Die Autoren erkennen die Unterstützung des Australian Research Council durch das Kompetenzzentrum für Elektro-Materialien Wissenschaft.

Das Protokoll wurde von der La Trobe University (09-28P) und RMIT University Tierethikkommissionen (1315) genehmigt worden. 1. Vorbereitung der Elektrode und Vorläufige in vitro Test <ol><li> Bereiten Elektrodenbeschichtung Ablagerung Lösungen, zum Beispiel 10 mM 3,4-Ethylendioxythiophen (EDOT) und 0,1 M Natrium-para-Toluensulfonat (Na 2 Punkte) zu Poly-3 ,4-ethylendioxythiophen-PTS (PEDOT-Punkte) zu bilden. </li><li> Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten. </li><li> Legen Sie das Elektrodenarray in die Beschichtungslösung und festklemmen. </li><li> Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Beschichtungslösung und die Verbindung zu einem Potentiostaten. </li><li> Mit den Potentiostaten Kaution Beschichtungen auf den gewünschten Elektroden. Abscheidungsbedingungen (Potential, Strom und Zeit) werden in Abhängigkeit von den gewünschten Beschichtungen variieren. Für PEDOT-pTS Beschichtungen, eine angewandte potential von 1 V für 15, 30, 45 oder 60 Sekunden verwendet wurde. Vier Elektroden, die auf das Array mit der Beschichtung in einer versetzten Konfiguration (Fig. 1) aufgetragen werden. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Abscheidungslösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen. </li><li> Wiederholen Sie den Beschichtungsverfahren mit anderen Materialien, wie gewünscht. </li><li> Bereiten In-vitro-Testlösung (0,3 M Di-Natriumphosphat (Na 2 HPO 4) in VE-Wasser). </li><li> Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten. </li><li> Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen. </li><li> Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und eine Verbindung zu einem Potentiostaten. </li><li> Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 00,8 auf -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec) auf allen Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen. </li><li> Führen Sie bei Bedarf weitere Analysen wie optische Mikroskopie. </li><li> Speicher-Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um eine Beschädigung und Verschlechterung der Elektrodenoberflächen zu verhindern. </li></ol> 2. Elektrodenimplantations <ol><li> Wiegen Sie die Ratte. </li><li> Injizieren Urethan (20% w / v in destilliertem Wasser, 1,3 g / kg ip) bei Nichtrück Anästhesie. </li><li> Stellen Sie sicher, Anästhesie Beginn durch Testen auf einer Zehe Prise Rückzug Reflex. Wenn Anästhesie nicht ausreichen, sollten zusätzliche Dosen verabreicht werden Urethan (0,3 g / kg ip). </li><li> Bewerben Auge Schmiermittel und dann rasieren den Kopf des einimal. </li><li> Legen Sie das Tier in Bauchlage auf einem homöothermen Platte und legen Sie eine rektale Sonde (37,5 ° C). </li><li> Legen Sie ein Ohr bar in die etwa erwarteten endgültigen Position innerhalb der stereotaktischen Rahmen, und stellen Sie dann das Tier, um das Ohr Bar im äußeren Gehörgang zu positionieren. </li><li> Richten Sie den zweiten Ohrbügel in der kontralateralen äußeren Gehörgang. Verschieben des Tieres in den Ohrstangen mit dem Zahnhalter auszurichten. </li><li> Mit Rattenzahnzange, öffnen Sie das Tier Kiefer, haken die oberen Schneidezähne über die Zahnhalter und klemmen Sie die Nase an Ort und Stelle. </li><li> Erstelle einen Einschnitt in der Haut des Kopfes, etwa 1 mm nach rechts von der Mittellinie und von 10 mm bis 10 mm rostral Schwanz von Lambda. </li><li> Fahren Sie die Haut und Muskeln seitlich aus dem Einschnitt, den parietalen und interparietal Knochen Mit 20% iger Wasserstoffperoxidlösung und eine Gaze aussetzen, reiben Sie die Oberfläche des freigelegten Knochen. </li><li> Bohren Sie ein Loch von etwa3 mm 2 in der interparietal Knochen nahe Lambda und der Mittellinie wie möglich und entfernen Sie die Knochen-Stecker. Mit einer sterilen Kochsalzlösung, spülen Sie das Loch, um jeden Knochen Staub oder Fragmente, die die Elektrode zu beschädigen, zu entfernen. </li><li> Mit stumpfen Schere stumpf, sezieren unter dem Genick und schaffen einen Hohlraum. Wickeln Sie ein Ag / AgCl-Draht in Watte, sättigen sie mit Kochsalzlösung und legen Sie dann