עבודה זו נתמכה על ידי קרן Wellcome להעניק LP

1. ציוד וחומרים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניסויים אלה להשתמש הגדרת תקן electrophysiology מורכבת ממריץ, יחידת בידוד גירוי, שני מגברים microelectrode, מערכת רכישת נתונים ומחשב עם תוכנת האוסף. ציוד נוסף כולל כלוב פאראדיי, stereomicroscope על סטנד בום, שולחן בידוד רעידות, מקור האור, פלטפורמה ההקלטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חמש micromanipulators משמשים. שני micromanipulators דורשים שולט בסדר עבור מיקום האלקטרודות הקלטה, ואילו שלושת האחרים micromanipulators רק דורשים שולטת ברוטו לתפקיד שתי אלקטרודות הגירוי האלקטרודה לקרקע. Micromanipulator עבור האלקטרודה הקלטה DLM ממוקם בקצה הזנב של התכשיר (שמאל של הנסיין) לבין micromanipulator עבור האלקטרודה הקלטה TTM ממוקם בין הנסיין לבין הצד של התכשיר (מעט שמאלה של הנסיין). שני micromanipulators כי תקיים את האלקטרודות סימולציה ממוקמים בראש ההכנה (מימין של הנסיין). Micromanipulator עבור אלקטרודה הקרקע ממוקמת בקצה המרוחק של התכשיר </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך הקלטה microelectrodes זכוכית עם התנגדויות של 40-60 MΩ ולאחסן שטוח בצלחת נתמך על ידי שעווה. עבור גירוי, שתי אלקטרודות טונגסטן אלקטרוליטים (NaOH) חידד משמשים. תיל טונגסטן, או אלקטרודה מפוברק אלקטרוליטים השלישית היא לשמש קרקע. האלקטרודות מגרה הקרקע מוכנים ומצורפת micromanipulators לפני תחילת הפגישה ניסיוניים לא צריך להיות מוחלף למשך הפגישה. </li></ol> 2. הכנת ד melanogaster <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הציוד שלך מוגדר, זה הזמן להכין את הזבובים. הרדימי הזבובים על ידי קירור עליהם קרח או באמצעות ה-CO 2. אם ה-CO 2 משמש, ולאחר מכן לאפשר זמן מספיק (כ 20mins) את ההשפעות של הגז להתפוגג לפני תחילת הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים להעביר את הזבובים בעדינות על רגליהם לצלחת המכילה מצע של שעווה רכה משופע בזווית של ° 45 בקירוב. לצד ארבעת הצעדים נעשים תחת מיקרוסקופ לנתח מן הציוד (אבל קרוב) ההקלטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השלב הבא הוא להבטיח את לטוס שעווה. המזרח בצד הגחון לטוס למטה, עם למעלה הקדמי שלה מול במדרון. בעזרת זוג מלקחיים בסדר, להאריך את הרגליים כלפי חוץ, בזוגות, ולדחוף אותם לתוך השעווה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> היכרות עם מיקום השרירים שיירשמו מ: אורך השריר הגבי, או DLM, ואת שריר tergotrochanteral, או TTM. האתרים מצורף subcuticular של DLMs להתכתב עם האזור בין קו האמצע החזי ואת הגב הקדמי זיפים (או setae). האתרים מצורף TTM ממוקמים dorsally של האחורי ואת הקדמי העל עלאר זיפים. וודא כי הכנפיים לא לחסום את הגישה סיבי DLM או TTM, החזק את הכנפיים החוצה &quot;דבק&quot; אותם בשעווה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות זוג נאה של מלקחיים, למשוך את חוטם החוצה בזהירות, לאבטח אותו על ידי שיקוע אותו לתוך השעווה. זהו צעד קריטי, כי דורש קצת תרגול מאז חוטם הוא רך בקלות מנותק משאר הראש. אם זה יקרה, לבטל את לטוס ולהתחיל מחדש. אי לאבטח את הראש בדרך זו מוביל לבעיות כאשר החדרת אלקטרודות גירוי דרך העיניים. </li></ol> 3. הצמדת אלקטרודות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר לטוס מעוגנת השעווה, להעביר את המנה עם לטוס המצורף מתחת stereomicroscope כי הוא נמצא בתוך כלוב פאראדיי. המזרח לטוס הצידה עם הראש של הזבוב בצד ימין של הנסיין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השלב הבא הוא להכניס את האלקטרודות. אלקטרודות קרקע ועידוד יכול להיות מוכנס בלי להסתכל מבעד למיקרוסקופ. הקלטות טוב להסתמך על impalement מדויק, כך שזה רעיון טוב להתאמן הטיפול micromanipulators. תביאו את האלקטרודות קרוב האתרים של הכניסה בעזרת micromanipulators