Os autores agradecem o apoio do Australian Research Council através do Centro de Excelência para Electromaterials Science.

O protocolo foi aprovado pela La Trobe University (09-28P) e comitês de ética animal RMIT University (1315). 1. Eletrodo Preparação e preliminar in vitro Testing <ol><li> Preparar soluções de revestimento de deposição do eléctrodo, por exemplo, 10 mM de 3,4-etilenodioxitiofeno (EDOT) e 0,1 para-tolueno sulfonato de sódio M (Na 2 pts), para formar poli-3 ,4-etilenodioxitiofeno-pTS (PEDOT-pTS). </li><li> Conecte o conjunto de eletrodos de um potenciostato. </li><li> Com cuidado, coloque o conjunto de eletrodos na solução de deposição e prender no lugar. </li><li> Coloque um contra-eletrodo de platina malha e eletrodo de referência Ag / AgCl na solução de deposição e se conectar a um potenciostato. </li><li> Usando os potenciostato, revestimentos de depósito sobre os eléctrodos desejados. Condições de deposição (potencial, corrente e tempo) irão variar dependendo dos revestimentos desejados. Para revestimentos PEDOT-PTS, um pote aplicadantial de 1 V por 15, 30, 45, ou 60 segundos foi usado. Quatro eléctrodos na matriz deve ser revestida com o revestimento com uma configuração escalonada (Figura 1). </li><li> Remova o conjunto de eletrodos a partir da solução de deposição e lavar cuidadosamente com água deionizada. </li><li> Repetir o processo de revestimento com outros materiais, como desejado. </li><li> Preparar solução de teste in vitro (fosfato de di-sódio 0,3 M (Na 2 HPO 4) em água desionizada). </li><li> Conecte o conjunto de eletrodos de um potenciostato. </li><li> Com cuidado, coloque o conjunto de eletrodos na solução de teste e prender no lugar. </li><li> Coloque um contra-eletrodo de platina malha e eletrodo de referência Ag / AgCl na solução de teste e se conectar a um potenciostato. </li><li> Usando o potenciostato, realizar espectroscopia de impedância eletroquímica seqüencial (EIS) (potencial compensar 0 V, amplitude 10 mV, faixa de freqüência 10-100,000 Hz) e voltametria cíclica (1 ciclo, faixa de potencial 00,8 para -0,8 V, velocidade de varredura de 100 mV / s) em todos os eletrodos. Eletrodos não testados são mantidos em potencial de circuito aberto e um tempo de silêncio de 1 segundo é usado entre cada teste. Todos os eléctrodos 32 estão em contacto com a solução para a sessão de teste completo de 1 hr. </li><li> Remova o conjunto de eletrodos da solução teste e lavar cuidadosamente com água deionizada. </li><li> Executar quaisquer outras análises desejadas, como microscopia óptica. </li><li> Armazenar as sondas em um recipiente protector seco, para evitar danos e degradação das superfícies dos eléctrodos. </li></ol> 2. Eletrodo Implantação <ol><li> Pesa-se o rato. </li><li> Injectar uretano (20% w / v em água destilada, 1,3 g / kg ip) para anestesia nonrecovery. </li><li> Certifique-se de início a anestesia por meio de testes de um reflexo de retirada do dedo do pé pinch. Se a anestesia não é suficiente, doses suplementares de uretano deve ser administrado (0,3 g / kg ip). </li><li> Aplique lubrificante ocular, e depois raspar a cabeça da umaimal. </li><li> Colocar o animal em decúbito ventral em uma placa homeotérmicos e inserir uma sonda retal (37,5 ° C). </li><li> Coloque uma barra de orelha em posição final de aproximadamente esperado dentro do quadro estereotáxico, e depois ajustar o animal para posicionar a barra de orelha no meato acústico externo. </li><li> Alinhe a segunda barra de orelha em meato acústico externo contralateral. Deslocar o animal nos bares de ouvido para se alinhar com o suporte do dente. </li><li> Utilizando uma pinça dente de rato, abrir a mandíbula do animal, ligar os incisivos superiores sobre o suporte do dente e apertar o nariz no lugar. </li><li> Criar uma incisão na pele da cabeça, a cerca de 1 mm para a direita da linha média e de 10 mm de 10 mm rostral caudal do lambda. </li><li> Retrair a pele e músculo lateralmente a partir da incisão para expor a ossos parietal e interparietais Usando uma solução de peróxido de hidrogénio a 20% e uma almofada de gaze, esfregar a superfície do osso exposto. </li><li> Faça um furo de aproximadamente3 milímetros 2 no osso interparietais tão perto de lambda e a linha média quanto possível e remover o tampão de ossos. Usando salina estéril, lave o buraco para remover qualquer pó de osso ou fragmentos que podem danificar o eletrodo. </li><li> Com uma tesoura sem corte-contuso, dissecar abaixo da nuca e criar uma cavidade. Enrole um fio de Ag / AgCl em algodão, saturá-lo com soro fisiológico e, em seguida, insira o eletrodo de referência para a cavidade. </li><li> Fazer uma incisão na dura-máter no plano sagital, utilizando a ponta de uma agulha. </li><li> Fixe o conjunto de eletrodos para o manipulador de eletrodos e