يعترف الكتاب بدعم من مجلس الأبحاث الأسترالي من خلال مركز التميز للElectromaterials العلوم.

تمت الموافقة على البروتوكول من قبل جامعة لا تروب (09-28P) وجامعة RMIT لجان الأخلاقيات الحيوان (1315). 1. إعداد القطب والأولية في المختبر اختبار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحلول ترسب طلاء الكهربائي، على سبيل المثال 10 ملي 3،4-ethylenedioxythiophene (EDOT) و 0.1 M الصوديوم شبه التولوين سلفونات (نا 2 نقطة) لتشكيل بولي 3 ،4-ethylenedioxythiophene-نقط (PEDOT-نقطة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط مجموعة الكهربائي إلى potentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بعناية مجموعة الكهربائي في حل ترسب والمشبك في مكانه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شبكة البلاتين عداد كهربائي وحج / أجكل إشارة القطب في حل ترسب والاتصال إلى potentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام potentiostat، والطلاء على ودائع الأقطاب المطلوب. سوف ظروف ترسب (المحتملة، والوقت الحالي) تختلف تبعا الطلاء المطلوب. لطلاء PEDOT-نقطة، وتطبيق بوتيهوقد استخدم ntial من 1 V لمدة 15، 30، 45، أو 60 ثانية. يجب أن تكون مغلفة أربعة أقطاب على مجموعة مع طلاء في تكوين مراحل (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مجموعة من القطب الحل ترسب وشطف بلطف مع الماء منزوع الأيونات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الإجراء طلاء مع المواد الأخرى كما تريد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الاختبار في المختبر حل (0.3 M فوسفات الصوديوم (نا 2 هبو 4) في الماء منزوع الأيونات). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط مجموعة الكهربائي إلى potentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بعناية مجموعة الكهربائي في حل الاختبار والمشبك في مكانه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شبكة البلاتين عداد كهربائي وحج / أجكل إشارة القطب في حل الاختبار والاتصال إلى potentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام potentiostat، نفذ متتابعة الكهروكيميائية مقاومة الطيفي (EIS) (المحتملة الإزاحة 0 V، سعة 10 فولت، نطاق الترددات 10-100،000 هرتز) وvoltammetry دوري (1 دورة، مجموعة المحتملة 0.8 إلى -0.8 V، معدل المسح 100 بالسيارات / ثانية) على جميع الأقطاب. يتم الاحتفاظ الأقطاب لم تختبر في إمكانات الدائرة المفتوحة ويستخدم وقت هادئ من 1 ثانية بين كل اختبار. جميع أقطاب 32 على اتصال مع الحل للدورة اختبار كامل من 1 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مجموعة الكهربائي من حل الاختبار وشطف بلطف مع الماء منزوع الأيونات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> القيام بأي تحليلات أخرى المطلوب مثل المجهر الضوئي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> متجر تحقيقات في وعاء واقية جافة لمنع الضرر وتدهور السطوح الكهربائي. </li></ol> 2. القطب زرع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وزن الفئران. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن يوريثان (20٪ ث / ت في الماء المقطر، 1.3 جم / كجم IP) للتخدير nonrecovery. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضمان بداية التخدير عن طريق اختبار لمنعكس قرصة أخمص قدميه الانسحاب. إذا التخدير ليس كافيا، ينبغي أن تدار جرعات تكميلية من يوريثان (0.3 جم / كجم الملكية الفكرية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مواد التشحيم العين، ثم يحلق رأسه من أحدامال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوان في وضعية الانبطاح على طبق homeothermic وإدراج التحقيق المستقيم (37.5 درجة مئوية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شريط أذن واحدة في الموقف النهائي المتوقع تقريبا في إطار التجسيمي، ومن ثم ضبط الحيوان لوضع شريط الأذن في الصماخ السمعي الخارجي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> محاذاة شريط الأذن الثانية في صماخ السمع الخارجي المقابل. تحول الحيوان في الحانات الأذن لتتماشى مع صاحب الأسنان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط الأسنان الفئران، فتح الفك الحيوان، ربط القواطع العليا على حامل الأسنان وتضييق الأنف في المكان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلق شق في الجلد من الرأس، ما يقرب من 1 ملم إلى يمين خط الوسط وبين 10 ملم إلى 10 ملم منقاري الذيلية لامدا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الجلد والعضلات أفقيا من شق لفضح الجداري والعظام الجداري باستخدام 20٪ محلول بيروكسيد الهيدروجين والشاش، فرك السطح من العظام عرضة للخطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر حفرة حوالي3 مم 2 في العظام الجداري أقرب إلى امدا وخط الوسط ممكن، وإزالة المكونات العظام. باستخدام ملحي معقم، تدفق حفرة لإزالة أي غبار أو شظايا العظام التي قد تؤدي إلى تلف القطب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص حادة، حادة، تشريح تحت القفا من الرقبة وخلق تجويف. التفاف سلك حج / أجكل في الصوف والقطن، وتشبع ذلك بمحلول ملحي ثم قم بإدراج الإلكترود المرجعي في تجويف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق في جافية على المستوى السهمي باستخدام غيض من إبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق مجموعة الكهربائي إلى القطب مناور وضبط موقفها خلال افتتاح مع 19 °-rostro الذيلية زاوية. إدراج يدويا القطب حوالي 2 ملم في الدماغ نحو أكيمة السفلي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق المتكلم إلى شريط الأذن اليسرى أجوف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضمان تشغيل مكبر للصوت على. ثم تحقق التخدير الحيوان قبل ختم غرفة تسجيل. </li></ol> 3.