die Referenzelektrode in den Hohlraum. </li><li> Einen Einschnitt in der Dura mater auf der Sagittalebene mit der Spitze einer Nadel. </li><li> Bringen Sie die Elektroden-Array an die Elektrode Manipulator und mit einem 19 ° Winkel rostro-kaudale stellen Sie ihre Position über der Öffnung. Fügen Sie manuell die Elektrode ca. 2 mm in das Gehirn in Richtung des Colliculus inferior. </li><li> Befestigen Sie den Lautsprecher an der linken Hohl Ohr-Bar. </li><li> Sicherstellen, dass der Verstärker eingeschaltet ist. Dann überprüfen Tier Anästhesie vor der Versiegelung die Aufnahmekammer. </li></ol> 3.In-vivo-Tests <ol><li> Geben Sie weißes Rauschen Bursts (Gaussian verteilt Lärm, 1-44 kHz, 10 ms Anstiegs-Abfallzeit) und überwachen die Aktivitäten auf jeder Elektrode. Die maximale Geschwindigkeit, mit der platzt geliefert werden sollte ist eine Burst alle 200 msec. </li><li> Mit dem motorisierten Microdrive, langsam legen Sie die Elektroden-Array, bis akustisch getragene Tätigkeit basiert auf den drei am meisten distalen Elektroden auf jeder Schaft aufgezeichnet (die Anzahl und Position der Elektroden Aufzeichnungsaktivität kann mit Platzierung der Elektroden oder Elektroden-Design variieren). </li><li> Führen Sie die akustische Stimulation-Protokoll mit 300 Wiederholungen von 50 msec weißes Rauschen Bursts (Gauß-verteiltem Rauschen, 1-44 kHz, 10 ms Anstiegs-Abfallzeit) mit einer 1 Sek. Wiederholungsrate bei 70 dB, und notieren Sie die Mehrfach-Aktivität an jeder Elektrode ( 24,4 kHz Samplingrate). </li><li> Langsam legen Sie die Elektrodenanordnung weitere 200 μ m in den IC, um jede Elektrode in etwa die gleiche Position wie die mehr distalen Elektrode von th positionierenE anfänglichen Aufnahmeposition. </li><li> Wiederholen Sie die akustische Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll. </li><li> Weiterhin Einsetzen der Elektrodenanordnung in 200 μ m und Durchführen der Schritte akustische Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll, bis alle Elektroden akustisch angetrieben Aktivität von mindestens 3 Stufen (typischerweise 8-12 Elektrodenpositionen insgesamt) aufgezeichnet. </li><li> Fahren Sie das Elektrodenarray in 200 μ m-Schritte und weiter die Durchführung der akustischen Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll, bis der erste Elektrodenarray Position erreicht ist. </li><li> Das Elektrodenarray vorsichtig von Hand zurückzuziehen. </li><li> Spritzen Sie eine Überdosis Natrium-Pentobarbital (Lethobarb, 200 mg / kg ip), das Tier einschläfern. </li><li> Vorsichtig spülen Sie die Elektrodenarray mit destilliertem Wasser. Dann speichern Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um Schäden und Abbau der Elektrodenoberflächen zu verhindern. </li></ol> 4. Post-Implantation in vitro Testing <ol><li> Vorsichtig spülen Sie die Elektrodenarray mit destilliertem Wasser, um Verunreinigungen zu entfernen. </li><li> Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten. </li><li> Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen. </li><li> Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und die Verbindung zum Potentiostaten. </li><li> Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 0,8 bis -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec ) für alle Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen. </li><li> Pschnüren das Elektrodenarray in einer enzymatischen Reinigungslösung für 24 Stunden. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Lösung und spülen mit destilliertem Wasser. </li><li> Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten. </li><li> Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen. </li><li> Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und die Verbindung zum Potentiostaten. </li><li> Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 0,8 bis -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec ) für alle Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung undsanft mit deionisiertem Wasser abspülen. </li><li> Speicher-Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um eine Beschädigung und Verschlechterung der Elektrodenoberflächen zu verhindern. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

Dieses Protokoll liefert ein Verfahren für den Vergleich von neuralen Aufzeichnungselektrodenbeschichtungen in einem Tier. Die Elektrodenkonstruktion verwendet wird, ist ideal für die Implantation in einem Ratten Colliculus inferior (IC), mit Abmessungen von einer ähnlichen Größenordnung. Variationen dieses Elektrode, wie mehr Platz zwischen Schäfte würde verhindern, dass alle Schäfte in der Ratte IC in der gleichen Zeit, während längere Schenkel und einen größeren Abstand zwischen den Elektroden zu erhöhen...

Nervenimplantate werden zunehmend für die Forschung verwendet werden, die Steuerung der Prothetik und der Behandlung von Erkrankungen, wie Parkinson-Krankheit, Epilepsie und sensorischen Verlust 1,2. Messen und / oder Steuern sowohl der chemischen und elektrischen Zusammensetzung des Gehirns ist die Basis für alle Nervenimplantate. Jedoch ist es wichtig, eine Behandlung, nur wenn das neuronale Gewebe in aberranten Zustand Nebenwirkungen reduzieren 3 verabreichen. Zum Beispiel Gehirnstimulatoren für Epilepsie-Behandlung sollte nur einen elektrischen Impuls an das Gehirn während einer Beschlagnahme gelten. Einige Nebenwirkungen können Dystonie, Gedächtnisverlust, Verwirrtheit, Beeinträchtigung der kognitiven Funktion, induziert Halluzinationen, Depressionen oder Anti-Depression 3,4 sein. In vielen Geräten ist ein geschlossenes Kreislaufsystem daher erforderlich, die elektrische Aktivität zu erfassen und Stimulation ausgelöst wird, wenn ein anormaler Zustand festgestellt wird. Aufnahme Elektroden werden auch verwendet, um zu steuern proprothetischen Geräte. Es ist kritisch, um die Ziel neuronale Aktivität mit der höchstmöglichen Signal-zu-Rausch-Verhältnis, um die genaueste Auslösung und Gerätesteuerung zu erreichen aufzuzeichnen. Ein großes Signal-zu-Rausch-Verhältnis ist auch für Forschungsanwendungen sehr wünschenswert, da mehr zuverlässige Daten erhalten werden können, was zu weniger Testpersonen erforderlich. Dies ermöglicht auch ein besseres Verständnis der Mechanismen und Signalwege in neuronalen Stimulation und Aufzeichnung beteiligt. Nach ein neuronales Implantat in das Gehirn platziert worden sind, wird eine Immunantwort ausgelöst 5,6. Der Zeitverlauf der Reaktion ist im allgemeinen in akuten und chronischen Phasen unterteilt, die jeweils aus verschiedenen biologischen Prozessen 7. Die Immunantwort kann dramatische Auswirkungen auf die Leistung des Implantats, wie z. B. Isolierung von den Elektroden von den Zielneuronen durch Einkapselung in einer glialen Narbe oder chemischen Abbau der Implantatmaterialien 8 haben.Dies kann das Signal-zu-Rausch-Verhältnis eines Aufzeichnungselektrode und die Ausgangsleistung einer Stimulationselektrode und zum Ausfall der Elektrode 9 zu reduzieren. Die sorgfältige Auswahl der Implantat-Design und Materialien sind notwendig, um über die Implantatversagen Lebenszeit zu verhindern. Viele verschiedene Materialien und Implantat-Designs sind kürzlich entwickelt worden, um das Signal-zu-Rausch-Verhältnis und Stabilität des Implantats für neuronale Aufnahme zu verbessern. Elektrodenmaterialien sind Platin, Iridium, Wolfram, Iridiumoxid, Tantaloxid, Graphen, Kohlenstoff-Nanoröhren, dotierte leitende Polymere und kürzlich Hydrogele enthalten. Getestet Substratmaterialien gehören auch Silizium, Siliziumoxid, Siliziumnitrid, Seide, Teflon, Polyimid und Silikon. Verschiedene Modifikationen Elektrode wurden ebenfalls untersucht, unter Verwendung von Beschichtungen, wie Laminin, Neurotrophine oder selbstorganisierte Monolagen und Anwendungen mit elektrochemischen, Plasma und optische Techniken. Implantatdesign-, 2 - oder 3-dimensional mit den Elektroden in der Regel an der Spitze eines isolierenden Sonde oder an der Kante eines Schaftes zum Durchdringen von Elektroden oder in einem 2-dimensionalen Array für Kortexoberfläche Implantate s könnte 1 sein. Unabhängig von Elektroden-Design oder Material hat typischerweise bisherigen Literatur demonstriert die Leistungsfähigkeit des neuen Implantats ohne Bezugnahme auf andere Implantat-Konstrukte. Dies verhindert, dass eine systematische Bewertung ihrer Eigenschaften. Dieses Protokoll liefert ein Verfahren für den Vergleich verschiedener Elektrodenmaterialien über eine Reihe von analytischen und elektrophysiologischen Techniken. Es ist auf einem kürzlich erschienenen Artikel, die 4 verschiedene dotierte leitende Polymerbeschichtungen (Polypyrrol (ppy) und Poly-3 ,4-ethylendioxythiophen (PEDOT) mit Sulfat-dotierte (SO 4) oder p-Toluolsulfonat (PTS)) und 4 verglichen basierend unterschiedliche Beschichtungsdicken 10. Dieser Artikel gefunden, ein Material, PEDOT-pTS mit einem 45 sec Abscheidungszeitden höchsten Signal-zu-Rausch-Verhältnis und Spike Zahl mit der kleinsten Grundrauschen und dass diese Parameter waren abhängig von der Elektrodenimpedanz. PEDOT-pTS angezeigt auch überlegen akuten Biostabilität Vergleich zu den anderen dotierten leitenden Polymeren und nackten Iridium-Elektroden. Das Protokoll ermöglicht die kritischen Parameter, die die Signal-zu-Rausch-Verhältnis und die Stabilität bestimmt und verwendet, um die Leistung der neuronalen Aufnahme Elektroden weiter zu verbessern.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

Neue Materialien und Designs für Neuroimplantate werden in der Regel getrennt geprüft werden, mit einer Demonstration von Leistung, aber ohne Bezug auf andere Implantateigenschaften. Dies verhindert eine rationale Auswahl eines bestimmten Implantats als optimal für eine bestimmte Anwendung und der Entwicklung von neuen Materialien auf der Basis der kritischen Leistungsparameter. Dieser Artikel entwickelt ein Protokoll für die in vitro-und in vivo-Tests von neuralen Aufzeichnungselektroden. Empfohlene Parameter für elektrochemische und elektrophysiologische Tests sind mit die wichtigsten Schritte und mögliche Probleme diskutiert dokumentiert. Diese Methode eliminiert oder reduziert die Auswirkungen von vielen in einfacher in-vivo-Tests Paradigmen, vor allem Schwankungen in Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tier und Modellen vorhanden systematische Fehler. Das Ergebnis ist eine starke Korrelation zwischen der kritischen in vitro-und in vivo-Reaktionen, wie z. B. Impedanz und signal-Rausch-Verhältnis. Dieses Protokoll kann leicht an andere Elektrode Materialien und Designs zu testen. Die in-vitro-Techniken können zu jedem anderen zerstörungsfreien Methode erweitert, um weitere wichtige Leistungsindikatoren zu bestimmen. Die zur chirurgischen Ansatz in der Hörbahn verwendeten Prinzipien können auch auf andere Regionen oder neuralen Gewebes verändert werden.

Eine typische Elektrodenanordnung für diese verwendete Experimentalprotokoll ist in Fig. 1 gezeigt. Es gibt 32 Iridium-Elektroden auf 4 Schäfte mit 413 μ m 2 Nenn geometrische Fläche und einem 200 μ m Steigung. Jede zweite Elektrode auf dem Array ist mit einem von vier unterschiedlichen Elektrodenbeschichtungen mit 1-4 beschichtet wurde. Die Lacke wurden im Hinblick auf ihre chemische, mechanische und elektrochemische Eigenschaften gewählt. Wie bereits erwähnt, 1...

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A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Verschiedene Elektrodenbeschichtungen beeinflussen neuronale Aufnahmeleistung durch Änderungen an elektrochemischen, chemischen und mechanischen Eigenschaften. Vergleich der in vitro-Elektroden ist relativ einfach, jedoch Vergleich der in vivo-Reaktion wird typischerweise durch Variationen Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tieren und kompliziert. Dieser Artikel bietet eine robuste Methode, um neuronale Aufzeichnungselektroden vergleichen.

Eine Methode zur systematischen Elektrochemische und elektrophysiologische Bewertung der Neural Aufzeichnungselektroden

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

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JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Aufrufe.  La Trobe University.  Verschiedene Elektrodenbeschichtungen beeinflussen neuronale Aufnahmeleistung durch Änderungen an elektrochemischen, chemischen und mechanischen Eigenschaften. Vergleich der in vitro-Elektroden ist relativ einfach, jedoch Vergleich der in vivo-Reaktion wird typischerweise durch Variationen Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tieren und kompliziert. Dieser Artikel bietet eine robuste Methode, um neuronale Aufzeichnungselektroden vergleichen. 