ajustar a sua posição sobre a abertura com um ângulo de rostro-caudal de 19 °. Inserir manualmente o eletrodo de aproximadamente 2 mm no cérebro para o colículo inferior. </li><li> Conecte o alto-falante para a barra de ouvido oco esquerda. </li><li> Verifique se o amplificador está ligado. Em seguida, verificar a anestesia animal antes de selar a câmara de gravação. </li></ol> 3.Ensaios in vivo <ol><li> Entregar rajadas de ruído branco, (ruído Gaussian distribuído, 1-44 kHz; tempo de subida-queda de 10 ms) e monitorar a atividade em cada eletrodo. A taxa máxima em que explode deverá ser entregue é uma explosão a cada 200 ms. </li><li> Usando o microdrive motorizado, insira lentamente o conjunto de eletrodos até que a atividade acústica impulsionado é registrado nos três eletrodos mais distais em cada haste (o número ea posição dos eletrodos actividade de gravação pode variar com a colocação do eletrodo ou projeto eletrodo). </li><li> Realizar o protocolo de estimulação acústica usando 300 repetições de 50 ms rajadas de ruído branco (ruído Gaussian distribuído, 1-44 kHz, 10 tempo de subida de queda ms) com uma taxa de repetição de 1 seg a 70 dB, e registrar a atividade de várias unidades em cada eletrodo ( taxa de amostragem de 24,4 kHz). </li><li> Insira lentamente o conjunto de eletrodos mais 200 μ m para o IC para posicionar cada eletrodo aproximadamente na mesma posição que o eletrodo mais distal a partir de diae posição de gravação inicial. </li><li> Repita a estimulação acústica e protocolo de gravação neural. </li><li> Continue inserindo o conjunto de eletrodos em 200 μ m passos e realizar a estimulação acústica e protocolo de gravação neural até que todos os eletrodos registraram atividade acusticamente expulsos de pelo menos 3 posições (normalmente 8-12 posições dos eletrodos em geral). </li><li> Recolha o conjunto de eletrodos em 200 μ m passos e continuar a realizar a estimulação acústica e protocolo de gravação neural até a posição inicial dos eletrodos seja alcançado. </li><li> Retrair com cuidado o conjunto de eletrodos manualmente. </li><li> Injectar uma dose excessiva de pentobarbitona de sódio (Lethobarb, 200 mg / kg ip) para eutanásia do animal. </li><li> Delicadamente, lave o conjunto de eletrodos com água destilada. Em seguida, armazená sondas em um recipiente protector seco para evitar danos e degradação das superfícies dos elétrodos. </li></ol> 4. Pós-implantação em vitTeste ro <ol><li> Delicadamente, lave o conjunto de eletrodos com água destilada para remover qualquer contaminação. </li><li> Conecte o conjunto de eletrodos de um potenciostato. </li><li> Com cuidado, coloque o conjunto de eletrodos na solução de teste e prender no lugar. </li><li> Coloque um contra-eletrodo de platina malha e eletrodo de referência Ag / AgCl na solução de teste e conectar-se ao potenciostato. </li><li> Usando o potenciostato, realizar espectroscopia de impedância eletroquímica seqüencial (EIS) (potencial compensar 0 V, amplitude 10 mV, faixa de freqüência 10-100,000 Hz) e voltametria cíclica (1 ciclo, faixa de potencial de 0,8 a -0,8 V, velocidade de varredura de 100 mV / s ) em todos os eléctrodos. Eletrodos não testados são mantidos em potencial de circuito aberto e um tempo de silêncio de 1 segundo é usado entre cada teste. Todos os eléctrodos 32 estão em contacto com a solução para a sessão de teste completo de 1 hr. </li><li> Remova o conjunto de eletrodos da solução teste e lavar cuidadosamente com água deionizada. </li><li> Pate o conjunto de eléctrodos em uma solução de limpeza enzimática durante 24 horas. </li><li> Remover o conjunto de eléctrodos a partir da solução e enxagua-se com água destilada. </li><li> Conecte o conjunto de eletrodos de um potenciostato. </li><li> Com cuidado, coloque o conjunto de eletrodos na solução de teste e prender no lugar. </li><li> Coloque um contra-eletrodo de platina malha e eletrodo de referência Ag / AgCl na solução de teste e conectar-se ao potenciostato. </li><li> Usando o potenciostato, realizar espectroscopia de impedância eletroquímica seqüencial (EIS) (potencial compensar 0 V, amplitude 10 mV, faixa de freqüência 10-100,000 Hz) e voltametria cíclica (1 ciclo, faixa de potencial de 0,8 a -0,8 V, velocidade de varredura de 100 mV / s ) em todos os eléctrodos. Eletrodos não testados são mantidos em potencial de circuito aberto e um tempo de silêncio de 1 segundo é usado entre cada teste. Todos os eléctrodos 32 estão em contacto com a solução para a sessão de teste completo de 1 hr. </li><li> Remover o conjunto de eléctrodos a partir da solução de teste elavar cuidadosamente com água deionizada. </li><li> Armazenar as sondas em um recipiente protector seco, para evitar danos e degradação das superfícies dos eléctrodos. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