כדי להקל על ביצוע נאות שלהם בהקלטות הבאות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיכים את האלקטרודה לתוך הקרקע סוף האחורי של הבטן באמצעות גלגלי התאמה על micromanipulator. כדי למקם את האלקטרודות טונגסטן חידד גירוי במוח, השתמש micromanipulator עמדת קצה אחד של האלקטרודות כך זה פשוט נוגע באחד עיניו של זבוב. לעשות את אותו הדבר עם השני, כך האלקטרודות הן רק נגיעה החיצוני של כל עין. ואז לדחוף את האלקטרודות, בתורו, דרך עין כל כך קצות האלקטרודות להגיע למוח ממוקם בחלק האחורי של הקפסולה הראש (כ 2-3mm). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אלקטרודות המונחות בצורה נכונה יפעיל את מערכת סיבים ענק. כדי לבדוק זאת מגרה את האלקטרודות ממוקמות כראוי, חל גירוי קצר (0.03 ms) של 30-60V על פני אלקטרודות גירוי, ולחפש תנועת הכנפיים של עוויתות שרירים טיסה / הרגל &quot; </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השלב הבא הוא אל גב למלא את microelectrodes זכוכית עם 3M KCl באמצעות המילטון או חום שלף מזרק פלסטיק, ולהכניס אותם לתוך הקנס שליטה micromanipulators. Microelectrodes הוכנס כראוי יכול לשמש מספר סבבי ניסויים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אלקטרודה ההקלטה הראשון יהיה מוכנס לתוך סיב DLM. ישנם שני DLMs סימטרי בילטרלי, כל אחד מורכב משישה סיבי שריר בודדים. ההקלטות ניתן לעשות זאת מכל שישה סיבים, אולם הנפוץ ביותר הם סיבי DLM 45 א ו - 45B בשל נגישות טובה שלהם דרך הצד הגבי של לציפורן החזה, ואת העובדה כי הן סיבים מעוצבבים על ידי motorneuron אותו . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש micromanipulator בצד הרחוק ממך, להוסיף אלקטרודה הקלטה לתוך סיב DLM 45 א או ב השיפוע של הפלטפורמה מאפשרת אלקטרודה DLM להיכנס לציפורן הגב על זווית ~ ° 60-90, אשר מסייע לחדירה. השתמש בתוכנה במצב אוסצילוסקופ ומסתכל על צג המחשב תוך כדי החדרת אלקטרודות הקלטה לתוך בית החזה. כאשר האלקטרודה חתמה שריר הבסיס יירד כמעט לאפס או ערך שלילי. מבחן עם גירוי בודד כדי לראות אם ניתן לראות את תגובת השרירים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את האלקטרודה הקלטה אחרים לתוך TTM הקרוב ביותר אליך. אלקטרודה זו מוכנס רוחבית, מולך, עקב המיקום של האתר מצורף השריר. שוב להתבונן בצג תוך כדי לעשות את זה ולבדוק עם גירוי בודד פעם עקבות מצביע האלקטרודה היא בשריר. </li></ol> 4. גירוי ו הקלטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כעת אתה מוכן להתחיל מגרה את המוח ואת התגובות הקלטה מהרגל והשרירים הטיסה. החל גירוי קצר (0.03 ms) על פני אלקטרודות גירוי החל V 30 ו גוברת V 60 עד שאתה רואה תגובה (כלומר עווית שרירים, וכן שלילת קוטביות תא שריר כפי שנצפה על צג המחשב). במשך שארית של הניסוי, להגדיר את V 5-10 מתח מעל סף התגובה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי למדוד חביון התגובה, לתת לפחות 5 גירויים יחיד עם תקופת מנוחה 5 השני בין כל גירוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבע את &quot;תדירות הבאים&quot; על ידי אספקת הרכבות של גירויים בקצב שונה. בדרך כלל 10 רכבות של 10 גירויים ניתנים ב 100Hz (10ms בין כל גירוי), 200Hz (5ms בין כל גירוי) ו 300Hz (3ms בין כל גירוי). אפשר תקופת מנוחה של 2 שניות בין כל רכבת של גירויים. </li></ol> 5. תוצאות: latencies תגובה ותדירות בעקבות במסלול סיבים ענק <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חביון התגובה הוא הזמן בין גירוי של המוח שלילת קוטביות של השריר. נתון זה משווה את latencies התגובה DLM ו - TTM לגירוי אחד. Latencies בין 0.7 ו 1.2 ms עבור מסלול GF-TTM ובין 1.3 ו 1.7 ms עבור מסלול GF-DLM מצביעים הכנה בריאה טכניקת ההקלטה תקין. Latencies יכול להשתנות עם טמפרטורה, גנוטיפ, הרקע הגנטי לבין גיל. איור 1 (A ו-B). הנציג עקבות מראה תגובות מוקלטות מן TTMs ו DLMs