في اختبار فيفو <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقديم رشقات نارية الضوضاء البيضاء، (ضجيج جاوس الموزعة، 1-44 كيلو هرتز، و 10 مللي ثانية الوقت ارتفاع الخريف) ورصد النشاط على كل قطب كهربائي. الحد الأقصى المعدل الذي ينبغي تسليم رشقات نارية هو انفجار واحدة كل 200 ميللي ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ميكرودريفي الآلية، تضاف ببطء مجموعة الكهربائي حتى يتم تسجيل النشاط مدفوعة سمعيا على 3 أقطاب معظم البعيدة على كل عرقوب (عدد وموقف النشاط تسجيل الأقطاب يمكن أن تختلف مع القطب الكهربائي موضع أو التصميم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنفيذ بروتوكول التحفيز الصوتية باستخدام 300 التكرار من 50 ميللي ثانية رشقات نارية الضوضاء البيضاء (ضجيج جاوس الموزعة، 1-44 كيلو هرتز، و 10 مللي ثانية الوقت ارتفاع السقوط) مع معدل الرسوب 1 ثانية في 70 ديسيبل، وتسجيل النشاط المتعددة الوحدات في كل القطب ( 24.4 معدل أخذ العينات كيلو هرتز). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ببطء مجموعة القطب آخر 200 μ م في IC لوضع كل قطب كهربائي في تقريبا نفس الموقف القطب القاصي أكثر من عشره موقف تسجيل الأولي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكرار التحفيز الصوتية وبروتوكول تسجيل العصبية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مواصلة إدراج مجموعة الكهربائي في 200 م μ الخطوات وأداء التحفيز الصوتية وبروتوكول تسجيل العصبية حتى سجلت جميع أقطاب النشاط مدفوعة سمعيا من لا يقل عن 3 وظائف (عادة 8-12 مواقف القطب الشاملة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التراجع عن مجموعة الكهربائي في 200 م μ الخطوات ومواصلة أداء التحفيز الصوتية وبروتوكول تسجيل العصبية حتى يتحقق الموقف المبدئي مجموعة الكهربائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب بعناية مجموعة الكهربائي يدويا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن جرعة زائدة من الصوديوم بنتوباربيتون (Lethobarb؛ 200 ملغم / كغم IP) إلى الموت ببطء الحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف بلطف مجموعة الكهربائي مع الماء المقطر. ثم تحقيقات مخزن في حاوية واقية جافة لمنع الضرر وتدهور السطوح الكهربائي. </li></ol> 4. بعد غرس في فيتاميناختبار ريال عماني <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف بلطف مجموعة الكهربائي مع الماء المقطر لإزالة أي تلوث. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط مجموعة الكهربائي إلى potentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بعناية مجموعة الكهربائي في حل الاختبار والمشبك في مكانه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شبكة البلاتين عداد كهربائي وحج / أجكل إشارة القطب في حل الاختبار والاتصال potentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام potentiostat، نفذ متتابعة الكهروكيميائية مقاومة الطيفي (EIS) (المحتملة الإزاحة 0 V، سعة 10 فولت، نطاق الترددات 10-100،000 هرتز) وvoltammetry دوري (1 دورة، مجموعة المحتملين 0.8 إلى -0.8 V، معدل المسح 100 بالسيارات / ثانية ) على جميع الأقطاب. يتم الاحتفاظ الأقطاب لم تختبر في إمكانات الدائرة المفتوحة ويستخدم وقت هادئ من 1 ثانية بين كل اختبار. جميع أقطاب 32 على اتصال مع الحل للدورة اختبار كامل من 1 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مجموعة الكهربائي من حل الاختبار وشطف بلطف مع الماء منزوع الأيونات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Pالدانتيل مجموعة الكهربائي في محلول التنظيف الأنزيمية لمدة 24 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مجموعة الكهربائي من الحل وشطف مع الماء المقطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط مجموعة الكهربائي إلى potentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بعناية مجموعة الكهربائي في حل الاختبار والمشبك في مكانه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شبكة البلاتين عداد كهربائي وحج / أجكل إشارة القطب في حل الاختبار والاتصال potentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام potentiostat، نفذ متتابعة الكهروكيميائية مقاومة الطيفي (EIS) (المحتملة الإزاحة 0 V، سعة 10 فولت، نطاق الترددات 10-100،000 هرتز) وvoltammetry دوري (1 دورة، مجموعة المحتملين 0.8 إلى -0.8 V، معدل المسح 100 بالسيارات / ثانية ) على جميع الأقطاب. يتم الاحتفاظ الأقطاب لم تختبر في إمكانات الدائرة المفتوحة ويستخدم وقت هادئ من 1 ثانية بين كل اختبار. جميع أقطاب 32 على اتصال مع الحل للدورة اختبار كامل من 1 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مجموعة الكهربائي من حل الاختبار وشطف بلطف مع الماء منزوع الأيونات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> متجر تحقيقات في وعاء واقية جافة لمنع الضرر وتدهور السطوح الكهربائي. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