Este protocolo fornece um método para comparar revestimentos de eléctrodos de gravação neurais dentro de um animal. O projeto eletrodo utilizado é ideal para implantação em um rato colículo inferior (CI), com dimensões de uma escala similar. Variações deste eléctrodo, como mais espaço entre as hastes impediria todas hastes sendo no rato IC, ao mesmo tempo, ao passo que hastes mais compridas e um passo maior entre os eléctrodos aumenta o risco de que as pontas de hastes vai entrar em contacto com a base do ...

Implantes neuronais estão a ser utilizados cada vez mais para a investigação, controlando próteses e tratamento de desordens, tais como doença de Parkinson, epilepsia, e 1,2 a perda sensorial. Medir e / ou controlar tanto a composição química e eléctrica do cérebro é a base para todos os implantes neurais. No entanto, é importante administrar um tratamento apenas quando o tecido neural é no estado aberrante para reduzir os efeitos secundários 3. Por exemplo, estimuladores cerebrais profundos para o tratamento de epilepsia só deve aplicar-se um pulso elétrico para o cérebro durante uma convulsão. Alguns efeitos secundários podem ser distonia, perda de memória, desorientação, função cognitiva prejudicada, alucinações induzidas, depressão ou anti-depressão 3,4. Em muitos dispositivos, um sistema de circuito fechado, por conseguinte, necessário para registar a actividade eléctrica e para provocar estimulação quando um estado anormal é detectada. Eletrodos de gravação também são usados ​​para controlar pródispositivos sthetic. É crítico para registar a actividade neural alvo com a maior relação sinal-para-ruído possível conseguir o desencadeamento mais precisa e controlo do dispositivo. Uma grande proporção de sinal-para-ruído é também altamente desejáveis ​​para aplicações de pesquisa, como dados mais fiáveis ​​podem ser obtidas, o que resulta em menor número de indivíduos de teste necessários. Isso também irá permitir uma maior compreensão dos mecanismos e vias envolvidas na estimulação neural e gravação. Depois de um implante neural tem sido colocado para o cérebro, uma resposta imunitária desencadeada é 5,6. O curso dos tempos de resposta está geralmente dividido em fases agudas e crónicas, cada uma consistindo de 7 diferentes processos biológicos. A resposta imune pode ter efeitos dramáticos sobre o desempenho do implante, tais como o isolamento dos eléctrodos dos neurónios-alvo por encapsulação em uma cicatriz glial ou degradação química dos materiais de implante 8.Isto pode reduzir a relação sinal-para-ruído de um eléctrodo de registo e a potência de saída de um eléctrodo estimulante, e para o eléctrodo de chumbo falha 9. Escolha cuidadosa do desenho do implante e os materiais são necessários para prevenir falhas durante a vida útil do implante. Muitos diferentes materiais e modelos de implantes têm sido desenvolvidas recentemente para melhorar a relação sinal-ruído e a estabilidade do implante para o registo neural. Materiais de eletrodo incluíram platina, irídio, tungstênio, óxido de irídio, o óxido de tântalo, o grafeno, os nanotubos de carbono, polímeros condutores dopados, e, mais recentemente, os hidrogéis. Os materiais de substrato testados também inclui silício, óxido de silício, nitreto de silício, de seda, Teflon, poliimida, e silicone. Várias modificações dos eléctrodos também foram investigados, utilizando revestimentos, tais como laminina, neurotrofinas, ou monocamadas e tratamentos de