJ can be measured by the postsynaptic response evoked in the muscle.

Drosophila Larva NMJ Synaptic Potansiyeller kayıt için Elektrofizyolojik Yöntemler

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. ...

Biyoloji

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

Elektrofizyolojik Kayıt Drosophila Embriyo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

Elektrofizyolojik Kayıt<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Sensilla Taste

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Recording Hücre içi Gerilim Yanıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Işık Uyaranların için Fotoreseptörler ve internöronlar<em&gt; İn Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.

Tam Hücreli Gerilim Kelepçesi Kayıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</emPhotoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal macropatch recordings of synaptic currents from visualized boutons at the Drosophila larval NMJ. This technique requires customized fabrication of recording micropipettes, as well as a compound microscope equipped with a high magnification, long-distance water immersion objective, differential interference contrast (DIC) optics, and a fluorescent attachment. The recording electrode is positioned on the top of a selected synaptic bouton visualized with DIC optics, epi-fluorescence, or both. The advantage of this technique is that it allows monitoring the synaptic activity of a limited number of sites of release. The recording electrode has&#160;a diameter of several microns, and the release sites positioned outside of the electrode rim do&#160;not significantly affect the recorded currents. The recorded synaptic currents have fast kinetics and can be readily resolved. These advantages are especially important for the studies of mutant fly lines with enhanced spontaneous or asynchronous synaptic activity.

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Synaptic currents can be recorded focally from visualized synaptic boutons at the Drosophila third instar larvae neuromuscular junction. This technique enables monitoring the activity of a single synaptic bouton.

Drosophila larva nöromüsküler kavşak sinaptik akımlardan Fokal Macropatch kayıtları

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal ...

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield deleterious consequences, yet the current methods for recording nervous system activity of an individual animal is costly and laborious. This suction electrode preparation of the third-instar larval central nervous system of Drosophila melanogaster, is a tractable system for testing the physiological effects of neuroactive agents, determining the physiological role of various neural pathways to CNS activity, as well as the influence of genetic mutations to neural function. This ex vivo preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of insect neuronal activity. A wide variety of chemical modulators, including peptides, can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline to measure the influence on the CNS activity. Further, genetic technologies, such as the GAL4/UAS system, can be applied independently or in tandem with pharmacological agents to determine the role of specific ion channels, transporters, or receptors to arthropod CNS function. In this context, the assays described herein are of significant interest to insecticide toxicologists, insect physiologists, and developmental biologists for which D. melanogaster is an established model organism. The goal of this protocol is to describe an electrophysiological method to enable the measurement of electrogenesis of the central nervous system in the model insect, Drosophila melanogaster, which is useful for testing a diversity of scientific hypotheses.

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar  Drosophila Melanogaster

This protocol describes a method to record the descending electrical activity of the Drosophila melanogaster central nervous system to enable the cost-efficient and convenient testing of pharmacological agents, genetic mutations of neural proteins, and/or the role of unexplored physiological pathways.

Üçüncü-biçim Drosophila Melanogaster merkezi sinir sisteminin etkinliğinin elektrofizyolojik kayıt

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Drosophila'da Sinir Sistemi Adaptasyonunu İncelemek İçin Tek Nöron Ablasyonu

Laser Cell Ablation in Intact Drosophila Larvae Reveals Synaptic Competition

The protocol describes single-neuron ablation with a 2-photon laser system in the central nervous system (CNS) of intact Drosophila melanogaster larvae. Using this non-invasive method, the developing nervous system can be manipulated in a cell-specific manner. Disrupting the development of individual neurons in a network can be used to study how the nervous system can compensate for the loss of synaptic input. Individual neurons were specifically ablated in the giant fiber system of Drosophila, with a focus on two neurons: the presynaptic giant fiber (GF) and the postsynaptic tergotrochanteral motor neuron (TTMn). The GF synapses with the ipsilateral TTMn, which is crucial to the escape response. Ablating one of the GFs in the 3rd instar brain, just after the GF starts axonal growth, permanently removes the cell during the development of the CNS. The remaining GF reacts to the absent neighbor and forms an ectopic synaptic terminal to the contralateral TTMn. This atypical, bilaterally symmetric terminal innervates both TTMns, as demonstrated by dye coupling, and drives both motor neurons, as demonstrated by electrophysiological assays. In summary, the ablation of a single interneuron demonstrates synaptic competition between a bilateral pair of neurons that can compensate for the loss of one neuron and restore normal responses to the escape circuit.

Yazar Spotlight: Drosophila'da Nöral Devre Montajı ve Sinaps Oluşumu Mekanizmalarının İncelenmesi

This protocol demonstrates the laser cell ablation of individual neurons in intact Drosophila larvae. The method enables the study of the effect of reducing competition between neurons in the developing nervous system.

Sağlam Drosophila Larvalarında Lazer Hücre Ablasyonu Sinaptik Rekabeti Ortaya Çıkardı

The protocol describes single-neuron ablation with a 2-photon laser system in the central nervous system (CNS) of intact Drosophila melanogaster larvae. ...

Dev Fiber Pathway Elektrofizyolojik Kayıtlar D. melanogaster

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler