نود أن نشكر سكوت هاملتون، وأعضاء المختبر O&#39;Halloran لقراءة متأنية لهذه المخطوطة. نشكر أيضا مجتمعنا مجهول للحصول على اقتراحات ممتازة والتعليقات الثاقبة.

1. بناء GFP ذات الكلمات الدلالية EGL-4 تعرب عن الحيوانات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استنساخ متعدية GFP الانصهار :: EGL-4 تحت المروج لهذا الجين ODR-3 (2678 BP استخدام المنبع مباشرة من كودون بداية): (ع) ODR-3 :: GFP :: EGL-4. التعبير ODR-3 محركات المروج في أزواج الخلايا العصبية amphid: AWA؛ AWB؛ AWC، وضعيفة في ASH. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن بلازميد (ع) ODR-3 :: GFP :: EGL-4 في الحيوانات (N2) wildtype في 50 نانوغرام / ميكرولتر مع علامات شارك في حقن باستخدام معيار تقنيات التحول الجرثومية سطر 8: (ع) OFM-1: : GFP 9 (25 نانوغرام / ميكرولتر)، و (ع) 1-ODR :: dsRed 10 (25 نانوغرام / ميكرولتر). وODR-1 التعبير محركات المروج في AWC وAWB أزواج amphid الخلايا العصبية، و-1 OFM التعبير محركات المروج في coelomocytes. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إخضاع الحيوانات المعدلة وراثيا معربا عن صفائف خارج الصبغي بالتفصيل في الخطوة 1.2 إلى أن الأشعة فوق البنفسجية (UV) / trimethylpsoralen (TMP) بروتوكول التكامل11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التبييض مزامنة الحيوانات 12 و زراعة منهم على لوحات النمو النيماتودا (NGM) وسائل الاعلام التي تحتوي على OP50 E. كولاي إلى المرحلة L4. غسل الحيوانات L4 من أطباق NGM مع العازلة M9 لإزالة OP50 E. كولاي البكتيريا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة M9 العازلة وإضافة 50-100 ميكرولتر من 30 ميكروغرام / مل حل TMP العمل على بيليه دودة في أنبوب مل ميكروسنتريفوج 1.5. التفاف أنبوب 1.5 مل ميكروسنتريفوج في احباط لمنع الضوء المحيط، وتستنهض الهمم بلطف على محور دوار لمدة 15 دقيقة في احباط الملفوفة 1.5 مل أنبوب microcentrifuge. نقل الديدان في حل TMP / دودة لوحة كبيرة NGM غير المصنف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كشف الديدان على لوحة للأشعة فوق البنفسجية NGM 350 μJ (X100) باستخدام Stratalinker 2400. ثم تضاف الديدان إلى لوحة تحتوي على OP50 NGM واحتضان في الظلام لمدة 5 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختيار 50 لوحات الديدان المعدلة وراثيا المصنفة حوالي 10 (2-5 الديدان كل لوحة). نقل لوحات P0 جديدة كل على مدار 24 ساعة لمدة 3 أيام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختيار 250 F1 على نسيليnimals (1 الحيوان في لوحة). استنساخ الحيوانات من 2-4 F2 من كل لوحة F1. تحقق الحيوانات F3 للبحث عن خط نقل 100٪ من خلال النظر في (ع) OFM-1 :: نمط التعبير GFP تحت المجهر الفلورسنت تشريح ل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هجين الأباعد خط النهائية المتكاملة (s) مع الحيوانات N2 wildtype 5 مرات. وسوف نشير إلى خط متكامل النهائي pyIs500، وGFP الموسومة EGL-4 جزيء وGFP :: EGL-4. </li></ol> 2. زراعة وصيانة الحيوانات لفحوصات إزفاء النووية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> زراعة الحيوانات pyIs500 عند 25 ° C في 10 سم لوحات NGM القياسية (انظر أدناه للحصول على وصفة) مع المصنف E. OP50 البكتيريا القولونية 13 (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في يوم 1، واختيار 04:56 L4 pyIs500 الحيوانات من لوحات تزرع في 25 ° C على 5 سم 10 منفصلة OP50 E. القولونية المصنف لوحات واحتضان عند 25 درجة مئوية (أي، 4-5 L4 الحيوانات في لوحة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في يوم 4، ص غسل الكبارopulations من pyIs500 الحيوانات من لوحات كبيرة باستخدام NGM S-بصل العازلة (انظر أدناه للحصول على وصفة). استخدام ماصات زجاجية المتاح لنقل الحيوانات، لأنها سوف تلتزم جانب نصائح ماصة بلاستيكية. </li></ol> 3. على المدى الطويل رائحة المستحثة فحوصات إزفاء النووية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الحيوانات pyIs500 3 مرات في S-بصل لإزالة البكتيريا. لا يغسل أجهزة الطرد المركزي الحيوانات بين؛ بدلا تسمح الحيوانات لتسوية عن طريق الجاذبية ثابتة في 1.5 مل أنبوب microcentrifuge. فمن الأهمية بمكان لضمان إزالة جميع البكتيريا، والتي اليافوخات NGM خالية من التلوث، والبكتيريا المتبقية سوف تؤثر سلبا على نتائج الفحص إزفاء. أيضا، وجدنا أن التعقيم وأنابيب ميكروسنتريفوج 1.5 مل تنتج &quot;مثبت&quot; الملكية على الجدران الداخلية للأنبوب الذي يسبب الحيوانات التمسك الجانبين، وذلك باستخدام غير تعقيمها ميكروسنتريفوج 1.5 مل أنابيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بينما الحيوانات تسوية بين يغسل، تشكل رانه الحل التكيف. إضافة 100 مل من S-بصل عازلة لاسطوانة مل التخرج 100. إضافة إلى التكيف مع رائحة S-بصل وختم الاسطوانة باستخدام شريط من Parafilm. إذا التكيف أداء بنزيلديهايد إضافة 7.5 ميكرولتر من بنزيلديهايد إلى 100 مل من S-بصل، للتكيف butanone إضافة 11 ميكرولتر من butaone-2 إلى 100 مل من S-القاعدية. قلب بلطف (لا يهز) الاسطوانة التي تحتوي على تخرجه S-بصل ورائحة 30 مرات لإنشاء مستحلب موحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد غسل النهائي في S-بصل، والسماح للحيوانات لتسوية وإزالة جميع السائل. تسمية أنبوب واحد &quot;+ لقد&quot; أو &quot;التكيف&quot; وغيرها من أنبوب &quot;لقد-&quot; أو &quot;unadapt&quot;. ثم يضاف 1 مل من مزيج التكيف مع التكيف أنبوب microcentrifuge (+ VE)، وإضافة 1 مل من S-بصل إلى أنبوب التحكم ميكروسنتريفوج unadapted (-VE). في محاولة للحفاظ أعداد الحيوانات ما بين 100 و 200 في كل أنبوب. مع بعض الممارسة، فمن الممكن لتقدير العدد التقريبي للحيوانات في بيليه بالعين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع أنبوب 1.5 مل ميكروسنتريفوج غطاء حاميلكل أنبوب (يمنع فتح الأغطية من تفرقع) ووضع أنابيب على محور دوار لمدة 80 دقيقة. لقد وجدنا أن التعرض رائحة بين 60 دقيقة ودقيقة تعطي نتائج مماثلة 80 (سواء نتيجة في استجابات التكيف على المدى الطويل). ومع ذلك، 80 دقيقة التعرض يوفر نتائج أكثر اتساقا في أيدينا. وبالتالي لدينا جميع المقايسات التكيف على المدى الطويل هي موحدة باستخدام رائحة دقيقة 80 التعرض (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 80 دقيقة، وغسل الحيوانات 3 مرات في S-القاعدية. سماح للحيوانات لتسوية عن طريق الجاذبية بين كل غسل. </li></ol> 4. على المدى القصير الناجم عن رائحة فحوصات إزفاء النووية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حالة التكيف رائحة قصيرة الأجل، واستخدام نفس البروتوكول وفقا لفحوصات طويلة الأجل الناجمة عن رائحة النبات (3،1-3،4 خطوات)، بدلا من احتضان ولكن هذه الحيوانات في التكيف pyIs500 رائحة لمدة 80 دقيقة، واستخدام التعرض 30 دقيقة . تحديد مقدار رائحة الناجم عن المقايسات إزفاء النووية المبينة أدناه (الخطوة 5) هو نفسه بالنسبة لتير قصيرة وطويلة الأجلالتعرض م. </li></ol> 5. سجل رائحة الناجم عن الحدث إزفاء النووية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 2٪ الاغاروز منصات تحتوي على 5 ملي أزيد الصوديوم (نان 3) عن طريق إذابة هلام الاغاروز الكهربائي في DH 2 0. وضع قطرة واحدة من الاغاروز المنصهرة التي تحتوي نان 3 على شريحة ميكروسكوب زجاجية. ضع شريحة أخرى على الفور المجهر الزجاج على الشريحة الأولى لشد قطرة من الاغاروز المنصهر. يترك لمدة 30 ثانية، ثم ندف بلطف بعيدا المجهر الشرائح المجهر ترك شريحة واحدة مع لوحة مسطحة من الاغاروز مم 1 ~. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد غسل النهائي في S-بصل، والسماح للالديدان لتسوية في أنبوب مل ميكروسنتريفوج 1.5 و إزالة جميع السائل. ثم تضاف الحيوانات قطرة من الحكمة على منصات الاغاروز من الشرائح المجهر عدة. من المهم للحفاظ على أعداد الحيوانات في الشريحة ما بين 50 و 100. والعديد من الحيوانات أيضا لكل شريحة تعقيد التهديف وخلق توهج في كثير من الأحيان بعد تناثر الضوء الأزرق الإثارة. قد السائل الزائديكون الأشرار من منصة الاغاروز باستخدام الصغيرة كيم القضاء. وضع الزجاج 0.5 مم غطاء للانزلاق على منصة واسمحوا الوقوف لمدة 2 دقيقة للسماح لنان 3 إلى شل الحيوانات. ملاحظة، يمكن استرداد الحيوانات من الشرائح بعد التسجيل. فإن الحيوانات التعافي من التخدير بعد ساعة 3 نان 1 ~ إذا نقل إلى لوحة NGM المصنف إلى قطرة من الاحتياطي M9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في هذه المرحلة لا بد من أن كل مجرب وضع المفتاح لتتبع الشريحة التي هي تجريبية (+ VE) والشريحة التي هي الشريحة التحكم (-VE) الشريحة، وتمرير الشرائح إلى شخص آخر من شأنها أن يسجل عمياء GFP: EGL-4 نمط التوطين. وهذه السيطرة لأي تحيز المجرب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقاط ما بين 50 و 100 في الحيوانات الشريحة باستخدام المجهر الفلورسنت تستقيم مع الأهداف التكبير 10X، 40X 63X والمرشحات وGFP / RFP. أولا، حدد موقع الحيوانات تحت التكبير 10x باستخدام مشرق مجال الإضاءة. ثانيا، تحديد موقع الخلايا العصبية AWC عن طريق إيقاف مشرقاتي مجال الإضاءة وباستخدام فلتر RFP. و(ع) ODR-1 :: محركات dsRed التعبير في الخلايا العصبية وAWB AWC. الخلايا العصبية لديها AWC مميزة البيضاوي على شكل أجسام الخلايا بالمقارنة مع أجسام الخلايا AWB التي هي أصغر ودائرية الشكل (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد يقع جسم الخلية AWC، والتحول إلى تصفية GFP وتسجيل توطين GFP: EGL-4 كما نووية أو حشوية. باستخدام عداد يسمح للمجرب لمواصلة البحث في العدسة في حين سجل الشريحة. ملاحظة: يتم تكرار خطوات 5،1-5،5 على الأقل 3 مرات في أيام منفصلة لإنتاج بيانات ذات دلالة إحصائية (أرقام 1-2). </li></ol> 6. رصد GFP الموسومة EGL-4 من خلال استعادة التكيف رائحة طويلة الأمد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الخطوة 3.5، تقسيم سكان pyIs500 الحيوانات في نقاط متعددة ومأخوذة عن GFP النووية مقابل حشوية :: EGL-4 في AWC في نقطة الصفر مرة (وهذا هو، بعد التعرض دقيقة 80) ومنقطة ultiple وقت لاحق (الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل كل من التحكم (-VE) وحيوانات التجارب (+ VE) باستخدام ماصات زجاجية المتاح على لوحات NGM. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح لاستعادة الحيوانات لفترات مختلفة من الوقت وإعادة النظر في توطين GFP :: EGL-AWC 4in في كل نقطة زمنية كما في خطوات 5،1 حتي 5،5. </li></ol> 7. المواد لوحات NGM: ل1 L 1 0 إضافة إلى L 2 DDH: 21 ز Bacto أجار، 3 ز كلوريد الصوديوم (كلوريد الصوديوم)؛ 2.5 غرام Bacto-ببتون. الأوتوكلاف وسائل الإعلام. بعد التعقيم، وأجار بارد حتى درجة حرارة 54 ° C. يقرأ إضافة الحلول التالية: فوسفات البوتاسيوم 25 مل العازلة 1M، 1 مل كبريتات المغنيسيوم M 1 (MgSO 4)؛ 1 مل الكالسيوم كلوريد M 1 (CaCl 2) (1)؛ الكولسترول مل في الإيثانول (5 ملغ / مل الأسهم). 1 M ثنائي القاعدة K 2 HPO 4 174،2 ز / مول: للحصول على 500 مل: 400 مل في O 2 DDH، ويحل 87،1 ز Dibasiج K 2 HPO 4. ضبط مستوى الصوت إلى 500 L مع DDH 2 O. تصفية تعقيم باستخدام 500 مل وحدة تصفية العقيمة. 1 M أحادى KH 2 PO 4 136،1 ز / مول: ل 1 L: في 800 مل O 2 DDH، ويحل 136،1 ز أحادى KH 2 PO 4. ضبط مستوى الصوت إلى 1 L مع DDH 2 O. تصفية تعقيم باستخدام 500 مل وحدة تصفية العقيمة. 1 فوسفات البوتاسيوم M (K 3 PO 4) 6.0 درجة الحموضة عازلة: ل 1 L: في وحدة تصفية العقيمة 1 L، إضافة 868 مل من 1 M KH 2 PO أحادى 4. تسمح وحدة لتصفية من خلال، ثم يضاف مل 132 من 1 M ثنائي القاعدة HPO 2 K 4. تسمح وحدة لتصفية جميع السائل. إزالة وحدة تصفية وضبط درجة الحموضة إلى 6.0. تخزين في درجة حرارة الغرفة. S-بصل: ل1 L: إضافة 50 مل 1M K 3 PO 4 العازلة، ودرجة الحموضة ~ 6.0؛ و 20 مل 5M عبد القدير كلوريد الصوديوم. ملء إلى 1 L معDDH 2 O. الأوتوكلاف الحل. M9: ل1 L: 3 ز KH 2 PO 4 و 6 ز نا 2 HPO 4 و 5 ز كلوريد الصوديوم، 1 مل 1 M MgSO 4، H 2 O. ملء إلى 1 0 2 مع L DDH. تعقيم بواسطة التعقيم.

<ol>
	<li>Colbert, H. A., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-specific+adaptation+pathways+generate+olfactory+plasticity+in+C.+elegans.">Odorant-specific adaptation pathways generate olfactory plasticity in C. elegans.</a> Neuron. 14 (4), 803 (1995).</li><li>Colbert, H. A., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+signals+modulate+olfactory+acuity,+discrimination,+and+memory+in+Caenorhabditis+elegans.">Environmental signals modulate olfactory acuity, discrimination, and memory in Caenorhabditis elegans.</a> Learning and Memory. 4 (2), 179 (1997).</li><li>Bargmann, C. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-selective+genes+and+neurons+mediate+olfaction+in+C.+elegans.">Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans.</a> Neuron. 74 (3), 515 (1993).</li><li>L'Etoile, N. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cyclic+GMP-dependent+protein+kinase+EGL-4+regulates+olfactory+adaptation+in+C.+elegans.">The cyclic GMP-dependent protein kinase EGL-4 regulates olfactory adaptation in C. elegans.</a> Neuron. 36, 1079-10 (2002).</li><li>Lee, J. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nuclear+entry+of+a+cGMP-dependent+kinase+converts+transient+into+long-lasting+olfactory+adaptation.">Nuclear entry of a cGMP-dependent kinase converts transient into long-lasting olfactory adaptation.</a> PNAS. 107 (13), 6016 (2010).</li><li>O'Halloran, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulators+of+AWC-mediated+olfactory+plasticity+in+Caenorhabditis+elegans.">Regulators of AWC-mediated olfactory plasticity in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS Genetics. 5 (12), e1000761 (2009).</li><li>O'Halloran, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+cGMP+levels+affect+the+localization+of+EGL-4+in+AWC+in+Caenorhabditis+elegans.">Changes in cGMP levels affect the localization of EGL-4 in AWC in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS ONE. 7 (2), e31614 (2012).</li><li>Mello, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+gene+transfer+in+C.elegans:+extrachromosomal+maintenance+and+integration+of+transforming+sequences.">Efficient gene transfer in C.elegans: extrachromosomal maintenance and integration of transforming sequences.</a> EMBO Journal. 10, 3959-39 (1991).</li><li>Miyabayashi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+and+function+of+members+of+a+divergent+nuclear+receptor+family+in+Caenorhabditis+elegans.">Expression and function of members of a divergent nuclear receptor family in Caenorhabditis elegans.</a> Dev. Biol. 215, 314 (1999).</li><li>L'Etoile, N. D., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction+and+odor+discrimination+are+mediated+by+the+C.+elegans+guanylyl+cyclase+ODR-1.">Olfaction and odor discrimination are mediated by the C. elegans guanylyl cyclase ODR-1.</a> Neuron. 25 (3), 575 (2000).</li><li>Mello, C., Fire, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+transformation.">DNA transformation.</a> Methods Cell Biol. 48, 451 (1995).</li><li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+of+C.+elegans.">Maintenance of C. elegans.</a> Wormbook. , (2006).</li><li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans.">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77 (1), 71 (1974).</li><li>Kauffman, A., Parsons, L., Stein, G., Wills, A., Kaletsky, R., Murphy, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+Positive+Butanone+Learning,+Short-term,+and+Long-term+Associative+Memory+Assays.">C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays.</a> J. Vis. Exp. (49), e2490 (2011).</li><li>Berkowitz, L. A., Hamamichi, S., Knight, A. L., Harrington, A. J., Caldwell, G. A., Caldwell, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+a+C.+elegans+Dopamine+Neuron+Degeneration+Assay+for+the+Validation+of+Potential+Parkinson's+Disease+Genes.">Application of a C. elegans Dopamine Neuron Degeneration Assay for the Validation of Potential Parkinson's Disease Genes.</a> J. Vis. Exp. (17), e835 (2008).</li><li>Pittenger, C., Kandel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+search+of+general+mechanisms+for+long-lasting+plasticity:+Aplysia+and+the+hippocampus.">In search of general mechanisms for long-lasting plasticity: Aplysia and the hippocampus.</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 358 (1432), 757 (2003).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

دخول رائحة النووية التي يسببها جزيء من GFP الموسومة-4 EGL الموصوفة هنا يقدم قراءات قوية الجزيئي للتكيف حاسة الشم في C. ايليجانس. رائحة الناجم عن المقايسات إزفاء النووية هي واضحة وتتطلب سوى بضعة أيام من وقت الإعداد. الحيوان pyIs500 أننا شيدت لهذه المقايسات، يعبر عن ?...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم كاشف </td><td> شركة </td><td> كتالوج رقم </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td> Bacto آجار </td><td> Difco </td><td> DF0140-07-4 </td><td> لوحات NGM </td></tr><tr><td> كلوريد الصوديوم </td><td> فيشر الكيميائية </td><td> S671-10 </td><td> لوحات NGM </td></tr><tr><td> Bacto ببتون </td><td> Difco </td><td> DF0118-07-2 </td><td> لوحات NGM </td></tr><tr><td> ثنائي القاعدة فوسفات البوتاسيوم </td><td> فيشر الكيميائية </td><td> S375-500 </td><td> S-بصل العازلة وألواح NGM </td></tr><tr><td> أحادى فوسفات البوتاسيوم </td><td> فيشر الكيميائية </td><td> P285-500 </td><td> S-بصل العازلة وألواح NGM </td></tr><tr><td> Kimwipes - الصغيرة </td><td> كيمبرلي كلارك </td><td> LS2770 </td><td></td></tr><tr><td> الإيثانول بنسبة 100٪ </td><td> الذهب درع الكيميائيةشركة </td><td> 43196-115 </td><td> تمييع الروائح لفحوصات الكيميائي </td></tr><tr><td> كلوريد الكالسيوم </td><td> سيغما الدريخ </td><td> C8106-500G </td><td> لوحات NGM </td></tr><tr><td> المغنيسيوم كبريتات </td><td> النائب Biomedicals </td><td> 150136-500G </td><td> لوحات NGM </td></tr><tr><td> أزيد الصوديوم 99٪ </td><td> فيشر العلمية </td><td> ICN10289180 </td><td> مخدر </td></tr><tr><td> الاغاروز - عالى النقاء </td><td> إينفيتروجن </td><td> 16500-500 </td><td> الاغاروز منصات </td></tr><tr><td> بنزيلديهايد </td><td> سيغما الدريخ </td><td> B1334-100G </td><td> AWC رائحة </td></tr><tr><td> Butanone، ACS الصف </td><td> سيغما الدريخ </td><td> 360473-500ML </td><td> AWC رائحة </td></tr><tr><td> أنابيب microcentrifuge - 1.5 مل الملونة </td><td> Denville </td><td> LS8147 </td><td></td></tr><tr><td> 5-3/4 الماصة باستور الزجاج يعاد &quot; </td><td> فيشر العلمية </tد&gt; <td> 13-678-20B </td><td></td></tr><tr><td> Stratalinker </td><td> Stratagene </td><td> Stratalinker 2400 </td><td> UV التكامل </td></tr><tr><td> تصفية فراغ زجاجة - 500 مل </td><td> Nalgene </td><td> 09-740-25B </td><td></td></tr></tbody></table>

a molecular readout of long-term olfactory adaptation in c. elegans

خلال التحفيز المستمر والخلايا العصبية الحسية الأكثر استجابة التكيف عن طريق خفض حساسيتها للإشارة. استجابة التكيف يساعد اهتمام شكل ويحمي الخلايا من التحفيز أيضا بين أكثر. التكيف داخل الدائرة حاسة الشم من C. وكان أول وصف ايليجانس من كولبير وBargmann 1،2. هنا، والكتاب تعريف المعلمات لنموذج التكيف حاسة الشم، التي تستخدم لتصميم شاشة الوراثية لعزل طفرات معيبة في قدرتها على التكيف مع الروائح المتطايرة لمست من قبل الخلايا العصبية Amphid نوع الجناح الخلايا (AWC) C الحسية. عندما wildtype C. ويتعرض الحيوانات ايليجانس لرائحة جذابة لمست AWC-3 لل30 دقيقة وسوف التكيف مع استجابتها للرائحة وسيتم تجاهل ثم رائحة التكيف في الفحص الكيميائي لالسلوكية للساعة 1 ~. عندما wildtype C. ويتعرض الحيوانات ايليجانس لرائحة جذابة لمست-AWC للساعة 1 ~ أنها سوف تتجاهل ثم رائحة التكيف AC فيhemotaxis الفحص السلوكي للساعة 3 ~. هاتين المرحلتين من التكيف حاسة الشم في C. وقد وصفت ايليجانس على المدى القصير التكيف الشمي (يسببها التعرض بعد 30 دقيقة رائحة)، وعلى المدى الطويل التكيف الشمي (يسببها التعرض بعد 60 دقيقة رائحة). العمل في وقت لاحق من L&#39;نجم وآخرون.، كشفت 4 أ G بروتين كيناز (PKG) دعا EGL-4 ما هو مطلوب لكلا التكيف حاسة الشم قصيرة الأجل وطويلة الأجل في الخلايا العصبية AWC. و-4 EGL البروتين يحتوي على تسلسل توطين النووية ما هو ضروري على المدى الطويل ولكن استجابات التكيف حاسة الشم يمكن الاستغناء عنها على المدى القصير استجابات التكيف حاسة الشم في 4 AWC. من علامات EGL-4 مع البروتين الفلورية الخضراء، كان من الممكن تصور توطين EGL-4 في AWC خلال التعرض لفترات طويلة رائحة. استخدام هذا تعمل بكامل طاقتها GFP الموسومة EGL-4 (GFP :: EGL-4) جزيء كنا قادرين على تطوير قراءات الجزيئي للتكيف على المدى الطويل في حاسة الشم ال 5 AWC. استخدام هذا مقراءات olecular التكيف حاسة الشم كنا قادرة على أداء كل من الأمام وعكس شاشات الجينية لتحديد الحيوانات التي تظهر متحولة معيبة أنماط توطين التحت خلوية من GFP :: EGL-4 في 6،7 AWC. نحن هنا وصف: 1) بناء GFP :: EGL-4 معربا عن الحيوانات؛ 2) بروتوكول لزراعة الحيوانات لفترة طويلة الأجل المقايسات إزفاء رائحة بفعل النووية، و 3) التسجيل للمن صنع رائحة طويلة الأمد الحدث النووية إزفاء والانتعاش (إعادة التوعية) من GFP النووية :: EGL-4 الدولة.

ويرد مثال على نمط توطين GFP :: EGL-AWC 4in وقبل وبعد التعرض لفترات طويلة رائحة في الشكل 2. يتم ترجمة قبل التعرض لفترات طويلة رائحة، GFP :: EGL-4 إلى العصارة الخلوية من AWC (الشكل 2B)، وبعد 80 دقيقة من التعرض رائحة GFP :: يتم ترجمة EGL-4 إلى نواة AWC (الشكل 2D). على المس...

Watch this Scientific Journal Video about A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans at JoVE.com

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

نحن هنا وصف قراءات الجزيئي للتكيف على المدى الطويل في حاسة الشم<em&gt; Caenorhabditis ايليجانس</em&gt;. على البروتين كيناز G، EGL-4، ضروري لاستجابات التكيف مستقرة في زوج الخلايا العصبية الحسية الأولية دعا AWC. خلال فترات طويلة من التعرض translocates رائحة-4 EGL من العصارة الخلوية لنواة AWC.

A قراءات الجزيئية من التكيف على المدى الطويل في الشم<em&gt; C. ايليجانس</em

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps ...

a-molecular-readout-of-long-term-olfactory-adaptation-in-c-elegans

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

10.7K Views.  George Washington University. نحن هنا وصف قراءات الجزيئي للتكيف على المدى الطويل في حاسة الشم Caenorhabditis ايليجانس. على البروتين كيناز G، EGL-4، ضروري لاستجابات التكيف مستقرة في زوج الخلايا العصبية الحسية الأولية دعا AWC. خلال فترات طويلة من التعرض translocates رائحة-4 EGL من العصارة الخلوية لنواة AW...

Video: A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment through neuron-specific detection of food and chemical odors1, 2, and can associate nutritive states with chemical odors3, temperature4, and the pathogenicity of a food source5.
Here, we describe assays of C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. We modified an aversive olfactory learning paradigm6 to instead produce a positive response; the assay involves starving ~400 worms, then feeding the worms in the presence of the AWC neuron-sensed volatile chemoattractant butanone at a concentration that elicits a low chemotactic index (similar to Toroyama et al.7). A standard population chemotaxis assay1 tests the worms' attraction to the odorant immediately or minutes to hours after conditioning.
After conditioning, wild-type animals' chemotaxis to butanone increases ~0.6 Chemotaxis Index units, its "Learning Index". Associative learning is dependent on the presence of both food and butanone during training. Pairing food and butanone for a single conditioning period ("massed training") produces short-term associative memory that lasts ~2 hours. Multiple conditioning periods with rest periods between ("spaced training") yields long-term associative memory (&lt;40 hours), and is dependent on the cAMP Response Element Binding protein (CREB),6 a transcription factor required for long-term memory across species.8
Our protocol also includes image analysis methods for quick and accurate determination of chemotaxis indices. High-contrast images of animals on chemotaxis assay plates are captured and analyzed by worm counting software in MatLab. The software corrects for uneven background using a morphological tophat transformation.9 Otsu's method is then used to determine a threshold to separate worms from the background.10 Very small particles are removed automatically and larger non-worm regions (plate edges or agar punches) are removed by manual selection. The software then estimates the size of single worm by ignoring regions that are above a specified maximum size and taking the median size of the remaining regions. The number of worms is then estimated by dividing the total area identified as occupied by worms by the estimated size of a single worm.
We have found that learning and short- and long-term memory can be distinguished, and that these processes share similar key molecules with higher organisms.6,8 Our assays can quickly test novel candidate genes or molecules that affect learning and short- or long-term memory in C. elegans that are relevant across species.

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

Here we describe methods to test C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. These population assays employ the worms abilities to chemotax toward volatile odorants, and form positive associations upon pairing food with the chemoattractant butanone. Increasing the number of conditioning periods induces long-term memory.

جيم ايليجانس Butanone التعلم الإيجابي ، قصيرة الأجل وطويلة الأجل فحوصات الذاكرة الترابطية

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment ...

In vivo Laser Axotomy in C. elegans

Neurons communicate with other cells via axons and dendrites, slender membrane extensions that contain pre- or post-synaptic specializations. If a neuron is damaged by injury or disease, it may regenerate. Cell-intrinsic and extrinsic factors influence the ability of a neuron to regenerate and restore function. Recently, the nematode C. elegans has emerged as an excellent model organism to identify genes and signaling pathways that influence the regeneration of neurons1-6. The main way to initiate neuronal regeneration in C. elegans is laser-mediated cutting, or axotomy. During axotomy, a fluorescently-labeled neuronal process is severed using high-energy pulses. Initially, neuronal regeneration in C. elegans was examined using an amplified femtosecond laser5. However, subsequent regeneration studies have shown that a conventional pulsed laser can be used to accurately sever neurons in vivo and elicit a similar regenerative response1,3,7.
We present a protocol for performing in vivo laser axotomy in the worm using a MicroPoint pulsed laser, a turnkey system that is readily available and that has been widely used for targeted cell ablation. We describe aligning the laser, mounting the worms, cutting specific neurons, and assessing subsequent regeneration. The system provides the ability to cut large numbers of neurons in multiple worms during one experiment. Thus, laser axotomy as described herein is an efficient system for initiating and analyzing the process of regeneration.

In vivo Laser Axotomy in C. elegans

A protocol to cut neurons in C. elegans with a MicroPoint pulsed laser is presented. We describe setting up the system, immobilizing worms, and severing labeled neurons. Advantages include a relatively low-cost system and the ability to sever neuronal processes or ablate cells in vivo.

في Axotomy الليزر المجراة في C. ايليجانس

Neurons communicate with other cells via axons and dendrites, slender membrane extensions that contain pre- or post-synaptic specializations. If a neuron ...

Automated Quantification of Synaptic Fluorescence in C. elegans

Synapse strength refers to the amplitude of postsynaptic responses to presynaptic neurotransmitter release events, and has a major impact on overall neural circuit function. Synapse strength critically depends on the abundance of neurotransmitter receptors clustered at synaptic sites on the postsynaptic membrane. Receptor levels are established developmentally, and can be altered by receptor trafficking between surface-localized, subsynaptic, and intracellular pools, representing important mechanisms of synaptic plasticity and neuromodulation. Rigorous methods to quantify synaptically-localized neurotransmitter receptor abundance are essential to study synaptic development and plasticity. Fluorescence microscopy is an optimal approach because it preserves spatial information, distinguishing synaptic from non-synaptic pools, and discriminating among receptor populations localized to different types of synapses. The genetic model organism Caenorhabditis elegans is particularly well suited for these studies due to the small size and relative simplicity of its nervous system, its transparency, and the availability of powerful genetic techniques, allowing examination of native synapses in intact animals.
Here we present a method for quantifying fluorescently-labeled synaptic neurotransmitter receptors in C. elegans. Its key feature is the automated identification and analysis of individual synapses in three dimensions in multi-plane confocal microscope output files, tabulating position, volume, fluorescence intensity, and total fluorescence for each synapse. This approach has two principal advantages over manual analysis of z-plane projections of confocal data. First, because every plane of the confocal data set is included, no data are lost through z-plane projection, typically based on pixel intensity averages or maxima. Second, identification of synapses is automated, but can be inspected by the experimenter as the data analysis proceeds, allowing fast and accurate extraction of data from large numbers of synapses. Hundreds to thousands of synapses per sample can easily be obtained, producing large data sets to maximize statistical power. Considerations for preparing C. elegans for analysis, and performing confocal imaging to minimize variability between animals within treatment groups are also discussed. Although developed to analyze C. elegans postsynaptic receptors, this method is generally useful for any type of synaptically-localized protein, or indeed, any fluorescence signal that is localized to discrete clusters, puncta, or organelles.
The procedure is performed in three steps: 1) preparation of samples, 2) confocal imaging, and 3) image analysis. Steps 1 and 2 are specific to C. elegans, while step 3 is generally applicable to any punctate fluorescence signal in confocal micrographs.

Automated Quantification of Synaptic Fluorescence in C. elegans

The abundance of neurotransmitter receptors clustered at synapses strongly influences synaptic strength. This method quantifies fluorescently-labeled neurotransmitter receptors in three dimensions with single-synapse resolution in C. elegans, allowing hundreds of synapses to be rapidly characterized within a single sample without distortions introduced by z-plane projection.

الآلي الكمي من الإسفار متشابك في<em&gt; C. ايليجانس</em

Synapse strength refers to the amplitude of postsynaptic responses to presynaptic neurotransmitter release events, and has a major impact on overall ...

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, well-characterized nervous system allows identification and fluorescence imaging of any neuron within the intact animal. Simple immobilization techniques with minimal impact on the animal's physiology allow extended time-lapse imaging. The development of genetically-encoded calcium sensitive fluorophores such as cameleon 1 and GCaMP 2 allow in vivo imaging of neuronal calcium relating both cell physiology and neuronal activity. Numerous transgenic strains expressing these fluorophores in specific neurons are readily available or can be constructed using well-established techniques. Here, we describe detailed procedures for measuring calcium dynamics within a single neuron in vivo using both GCaMP and cameleon. We discuss advantages and disadvantages of both as well as various methods of sample preparation (animal immobilization) and image analysis. Finally, we present results from two experiments: 1) Using GCaMP to measure the sensory response of a specific neuron to an external electrical field and 2) Using cameleon to measure the physiological calcium response of a neuron to traumatic laser damage. Calcium imaging techniques such as these are used extensively in C. elegans and have been extended to measurements in freely moving animals, multiple neurons simultaneously and comparison across genetic backgrounds. C. elegans presents a robust and flexible system for in vivo neuronal imaging with advantages over other model systems in technical simplicity and cost.

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

With its small transparent body, well-documented neuroanatomy and a host of amenable genetic techniques and reagents, C. elegans makes an ideal model organism for in vivo neuronal imaging using relatively simple, low-cost techniques. Here we describe single neuron imaging within intact adult animals using genetically encoded fluorescent calcium indicators.

الكالسيوم في الجسم الحي التصوير الخلايا العصبية في C. ايليجانس

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism  for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, ...

Long-term Behavioral Tracking of Freely Swimming Weakly Electric Fish

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and social interactions can be best studied by observing unrestrained, freely behaving animals. Weakly electric fish (WEF) display readily observable exploratory and social behaviors by emitting electric organ discharge (EOD). Here, we describe three effective techniques to synchronously measure the EOD, body position, and posture of a free-swimming WEF for an extended period of time. First, we describe the construction of an experimental tank inside of an isolation chamber designed to block external sources of sensory stimuli such as light, sound, and vibration. The aquarium was partitioned to accommodate four test specimens, and automated gates remotely control the animals&#39; access to the central arena. Second, we describe a precise and reliable real-time EOD timing measurement method from freely swimming WEF. Signal distortions caused by the animal&#39;s body movements are corrected by spatial averaging and temporal processing stages. Third, we describe an underwater near-infrared imaging setup to observe unperturbed nocturnal animal behaviors. Infrared light pulses were used to synchronize the timing between the video and the physiological signal over a long recording duration. Our automated tracking software measures the animal&#39;s body position and posture reliably in an aquatic scene. In combination, these techniques enable long term observation of spontaneous behavior of freely swimming weakly electric fish in a reliable and precise manner. We believe our method can be similarly applied to the study of other aquatic animals by relating their physiological signals with exploratory or social behaviors.

We describe a set of techniques for studying spontaneous behavior of freely swimming weakly electric fish over an extended period of time, by synchronously measuring the animal&#39;s electric organ discharge timing, body position and posture both accurately and reliably in a specially designed aquarium tank inside a sensory isolation chamber.

على المدى الطويل لتتبع السلوكية للسباحة بحرية وكلي السمك الكهربائية

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Microchambers الاغاروز لفترة طويلة التصوير الكالسيوم من<em&gt; انواع معينة ايليجانس</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has proven to be an invaluable model organism in helping to tackle this challenge, from inspiring technological approaches,&#160;building the human brain connectome, to actually shedding light on the specific molecular drivers of basic functional patterns. The bulk of the behavioral studies in C. elegans have been performed on solid substrates. In liquid, animals exhibit behavioral patterns that include movement at a range of speeds in 3D, as well as partial body movements, such as a posterior curl without anterior shape change, which introduce new challenges for quantitation. The steps of a simple procedure, and use of a software that enables high-resolution analysis of C. elegans swim behavior, are presented here. The software, named CeleST, uses a specialized computer program that tracks multiple animals simultaneously and provides novel measures of C. elegans locomotion in liquid (swimming). The measures are mostly grounded in animal posture and based on mathematics used in computer vision and pattern recognition, without computational requirements for threshold cut-offs. The software tool can be used to both assess overall swimming prowess in hundreds of animals from combined small batch trials and to reveal novel phenotypes even in well-characterized genetic mutants. The preparation of specimens for analysis with CeleST is simple and low-tech, enabling wide adaptation by the scientific community. Use of the computational approach described here should therefore contribute to the greater understanding of behavior and behavioral circuits in the C. elegans model.

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

An efficient and simple methodology for computer-based analysis of nematode swimming behavior in liquid is described. The method requires little to no investment for C. elegans laboratories. The hardware used is standard, and the computer software for the behavioral analysis (CeleST) is an open source one.

تحليل الآلي لل<em&gt; C. ايليجانس</em&gt; السباحة السلوك باستخدام CeleST البرمجيات

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

رباعية المناعية من لمبة الشمية لتصور رموز حسية أكسون الجزيئية الحسية

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons

The use of calcium indicators has greatly enhanced our understanding of neural dynamics and regulation. The nematode Caenorhabditis elegans, with its completely mapped nervous system and transparent anatomy, presents an ideal model for understanding real-time neural dynamics using calcium indicators. In combination with microfluidic technologies and experimental designs, calcium-imaging studies using these indicators are performed in both free-moving and trapped animals. However, most previous studies utilizing trapping devices, such as the olfactory chip described in Chronis et al., have devices designed for use in the more common hermaphrodite, as the less common male is both morphologically and structurally dissimilar. An adapted olfactory chip was designed and fabricated for increased efficiency in male neuronal imaging with using young adult animals. A turn was incorporated into the worm loading port to rotate the animals and to allow for the separation of the individual neurons within a bilateral pair in 2D imaging. Worms are exposed to a controlled flow of odorant within the microfluidic device, as described in previous hermaphrodite studies. Calcium transients are then analyzed using the open-source software ImageJ. The procedure described herein should allow for an increased amount of male-based C. elegans calcium imaging studies, deepening our understanding of the mechanisms of sex-specific neuronal signaling.

Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons

The use of an adapted &#34;olfactory chip&#34; for the efficient calcium imaging of C. elegans males is described here. Studies of male exposure to glycerol and a pheromone are also shown.

استخدام رقاقة حاسة الشم تكييف موائع جزيئية لتصوير نشاط الخلايا العصبية في الرد على الفيرومونات في الذكور ايليجانس جيم رئيس الخلايا العصبية

The use of calcium indicators has greatly enhanced our understanding of neural dynamics and regulation. The nematode Caenorhabditis elegans, with its ...

Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. elegans

One central goal of mechanobiology is to understand the reciprocal effect of mechanical stress on proteins and cells. Despite its importance, the influence of mechanical stress on cellular function is still poorly understood. In part, this knowledge gap exists because few tools enable simultaneous deformation of tissue and cells, imaging of cellular activity in live animals, and efficient restriction of motility in otherwise highly mobile model organisms, such as the nematode Caenorhabditis elegans. The small size of C. elegans makes them an excellent match to microfluidics-based research devices, and solutions for immobilization have been presented using microfluidic devices. Although these devices allow for high-resolution imaging, the animal is fully encased in polydimethylsiloxane (PDMS) and glass, limiting physical access for delivery of mechanical force or electrophysiological recordings. Recently, we created a device that integrates pneumatic actuators with a trapping design that is compatible with high-resolution fluorescence microscopy. The actuation channel is separated from the worm-trapping channel by a thin PDMS diaphragm. This diaphragm is deflected into the side of a worm by applying pressure from an external source. The device can target individual mechanosensitive neurons. The activation of these neurons is imaged at high-resolution with genetically-encoded calcium indicators. This article presents the general method using C. elegans strains expressing calcium-sensitive activity indicator (GCaMP6s) in their touch receptor neurons (TRNs). The method, however, is not limited to TRNs nor to calcium sensors as a probe, but can be expanded to other mechanically-sensitive cells or sensors.

Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. elegans

New tools for mechanobiology research are needed to understand how mechanical stress activates biochemical pathways and elicits biological responses. Here, we showcase a new method for selective mechanical stimulation of immobilized animals with a microfluidic trap allowing high-resolution imaging of cellular responses.