auto-montagem utilizando electroquímica, plasma e técnicas ópticas. Projeto Implants poderiam ser 1 -, 2 - ou 3-dimensional com os eléctrodos geralmente na ponta de uma sonda ou de isolamento ao longo do bordo de uma haste para penetrar eléctrodos ou de uma matriz de duas dimensões de implantes de superfície do córtex. Independentemente da concepção ou material de eléctrodo, a literatura anterior tem tipicamente demonstrado o desempenho do novo implante, sem referência a outras construções de implante. Isso evita que uma avaliação sistemática das suas propriedades. Este protocolo proporciona um método para comparação de diferentes materiais de eléctrodo por meio de uma variedade de técnicas analíticas e electrofisiológicos. Ele baseia-se num artigo recentemente publicado que comparou 4 dopado diferente realização de revestimentos de polímero (de polipirrol (Ppy) e poli-3 ,4-etilenodioxitiofeno (PEDOT) dopado com sulfato (SO4) ou para-tolueno sulfonato (PTS)) e 4 revestimento de diferentes espessuras de 10. Este artigo encontrei um material, PEDOT-pTS com um tempo de deposição de 45 segundos,tinha a maior proporção e contagem de pico de sinal-para-ruído com o menor ruído de fundo, e que estes parâmetros eram dependentes da impedância do eléctrodo. PEDOT-pTS também exibido bioestabilidade aguda superior em comparação com os outros polímeros dopados condução e eletrodos de irídio nuas. O protocolo permite que os parâmetros críticos da alteração da razão e estabilidade de sinal-para-ruído de ser determinada e utilizada para melhorar ainda mais o desempenho dos eléctrodos de registo neural.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

Novos materiais e designs para implantes neurais são tipicamente testados separadamente, com uma demonstração de desempenho, mas sem referência a outras características de implantes. Isto impede uma selecção racional de um implante em particular como óptima para uma aplicação particular e ao desenvolvimento de novos materiais com base nos parâmetros mais críticos do desempenho. Este artigo desenvolve um protocolo in vitro e testes in vivo de eléctrodos de registo neural. Parâmetros recomendados para o teste eletroquímico e eletrofisiológica são documentados com os principais passos e possíveis problemas discutidos. Este método elimina ou reduz o impacto de muitos erros sistemáticos presentes nas mais simples in vivo paradigmas de teste, especialmente variações na distância eletrodo / neurônio e entre modelos animais. O resultado é uma forte correlação entre a crítica in vitro e in vivo as respostas, tais como a impedância e siproporção nal-ruído. Este protocolo pode ser facilmente adaptado para testar outros materiais de eléctrodos e desenhos. As técnicas in vitro pode ser expandido para qualquer outro método não destrutivo para determinar os indicadores de desempenho mais importantes. Os princípios utilizados para a abordagem cirúrgica da via auditiva pode também ser modificado para outras regiões neurais ou tecido.

Um conjunto de eléctrodos típico usado para este protocolo experimental é mostrado na Figura 1. Há 32 eletrodos de irídio em 4 hastes com 413 μ m 2 nominal área geométrica e μ m campo 200. Cada segundo eléctrodo sobre a matriz tenha sido revestido com um dos quatro revestimentos de eléctrodos diferentes, marcadas 1-4. Os materiais de revestimento foram cuidadosamente escolhidos por suas propriedades químicas, mecânicas e eletroquímicas. Como mencionado anterior...