בעקבות גירוי יחיד ליישם במוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כפי שמוצג כאן, הקלטות TTM את ההצגה השתנות יותר במונחים של משרעת וצורה הפוטנציאל postsynaptic (PSP) בהשוואה לאלה של סיבים DLM גדול; זה השתנות מוגברת בשל גודלו הקטן של סיבי השריר TTM. השתנות זו, לעומת זאת, אינו משפיע על השהיית התגובה ערכי מסלול Fiber-to-TTM ענק. &quot;חביון התגובה&quot; איור 1 (C ו-D). עקבות נוסף מתוך 4 זבובים הפרט הן עבור TTM ו DLM. הערה עקבות TTM התערוכה השתנות בצורת PSP אבל חביון התגובה אינה מושפעת. עבור DLM יש השתנות פחות בכושר PSP. <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig1.jpg" alt="איור 1-D" /> </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השווה את &quot;תדירות הבאים&quot; ב 100 הרץ, 200 הרץ, ו 300 הרץ על ידי חישוב שיעור התגובות מוצלח (מתוך 10) עבור DLM והן המסלולים TTM בתדר כל גירוי. ב 100 הרץ, הן TTM ו DLM לעקוב אחר גירויים 01:01. בתדרים גירוי מעל 100 הרץ, התגובות DLM להתחיל להראות כשלים כי מתווך סינפסה כימית בין שני interneurons אין מספיק זמן להתאושש בין גירויים. התגובות TTM, לעומת זאת, נשארים עם גירויים 01:01 ואף מעבר 300Hz. איור 2. עקבות נציג מראה את &quot;תדירות הבאים&quot; הקלטות. ב 100Hz, הן TTMs ו DLMs להגיב לכל הגירויים 10 (משמאל). ב 200Hz, התגובות DLM להתחיל להיכשל (כוכבית). <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig2.jpg" alt="איור 2" /> </li></ol>6. נציג תוצאות Wild סוג קצרי חביון תגובות (אלקטרודות לגירוי ממוקמים העיניים, תוך עקיפת קולטנים חושי מפעילה את המעגל GF ישירות) תלוי גנוטיפ, רקע גנטי, טמפרטורה גיל, נעים בין 0.7 ו 1.2 ms עבור מסלול GF-TTM ו 1.3 and1.7 ms עבור מסלול GF-DLM (Tanouye ו ויימן, 1980, תומאס ויימן, 1984; אנגל וו, 1992; אלן Murphey, 2007; פלן et al, 2008;. אוגוסטין ואח&#39;, טרם פורסם). . זה חביון TTM קצר מאוד בשל החזקה GF-TTMn אלקטרוכימיים סינפסה של מסלול monosynaptic ואת חביון DLM מתרחשת עוד בגלל האופי disynaptic של מסלול, כמו גם את נוכחותו של סינפסה כימית (PSI-DLMn). בינוני וארוך חביון תגובות (&gt; 3 ms) כתוצאה ההפעלה של afferents GF ו מושגות גם באמצעות גירוי בעוצמה נמוכה יותר או מתן אות חזותי (&quot;אור-off&quot;). ב 100Hz הן TTM ו DLM צריך לעקוב אחר גירויים 01:01. מעל 100Hz התגובות DLM יתחיל להראות כשלים כמו סינפסה כימית בין PSI ו DLMns אין מספיק זמן להתאושש בין גירויים פחות מ 10ms מזה. התגובות TTM, לעומת זאת, יישאר 01:01 עם גירויים ואף מעבר 300Hz (Tanouye ו ויימן, 1980; אנגל וו, 1992;. Allen et al, 2007;. מרטינז et al, 2007). מוטציות בגן shakB, קידוד פער תסיסנית צומת ערוץ (&quot;innexin&quot;), להגדיל באופן משמעותי את חביון התגובה של מסלול GF-TTM (~ 1.5 ms) ואילו הסניף GF-DLM אינו מגיב (אלן Murphey, 2007; פלן et al. 2008). תגובת מוטציה ניתן לשחזר על ידי גירוי ישיר הגנגליונים החזה, הוכחת כי ההשפעה אינה מתעכבת בשל שידור neuromuscular שיבשו. היכולת לעקוב אחר גירויים בתדירות גבוהה נפגעת גם מוטציות אלה לעומת סוג בר זבובים שבו GF-DLM ו GF-TTM המסלולים הם בדרך כלל מסוגלים לעקוב אחר גירויים 10 עם יחס 1:01 עד Hz 100 ו - 300 הרץ, בהתאמה. חשוב לציין כי תדרים אלה הם הרבה מעל תדרים גירוי נורמלי שהתקבלו על ידי כיווץ השרירים במהלך הטיסה מתמשכת (30-10 הרץ) (Hummon וקוסטלו, 1989). פרמטר נוסף המשמש לתיאור את היציבות של תפוקות GFS היא &quot;תקופת עקשן&quot;, או זמן מינימלי בין הפולסים גירוי התאום כי עדיין מייצרת שתי תגובות של השריר. בפעם עקשן נע בין 1-4 אלפיות עבור TTMs ו 7-15 מילישניות עבור DLMs. תקופת עקשן ארוך יחסית עבור DLMs נובע יחסית יציב סינפסות כימיות בצומת PSI-DLMn (Tanouye ו ויימן, 1980; Gorczyca היכל, 1984; אנגל וו, 1992; בנרג&#39;י et al, 2004;. אלן Godenschwege, 2010).

<ol>
	<li>Allen, M. J., Godenschwege, T., Zhang, B., Freeman, M. R., Wadde, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Recordings+from+the+Drosophila+Giant+Fiber+System.">Electrophysiological Recordings from the Drosophila Giant Fiber System.</a> Drosophila Neurobiology: A Laboratory Manual. , (2010).</li><li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+an+escape:+development+and+function+of+the+Drosophila+giant+fibre+system.">Making an escape: development and function of the Drosophila giant fibre system.</a> Semin Cell Dev Biol. 17, 31-41 (2006).</li><li>Allen, M. J., Murphey, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+chemical+component+of+the+mixed+GF-TTMn+synapse+in+Drosophila+melanogaster+uses+acetylcholine+as+its+neurotransmitter.">The chemical component of the mixed GF-TTMn synapse in Drosophila melanogaster uses acetylcholine as its neurotransmitter.</a> Eur J Neurosci. 26, 439-445 (2007).</li><li>Banerjee, S., Lee, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+flight+and+associated+neuronal+rhythmicity+in+inositol+1,4,5-trisphosphate+receptor+mutants+of+Drosophila.">Loss of flight and associated neuronal rhythmicity in inositol 1,4,5-trisphosphate receptor mutants of Drosophila.</a> J Neurosci. 24, 7869-7878 (2004).</li><li>Engel, J. E., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+of+membrane+excitability+mutations+affecting+potassium+and+sodium+currents+in+the+flight+and+giant+fiber+escape+systems+of+Drosophila.">Interactions of membrane excitability mutations affecting potassium and sodium currents in the flight and giant fiber escape systems of Drosophila.</a> J Comp Physiol A. 171, 93-104 (1992).</li><li>Gorczyca, M., Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cholinergic+synapse+in+the+giant+fiber+pathway+of+Drosophila+using+conditional+mutations+of+acetylcholine+synthesis.">Identification of a cholinergic synapse in the giant fiber pathway of Drosophila using conditional mutations of acetylcholine synthesis.</a> J Neurogenet. 1, 289-313 (1984).</li><li>Hummon, M. R., Costello, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Giant+fiber+activation+of+flight+muscles+in+Drosophila:+asynchrony+in+latency+of+wing+depressor+fibers.">Giant fiber activation of flight muscles in Drosophila: asynchrony in latency of wing depressor fibers.</a> J Neurobiol. 20, 593-602 (1989).</li><li>Jacobs, K., Todman, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptogenesis+in+the+giant-fibre+system+of+Drosophila:+interaction+of+the+giant+fibre+and+its+major+motorneuronal+target.">Synaptogenesis in the giant-fibre system of Drosophila: interaction of the giant fibre and its major motorneuronal target.</a> Development. 127, 5203-5212 (2000).</li><li>King, D. G., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+giant+fibre+pathway+in+Drosophila.+I.+Three+thoracic+components+of+the+pathway.">Anatomy of the giant fibre pathway in Drosophila. I. Three thoracic components of the pathway.</a> J Neurocytol. 9, 753-770 (1980).</li><li>Martinez, V. G., Javadi, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-related+changes+in+climbing+behavior+and+neural+circuit+physiology+in+Drosophila.">Age-related changes in climbing behavior and neural circuit physiology in Drosophila.</a> Dev Neurobiol. 67, 778-791 (2007).</li><li>Miller, A., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+anatomy+and+histology+of+the+imago+of+Drosophila+melanogaster.">The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster.</a> Biology of Drosophila. , 502-503 (1965).</li><li>Phelan, P., Goulding, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanism+of+rectification+at+identified+electrical+synapses+in+the+Drosophila+giant+fiber+system.">Molecular mechanism of rectification at identified electrical synapses in the Drosophila giant fiber system.</a> Curr Biol. 18, 1955-1960 (2008).</li><li>Power, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thoracico-abdominal+nervous+system+of+an+adult+insect,+Drosophila+melanogaster.">The thoracico-abdominal nervous system of an adult insect, Drosophila melanogaster.</a> J Comp Neurol. 88, 347-409 (1948).</li><li>Tanouye, M. A., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+outputs+of+giant+nerve+fiber+in+Drosophila.">Motor outputs of giant nerve fiber in Drosophila.</a> J Neurophysiol. 44, 405-421 (1980).</li><li>Thomas, J. B., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+altering+synaptic+connectivity+between+identified+neurons+in+Drosophila.">Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila.</a> J Neurosci. 4, 530-538 (1984).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

אחד הדברים החשובים ביותר יש לשים לב כאשר מנסה להשיג הקלטות באיכות גבוהה היא האוריינטציה בריאות תקין של התכשיר. באופן אידיאלי, הזבוב עדיין צריך להיות חי בסוף הפגישה הקלטה ומגיבה לגירויים חשמליים. עבור האלקטרודות ההקלטה באופן היעיל ביותר לחדור את שלד בית החזה, לעוף צריך להיות מודבק על פני השטח בצורה כזו כדי ליצור זווית ישרה עם האלקטרודות, במידת הצורך, החדרת אלקטרודות ניתן להקל על ידי הסרת חלק מן לציפורן החזה הגב עם טונגסטן אזמל ובכך חושפים את השריר טיסה DLM (בשלב זה מציעה יתרון נוסף של ולהקשות על קצות אלקטרודות זכוכית לשבור). כמו כן, הטיפול חייב להילקח להימנע דוחפים את האלקטרודות דרך DLMs ו TTMs ממוקם subcuticularly. הראש של הזבוב צריך להיות מאובטח היטב, כדי לאפשר את האלקטרודות מגרה להיות מוכנס כהלכה לתוך המוח כדי למנוע מהם שלף במהלך הפגישה ההקלטה. בשל גודלו היטב תיאר מורפולוגיה, GFS מייצג את אחד המסלולים העצבית נגיש ביותר תסיסנית. החדירות של סינפסות חשמלי קטן צבעים נותב משקל מולקולרי מאפשר הדמיה של נוירונים יחד חשמלית, וכמה זמין GAL4 קווים מאפשרים לתפעל רמות ביטוי הגנים משנה של תאים או קבוצות תאים (Jacobs et al, 2000;. Allen et al., 2006) בנוסף על היתרונות שהוזכרו לעיל, מביא את שני המרכיבים ואת החזה של ולהציג מאפיינים המעגל כגון התאוששות הרגלה, dishabituation ספונטנית, מה שהופך את GFS תסיסנית מערכת מודל נוח ללימוד הפלסטיות העצבית (אנגל וו, 1996).

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם </td><td> החברה </td><td> CAT. # </td><td> תגובות </td></tr><tr><td> S48 כיכר דופק ממריץ </td><td> גראס מכשירים </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> גירוי יחידה </td><td> גראס מכשירים </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> SIU5 RF שנאי יחידת בידוד </td><td> גראס מכשירים </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> 5A שני ערוצים microelectrode תאיים מגבר </td><td> קבלת מכשירים </td><td></td><td> http://www.gettinginstruments.com/ </td></tr><tr><td> Digidata 1440A נתוני מערכת הרכישה </td><td> מולקולרית התקנים </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> אנלוגי, דיגיטלי Digidata 1320 ותוכנה Axoscope 9.0 </td><td> מולקולרית התקנים </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> הקלטה פלטפורמה עם micromanipulators ידני </td><td> Narishige, Ins סאטר., Ins העולם Precision. </td><td></td><td> http://narishige-group.com/ http://www.sutter.com/index.html http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> מקור אור </td><td> Fostec </td><td></td><td> http://www.nuhsbaum.com/FOSTEC.htm </td></tr><tr><td> Wild stereomicroscope M5 </td><td> Wild Heerbrugg </td><td></td><td> http://www.wild-heerbrugg.com/ </td></tr><tr><td> בידוד רעידות השולחן </td><td> TMC </td><td></td><td> http://www.techmfg.com/ </td></tr><tr><td> צינורות בורוסיליקט עבור microelectrodes </td><td> סאטר Instrument </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> P-95 micropipette חולץ </td><td> סאטר Instrument </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> Microfil מד 34, 67 מ&quot;מ (מילוי אלקטרודה) </td><td> העולם מכשירי דיוק </td><td> MF34G-5 </td><td> http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Microdissection כלים (מלקחיים, ...) </td><td> המדע כלים פיין </td><td></td><td> www.finescience.com </td></tr><tr><td> הביתור (סטריאו) מיקרוסקופ </td><td> לייקה </td><td></td><td> http://www.leica-microsystems.com/ </td></tr><tr><td> כלוב פאראדיי </td><td> לא ידוע היצרן </td><td></td><td></td></tr></tbody></table> אחרים: מזרקים מפלסטיק, האדמה תיל טונגסטן NaOH-חידד אלקטרודות טונגסטן, KCl, פלטפורמה שעווה, מחשב עם צג ...

electrophysiological recordings from the giant fiber pathway of d. melanogaster

כאשר מבוגר מבוהל ד melanogaster להגיב על ידי קפיצות באוויר עף משם. במינים חסרי חוליות רבים, כולל ד melanogaster, את &quot;בריחה&quot; (או &quot;להקפיץ&quot;) בתגובה בשלב מבוגר מתווך על ידי מעגל רב רכיב עצבי בשם מערכת סיבים הענק (GFS). גודל גדול השוואתית של נוירונים, מורפולוגיה ייחודית שלהם וקישוריות פשוטה להפוך את GFS מערכת מודל אטרקטיבי עבור הלומדים מעגלים עצביים. מסלול GFS מורכב משני סימטרי בילטרלי סיבים הענק (GF) interneurons אשר האקסונים יורדים מהמוח לאורך קו האמצע לתוך הגנגליון החזי החיבור דרך צוואר הרחם. ב neuromere mesothoracic (T2) של הגרעינים הגחון הטופס GFS אלקטרו כימיות סינפסות עם הדנדריט 1) המדיאלי גדול של motorneuron ipsilateral (TTMn) אשר מניע את השרירים tergotrochanteral (TTM), את פושטי הירך העיקרית הרגל mesothoracic / , ו 2) interneuron שולי synapsing הנגדי (PSI) אשר בצורות להפוך כימיים (cholinergic) סינפסות עם motorneurons (DLMns) של שרירי הגב האורך (DLMs), את מקלוני כנף. מסלול עצבי (ים) לשרירים dorsovental (DVMs), המעליות כנף, טרם הסתדר (DLMs ו DVMs ידועים במשותף כמו שרירי טיסה ישירה - הם לא מחוברים ישירות את הכנפיים, אלא להעביר את כנפיים בעקיפין על ידי לציפורן עיוות בית החזה הסמוכים) (המלך ויימן, 1980;. Allen et al, 2006). הפעלת די הסינפטי של DLMs (דרך PSI) גורמת לעינוי קטן אבל חשוב העיתוי של התכווצות של השרירים הללו ביחס להפעלת monosynaptic של TTM (~ 0.5 ms) המאפשר TTMs תחילה להאריך את עצם הירך ואת להניע את לטוס מעל פני האדמה. TTMs בו זמנית למתוח-להפעיל את DLMs אשר בתורו הדדית למתוח-להפעיל את DVMs למשך הטיסה. מסלול GF יכול להיות מופעל או בעקיפין על ידי הפעלת גירוי חושי (למשל, &quot;משב אוויר&quot; או &quot;כיבוי אורות&quot;), או ישירות על ידי גירוי העל סף חשמלי למוח (המתואר כאן). בשני המקרים, פוטנציאל פעולה מגיע TTMs ו DLMs אך ורק דרך GFS, PSIs, TTM ו / DLM motoneurons, למרות TTMns ו DLMns צריך אחרים, כמו מזוהה עדיין, תשומות חושיות. מדידת &quot;בתגובה חביון&quot; (הזמן בין הגירוי לבין שלילת קוטביות שריר) ואת &quot;בעקבות לגירוי בתדירות גבוהה&quot; (את מספר התגובות מוצלח למספר מסוים של גירויים בתדירות גבוהה) מספק דרך reproducibly ו כמותית להעריך את המצב התפקודי המרכיבים GFS, כולל שני סינפסות המרכזית (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) ואת כימיים (glutamatergic) neuromuscular צמתים (TTMn-TTM ו DLMn-DLM). זה כבר נעשה שימוש כדי לזהות גנים המעורבים ביצירת סינפסה מרכזי להערכת תפקוד מערכת העצבים המרכזית.