والكتاب ليس لديهم ما يكشف.

يوفر هذا البروتوكول طريقة لمقارنة العصبية الطلاء القطب تسجيل في حيوان واحد. تصميم القطب المستخدمة هي مثالية للزرع في الفئران أكيمة السفلي (IC)، مع أبعاد نطاق مماثل. أن الاختلافات من هذا القطب مثل مساحة أكبر بين السيقان منع جميع السيقان يجري في IC الفئران في نفس الوقت، ف...

يزرع العصبية وتستخدم بشكل متزايد للبحث، والسيطرة على الأطراف الاصطناعية والعلاج من الاضطرابات مثل مرض باركنسون والصرع، وفقدان الحواس 1،2. قياس و / أو السيطرة على كل من المواد الكيميائية والتركيبة الكهربائية من الدماغ هو الأساس لجميع يزرع العصبية. ومع ذلك، فإنه من المهم لإدارة العلاج الوحيد عندما الأنسجة العصبية في حالة الشاذة للحد من الآثار الجانبية 3. على سبيل المثال، ينبغي أن تنطبق التحفيز والتشجيع العميق للمخ لعلاج الصرع فقط نبضة كهربائية إلى الدماغ أثناء النوبة. قد تكون بعض الآثار الجانبية خلل التوتر، وفقدان الذاكرة، الارتباك، وضعف الوظائف المعرفية، والهلوسة التي يسببها، والاكتئاب أو مضادات الاكتئاب 3،4. في العديد من الأجهزة، وبالتالي نظام الحلقة المغلقة ضروري لتسجيل النشاط الكهربائي لتحريك وتحفيز عندما تم الكشف عن حالة غير طبيعية. وتستخدم أقطاب تسجيل أيضا للسيطرة الموالينأجهزة sthetic. فمن الأهمية بمكان لتسجيل النشاط العصبي المستهدفة وفقا لأعلى إشارة إلى نسبة الضوضاء ممكن لتحقيق اثار الأكثر دقة وتحكم الجهاز. وهناك نسبة كبيرة إشارة إلى الضجيج هو أيضا مرغوب فيه للغاية لتطبيقات البحوث، وأكثر موثوقية البيانات يمكن الحصول عليها، مما أدى إلى عدد أقل من اختبار المواضيع المطلوبة. وهذا سوف يسمح أيضا فهم أكبر لآليات ومسارات المشاركة في التحفيز العصبي والتسجيل. بعد أن تم وضعها زرع العصبية في الدماغ، ويتم تشغيل استجابة مناعية 5،6. وتنقسم الدورة الوقت للاستجابة بشكل عام إلى مراحل الحادة والمزمنة، يتألف كل منها من العمليات البيولوجية المختلفة 7. الاستجابة المناعية يمكن أن يكون لها آثار وخيمة على أداء عملية الزرع، مثل عزل الأقطاب من الخلايا العصبية المستهدفة من قبل التغليف في ندبة الدبقية أو التدهور الكيميائي للمواد زرع 8.هذا يمكن أن تقلل من نسبة الإشارة إلى الضوضاء من القطب تسجيل وانتاج الطاقة من القطب تحفيز، وتؤدي إلى فشل قطب كهربائي 9. اختيار دقيق من التصميم والمواد المستخدمة في زراعة ضرورية لمنع فشل على مدى عمر الزرع. وقد وضعت العديد من مواد مختلفة وتصاميم زرع مؤخرا لتحسين نسبة الإشارة إلى الضوضاء والاستقرار زرع لتسجيل العصبية. وشملت المواد الكهربائي البلاتين والإيريديوم، التنغستن، وأكسيد الإيريديوم، وأكسيد التنتالوم، الجرافين، أنابيب الكربون النانوية، مخدر إجراء البوليمرات، والهلاميات المائية في الآونة الأخيرة. المواد الركيزة اختبار يشمل أيضا السيليكون، وأكسيد السيليكون، نيتريد السيليكون، والحرير، وتفلون، بوليميد، والسيليكون. كما تم التحقيق مختلف التعديلات الكهربائي، وذلك باستخدام الطلاء مثل laminin، neurotrophins، أو المجمعة monolayers الذاتي والعلاجات باستخدام الكهروكيميائية، والبلازما والتقنيات البصرية. تصميم زرعو يمكن أن يكون 1 -، 2 - أو 3 الابعاد مع الأقطاب عموما في غيض من اجراء تحقيق العزل أو على طول حافة عرقوب لاختراق أقطاب أو في مجموعة 2 الأبعاد لسطح القشرة يزرع. بغض النظر عن التصميم أو المواد الكهربائي، وقد أظهرت الدراسات السابقة عادة أداء عملية الزرع الجديدة دون الرجوع إلى البنى زرع أخرى. هذا يمنع إجراء تقييم منهجي لممتلكاتهم. يوفر هذا البروتوكول طريقة لمقارنة المواد القطب مختلفة عبر مجموعة من التقنيات التحليلية والكهربية. لأنه يقوم على مقالة نشرت مؤخرا والتي مقارنة 4 مخدر مختلفة إجراء الطلاء البوليمر (polypyrrole (PPY) وبولي 3 ،4-ethylenedioxythiophene (PEDOT) مخدر مع كبريتات (SO 4) أو الفقرة التولوين سلفونات (نقط)) و 4 طلاء مختلفة، سمك 10. وجدت هذه المادة مادة واحدة، PEDOT-نقط مع الوقت ترسب 45 ثانية،لديها أعلى نسبة ارتفاع عدد وإشارة إلى الضوضاء مع أصغر الضوضاء في الخلفية والتي كانت هذه المعايير تعتمد على مقاومة القطب. كما عرض PEDOT-نقط biostability الحادة متفوقة بالمقارنة مع غيرها من مخدر إجراء البوليمرات وأقطاب الإيريديوم العارية. بروتوكول يسمح المعلمات الحرجة السيطرة على نسبة والاستقرار إشارة إلى الضوضاء يتم تحديدها واستخدامها لزيادة تحسين أداء الأقطاب تسجيل العصبية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

وعادة ما يتم اختبار مواد جديدة وتصاميم ليزرع العصبية على حدة، مع مظاهرة من الأداء ولكن دون الإشارة إلى خصائص زرع أخرى. هذا يمنع مجموعة الرشيد للزرع سيما فيما الأمثل لتطبيق معين وتطوير مواد جديدة على أساس معايير الأداء الأكثر أهمية. هذه المادة يطور بروتوكول للفي المختبر والمجراة في اختبار من الأقطاب الكهربائية تسجيل العصبية. يتم توثيق المعلمات أوصت لاختبار الكهروكيميائية والكهربية مع الخطوات الرئيسية والمشاكل المحتملة التي تمت مناقشتها. يلغي هذا الأسلوب أو يقلل من تأثير العديد من الأخطاء المنهجية موجودة في أبسط نماذج اختبار في الجسم الحي، وخاصة تغيرات في المسافة القطب / الخلايا العصبية وبين النماذج الحيوانية. والنتيجة هي وجود علاقة قوية بين حرجة في المختبر والمجراة في الردود، مثل مقاومة والاشتراكيةنسبة gnal إلى الضجيج. ويمكن بسهولة أن تتكيف هذا البروتوكول لاختبار المواد القطب الآخر والتصاميم. يمكن توسيعها في المختبر التقنيات لأي أسلوب تدميري الأخرى لتحديد مؤشرات الأداء الهامة الأخرى. ويمكن أيضا أن تستخدم لمبادئ النهج الجراحية في مسار السمعي تعديلها إلى مناطق أخرى أو العصبية الأنسجة.