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A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Revestimentos de eletrodos diferentes afetar o desempenho de gravação neural através de alterações nas propriedades eletroquímicas, químicas e mecânicas. Comparação de eléctrodos in vitro é relativamente simples, no entanto Comparação in vivo da resposta é tipicamente complicada pelas variações de distância entre os eléctrodos / neurónio e entre animais. Este artigo fornece um método robusto para comparar eletrodos de registro neurais.

Um Método para Sistemática de Eletroquímica e eletrofisiológica Avaliação do Neurais gravação Eletrodos

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K visualizações.  La Trobe University.  Revestimentos de eletrodos diferentes afetar o desempenho de gravação neural através de alterações nas propriedades eletroquímicas, químicas e mecânicas. Comparação de eléctrodos in vitro é relativamente simples, no entanto Comparação in vivo da resposta é tipicamente complicada pelas variações de distância entre os eléctrodos / neurónio e entre animais. Este artigo fornece um método robusto para comparar eletrodos de registro neura...

Vídeo: A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Implante cirúrgico de crônicas Eletrodos Neurais para registrar a atividade única Unidade e Sinais eletrocorticográfica

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Neurociência

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Reprodutível mouse esmagamento do nervo ciático e subsequente avaliação de Regeneração por Análise Whole Mount muscular

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Preparação de um mouse Awake para gravar as respostas neurais e injetando Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Manufacturing and Using Piggy-back Multibarrel Electrodes for In vivo Pharmacological Manipulations of Neural Responses

In vivo recordings from single neurons allow an investigator to examine the firing properties of neurons, for example in response to sensory stimuli. Neurons typically receive multiple excitatory and inhibitory afferent and/or efferent inputs that integrate with each other, and the ultimate measured response properties of the neuron are driven by the neural integrations of these inputs. To study information processing in neural systems, it is necessary to understand the various inputs to a neuron or neural system, and the specific properties of these inputs. A powerful and technically relatively simple method to assess the functional role of certain inputs that a given neuron is receiving is to dynamically and reversibly suppress or eliminate these inputs, and measure the changes in the neuron's output caused by this manipulation. This can be accomplished by pharmacologically altering the neuron's immediate environment with piggy-back multibarrel electrodes. These electrodes consist of a single barrel recording electrode and a multibarrel drug electrode that can carry up to 4 different synaptic agonists or antagonists. The pharmacological agents can be applied iontophoretically at desired times during the experiment, allowing for time-controlled delivery and reversible reconfiguration of synaptic inputs. As such, pharmacological manipulation of the microenvironment represents a powerful and unparalleled method to test specific hypotheses about neural circuit function.
Here we describe how piggy-back electrodes are manufactured, and how they are used during in vivo experiments. The piggy-back system allows an investigator to combine a single barrel recording electrode of any arbitrary property (resistance, tip size, shape etc) with a multibarrel drug electrode. This is a major advantage over standard multi-electrodes, where all barrels have more or less similar shapes and properties. Multibarrel electrodes were first introduced over 40 years ago 1-3, and have undergone a number of design improvements 2,3 until the piggy-back type was introduced in the 1980s 4,5. Here we present a set of important improvements in the laboratory production of piggy-back electrodes that allow for deep brain penetration in intact in vivo animal preparations due to a relatively thin electrode shaft that causes minimal damage. Furthermore these electrodes are characterized by low noise recordings, and have low resistance drug barrels for very effective iontophoresis of the desired pharmacological agents.

Manufacturing and Using Piggy-back Multibarrel Electrodes for In vivo Pharmacological Manipulations of Neural Responses

Iontophoresis of neural agonists and antagonists during extracellular in vivo recordings is a powerful way to manipulate a neuron&#x2019;s microenvironment. These manipulations can most easily be done via piggy-back multibarrel electrodes. Here we describe how to manufacture them and use them during auditory recordings.

Fabricação e utilização Piggy-back Multibarrel Eletrodos para<em&gt; Em vivo</em&gt; As manipulações farmacológicas de respostas neurais

In vivo recordings from single neurons allow an investigator to examine the firing properties of neurons, for example in response to sensory stimuli. ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Prosencéfalo gravação eletrofisiológico em larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Gravação eletrofisiológica no cérebro de Intacta Zebrafish Adulto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

Eletrofisiológica Gravação De<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Prove sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Método eletrofisiológico para respostas gravação intracelular de tensão<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorreceptores e Interneurônios à luz Estímulos<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.