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster at JoVE.com

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

מערכת סיבים הענק הוא מעגל עצבי פשוטה של ​​מבוגר<em&gt; תסיסנית melanogaster</em&gt; המכיל את הנוירונים הגדול לטוס. אנו מתארים את פרוטוקול לניטור הילוכים הסינפטי דרך מסלול זה על ידי הקלטה פוטנציאלים פוסט סינפטיים ב אורך הגב (DLM) ו tergotrochanteral (TTM) השרירים לאחר גירוי ישיר של interneurons סיבים ענק.

הקלטות אלקטרו מתוך מסלול של סיבים ענק ד melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

electrophysiological-recordings-from-giant-fiber-pathway-d

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

14.5K Views.  University College London - UCL. מערכת סיבים הענק הוא מעגל עצבי פשוטה של ​​מבוגר תסיסנית melanogaster המכיל את הנוירונים הגדול לטוס. אנו מתארים את פרוטוקול לניטור הילוכים הסינפטי דרך מסלול זה על ידי הקלטה פוטנציאלים פוסט סינפטיים ב אורך הגב (DLM) ו tergotrochanteral (TTM) השרירים לאחר גירוי ישיר של interneur...

Video: Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

הר הכנה שלמים של המבוגר תסיסנית עצבי חוט הגחון עבור הזרקת סיבים ענק דיי

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Nanoinjection לזווג ו Assay Electrophysiology למסך עבור bioactivity של תרכובות באמצעות תסיסנית melanogaster סיבים הענק מערכת

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

סימולטני טרום והקלטת אלקטרו פוסט סינפטי מ<em&gt; Xenopus</em&gt; עצבי שרירי Co-תרבויות

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

הקלטת אלקטרו במוח של דג הזברה למבוגר שלמה

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

עיצוב וייצור של Ultralight משקל, בדיקות Multi-אלקטרודה מתכוונן לקלטות אלקטרו בעכברים

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

הדמיה ישירה של Murine הגבי שבלול Nucleus לoptogenetic גירוי של הנתיב השמיעתי

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

קביעת תא קולטת אור הרגישות ספקטרלית במודל חרקים מן<em&gt; In vivo</em&lt;הקלטות תאיות

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

מדריך חזותי כדי מיון הקלטות אלקטרו שימוש &#39;SpikeSorter&#39;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

זברה<em&gt; באתרו</em&gt; הכנת בחוט השדרה עבור הקלטות אלקטרו מתוך השדרה חושית הנוירונים המוטוריים

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

הקלטות אלקטרו מתוך מסלול של סיבים ענק ד melanogaster

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae

הר הכנה שלמים של המבוגר תסיסנית עצבי חוט הגחון עבור הזרקת סיבים ענק דיי

Nanoinjection לזווג ו Assay Electrophysiology למסך עבור bioactivity של תרכובות באמצעות תסיסנית melanogaster סיבים הענק מערכת

סימולטני טרום והקלטת אלקטרו פוסט סינפטי מ

הקלטת אלקטרו במוח של דג הזברה למבוגר שלמה

עיצוב וייצור של Ultralight משקל, בדיקות Multi-אלקטרודה מתכוונן לקלטות אלקטרו בעכברים

הדמיה ישירה של Murine הגבי שבלול Nucleus לoptogenetic גירוי של הנתיב השמיעתי

קביעת תא קולטת אור הרגישות ספקטרלית במודל חרקים מן

מדריך חזותי כדי מיון הקלטות אלקטרו שימוש 'SpikeSorter'

זברה