ويرد مجموعة الكهربائي المعتادة المستخدمة في هذا البروتوكول التجريبي في الشكل 1. هناك 32 أقطاب الإيريديوم في 4 السيقان مع 413 μ م 2 مساحة هندسية الاسمية و200 μ م الملعب. تم المغلفة كل القطب الثاني على مجموعة واحدة من أربعة الطلاء الكهربائي مختلفة، و...

Watch this Scientific Journal Video about A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes at JoVE.com

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

الطلاء الكهربائي مختلفة تؤثر على أداء تسجيل العصبية من خلال تغييرات في الخصائص الكهروكيميائية والكيميائية والميكانيكية. المقارنة من الأقطاب الكهربائية في المختبر هي بسيطة نسبيا، ولكن المقارنة بين الاستجابة في الجسم الحي هو عادة معقدة بسبب الاختلافات في مسافة القطب / الخلايا العصبية وبين الحيوانات. توفر هذه المقالة طريقة قوية للمقارنة بين أقطاب تسجيل العصبية.

وهناك طريقة لمنهجية التقييم الكهروكيميائية والكهربية العصبية من أقطاب تسجيل

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

a-method-for-systematic-electrochemical-electrophysiological

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Views.  La Trobe University.  الطلاء الكهربائي مختلفة تؤثر على أداء تسجيل العصبية من خلال تغييرات في الخصائص الكهروكيميائية والكيميائية والميكانيكية. المقارنة من الأقطاب الكهربائية في المختبر هي بسيطة نسبيا، ولكن المقارنة بين الاستجابة في الجسم الحي هو عا?...

Video: A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

الجراحية زرع الأقطاب الكهربائية العصبية المزمنة لتسجيل نشاط وحدة واحدة وإشارات Electrocorticographic

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

استنساخه سحق الفأر العصب الوركي وتقييم لاحق للتجديد من قبل الجامعة جبل تحليل العضلات

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

إعداد الفأر استيقظ لتسجيل الردود العصبية وحقن الراسمات

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

الدماغ الأمامي تسجيل الكهربية في الزرد اليرقات

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

تسجيل الكهربية في الدماغ سليمة من اسماك الزرد الكبار

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

خارج الخلية تسجيل النشاط العصبية جنبا إلى جنب مع Microiontophoretic تطبيق المواد Neuroactive في الفئران مستيقظا

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

الطريقة الكهربية لالردود تسجيل بين الخلايا الجهد ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; خلايا مستقبلة للضوء وInterneurons إلى النور المحفزات<em&gt; في فيفو</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

تصنيع عالية الاتصال الكثافة، مسطحة واجهة أقطاب العصب للتسجيل وتحفيز تطبيقات

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

A Micro-CT-based Method for Characterizing Lesions and Locating Electrodes in Small Animal Brains

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that requires manual estimation. Here, we describe a simple, straightforward method for quantifying lesions and locating electrodes in the brain that is less laborious and yields more detailed results. Whole brains are stained with osmium tetroxide, embedded in resin, and imaged with a micro-CT scanner. The scans result in 3D digital volumes of the brains with resolutions and virtual section thicknesses dependent on the sample size (12&#8211;15 and 5&#8211;6 &#181;m&#160;per voxel for rat and zebra finch brains, respectively). Surface and deep lesions can be characterized, and single tetrodes, tetrode arrays, electrolytic lesions, and silicon probes can also be localized. Free and proprietary software allows experimenters to examine the sample volume from any plane and segment the volume manually or automatically. Because this method generates whole brain volume, lesions and electrodes can be quantified to a much higher degree than in current methods, which will help standardize comparisons within and across studies.

This article describes a straightforward method to prepare small animal brains for micro-CT imaging, in which lesions can be quantified and electrodes located with high precision in the context of the whole brain.

أسلوب المستندة إلى الأشعة المقطعية الصغرى لتميز الآفات وتحديد مواقع الأقطاب في أدمغة الحيوانات الصغيرة

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that ...